Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Multi-systeem monitoring voor identificatie van aanvallen, hartritmestoornissen en apneu bij bewuste ingehouden konijnen

5.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62256

⸱

27 maart 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Upstate Medical University, 2Department of Neurology, Upstate Medical University, 3Strong Epilepsy Center, Departments of Neurology, Anesthesiology / Perioperative Medicine, & Pediatrics, University of Rochester Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Met behulp van gelijktijdige video-EEG-ECG-oximetrie-capnografie ontwikkelden we een methodologie om de gevoeligheid van konijnenmodellen te evalueren om uitgelokte hartritmestoornissen en aanvallen te ontwikkelen. Dit nieuwe opnamesysteem creëert een platform om de werkzaamheid en veiligheid van therapieën te testen en kan de complexe cascade van multi-systeemgebeurtenissen vastleggen die culmineren in plotselinge dood.

Samenvatting

Patiënten met ion channelopathieën lopen een hoog risico op het ontwikkelen van aanvallen en fatale hartritmestoornissen. Er is een hogere prevalentie van hartaandoeningen en hartritmestoornissen bij mensen met epilepsie (d.w.z. epileptisch hart.) Bovendien zijn cardiale en autonome stoornissen gemeld rond aanvallen. 1:1.000 epilepsiepatiënten per jaar sterven aan plotselinge onverwachte dood bij epilepsie (SUDEP). De mechanismen voor SUDEP blijven onvolledig begrepen. Elektro-encefalogrammen (EEG) en elektrocardiogrammen (ECG) zijn twee technieken die routinematig worden gebruikt in de klinische setting om de substraten/triggers voor aanvallen en hartritmestoornissen te detecteren en te bestuderen. Hoewel veel studies en beschrijvingen van deze methodologie bij knaagdieren zijn, verschilt hun cardiale elektrische activiteit aanzienlijk van die van mensen. Dit artikel geeft een beschrijving van een niet-invasieve methode voor het opnemen van gelijktijdige video-EEG-ECG-oximetrie-capnografie bij bewuste konijnen. Omdat de cardiale elektrische functie vergelijkbaar is bij konijnen en mensen, bieden konijnen een uitstekend model van translationele diagnostische en therapeutische studies. Naast het methodiek voor data-acquisitie, bespreken we de analytische benaderingen voor het onderzoeken van neuro-cardiale elektrische functie en pathologie bij konijnen. Dit omvat aritmiedetectie, spectrale analyse van EEG en een aanvalsschaal ontwikkeld voor ingehouden konijnen.

Inleiding

Elektrocardiografie (ECG) wordt routinematig gebruikt in de klinische setting om de dynamiek van cardiale elektrische geleiding en het elektrische activerings-herstelproces te beoordelen. ECG is belangrijk voor het detecteren, lokaliseren en beoordelen van het risico op hartritmestoornissen, ischemie en infarcten. Meestal worden elektroden op de borst, armen en benen van de patiënt aangebracht om een driedimensionaal beeld van het hart te geven. Een positieve doorbuiging wordt geproduceerd wanneer de richting van myocarddepolarisatie naar de elektrode is gericht en een negatieve afbuiging wordt geproduceerd wanneer de richting van myocarddepolarisatie weg is van de elektrode. Electrografische componenten van de hartcyclus omvatten atriale depolarisatie (P-golf), atriale-ventriculaire geleiding (P-R-interval), ventriculaire excitatie (QRS-complex) en ventriculaire repolarisatie (T-golf). Er zijn grote overeenkomsten in ECG en actiepotentiaalmaatregelen bij veel zoogdieren, waaronder mensen, konijnen, honden, cavia's, varkens, geiten en paarden1,2,3.

Konijnen zijn een ideaal model voor cardiale translationele onderzoek. Het konijnenhart is vergelijkbaar met het menselijk hart in termen van ionenkanaalsamenstelling en actiepotentiaaleigenschappen2,4,5. Konijnen zijn gebruikt voor de generatie van genetische, verworven en door geneesmiddelen geïnduceerde modellen van hartaandoeningen2,4,6,7,8. Er zijn grote overeenkomsten in het cardiale ECG en de mogelijke reactie op geneesmiddelen bij mensen en konijnen7,10,11.

De hartslag en het cardiale elektrische activeringsherstelproces is zeer verschillend bij knaagdieren, in vergelijking met konijnen, mensen en andere grotere zoogdieren12,13,14. Het knaagdierhart klopt ~ 10 keer zo snel als mensen. In tegenstelling tot het iso-elektrische ST-segment in ecg's voor mensen en konijnen is er geen ST-segment bij knaagdieren14,15,16. Knaagdieren hebben ook een QRS-r' golfvorm met een omgekeerde T-golf14,15,16. Metingen van het QT-interval zijn zeer verschillend bij knaagdieren versus mensen en konijnen14,15,16. Bovendien zijn normale ECG-waarden zeer verschillend bij mensen versus knaagdieren12,15,16. Deze verschillen in de ECG-golfvormen kunnen worden toegeschreven aan verschillen in de actiepotentiaalmorfologie en de ionenkanalen die cardiale repolarisatiestimuleren 9,14. Terwijl de voorbijgaande uitgaande kaliumstroom de belangrijkste repolariserende stroom is in de korte (niet-dome) cardiale actiepotentiaalmorfologie bij knaagdieren, is er bij mensen en konijnen een grote fase-2 koepel op het actiepotentieel, en de vertraagde gelijkrichterkaliumstromen (IKr en IKs) zijn de belangrijkste repolariserende stromen bij mensen en konijnen4,9,13,17. Belangrijk is dat de expressie van IKr en IKs afwezig/minimaal is bij knaagdieren, en vanwege de temporele activeringskinetiek van IKr en IKs heeft het geen rol in de cardiale actiepotentiaalmorfologie9,13. Konijnen bieden dus een meer translationeel model voor het beoordelen van de mechanismen voor door geneesmiddelen geïnduceerde, verworven en erfelijke ECG-afwijkingen en hartritmestoornissen4,7,13. Aangezien talrijke studies vervolgens de aanwezigheid hebben aangetoond van zowel neuronale als cardiale elektrische afwijkingen in het primaire hart (Long QT-syndroom18,19,20) of neuronale ziekten (epilepsie21,22,23,24),is het belangrijk om de onderliggende mechanismen te bestuderen in een diermodel dat de menselijke fysiologie nauw reproduceert. Hoewel knaagdieren voldoende kunnen zijn om het menselijk brein te modelleren, zijn knaagdieren geen ideaal model van menselijke hartfysiologie7.

Elektro-encefalografie (EEG) maakt gebruik van elektroden, meestal geplaatst op de hoofdhuid of intracranially, om corticale elektrische functie vast te leggen. Deze elektroden kunnen veranderingen in de vuursnelheid en synchroniciteit van groepen nabijgelegen piramidale neuronen in de hersenschors detecteren25. Deze informatie kan worden gebruikt om de cerebrale functie en de toestand van de wakkere/slaap te beoordelen. EEGs zijn ook nuttig om epileptiforme activiteit te lokaliseren en epileptische aanvallen te onderscheiden van niet-epileptische gebeurtenissen (bijv. psychogene niet-epileptiforme activiteit en cardiogene gebeurtenissen). Om het epilepsietype, provocerende factoren en de oorsprong van de aanval te diagnosticeren, worden epilepsiepatiënten onderworpen aan verschillende manoeuvres die een aanval kunnen veroorzaken. Verschillende methoden omvatten hyperventilatie, fotische stimulatie en slaaptekort. Dit protocol toont het gebruik van fotische stimulatie aan om EEG-afwijkingen en aanvallen bij konijnen26,27,28,29te induceren .

Gelijktijdige video-EEG-ECG-opnames zijn uitgebreid gebruikt bij mensen en knaagdieren om gedrags-, neuronale en cardiale activiteit te beoordelen tijdens de pre-ictale, ictale en post-ictaletoestanden 30. Hoewel verschillende studies EEG- en ECG-opnamen afzonderlijk hebben uitgevoerd bij konijnen4,31,32,33, is een systeem voor het verkrijgen en analyseren van gelijktijdig video-EEG-ECG bij het bewust ingehouden konijn niet goed ingeburgerd34. Dit artikel beschrijft het ontwerp en de implementatie van een protocol dat gelijktijdige video-EEG-ECG -capnografie-oximetriegegevens bij bewuste konijnen kan opnemen om de neuro-cardiale elektrische en ademhalingsfunctie te beoordelen. Resultaten verzameld met deze methode kunnen wijzen op de gevoeligheid, triggers, dynamiek en concordantie tussen hartritmestoornissen, aanvallen, ademhalingsstoornissen en fysieke manifestaties. Een voordeel van ons experimentele systeem is dat we bewuste opnames maken zonder dat er een kalmerend middel nodig is. De konijnen blijven ≥5 uur in de restrainers, met minimale beweging. Omdat anesthetica neuronale, cardiale, respiratoire en autonome functie storen, leveren opnames tijdens de bewuste toestand de meest fysiologische gegevens op.

Dit registratiesysteem kan uiteindelijk gedetailleerde inzichten bieden om het begrip van de neurologische, cardiale en ademhalingsmechanismen voor plotselinge onverwachte dood bij epilepsie (SUDEP) te bevorderen. Naast de hierboven beschreven neurologische en cardiale controle heeft recent bewijs ook de rol van respiratoir falen als mogelijke bijdrage aan plotselinge dood na een aanval35,36ondersteund . Om de ademhalingsstatus van de konijnen te controleren, werdenoximetrie en capnografie geïmplementeerd om de status van het ademhalingssysteem voor, tijdens en na een aanval te evalueren. Het hier gepresenteerde protocol is ontworpen met als doel de drempel voor farmacologisch en fotische stimuli geïnduceerde konijnenvangsten te beoordelen. Dit protocol kan subtiele EEG- en ECG-afwijkingen detecteren die mogelijk niet leiden tot fysieke manifestaties. Bovendien kan deze methode worden gebruikt voor hartveiligheid en anti-aritmische werkzaamheidstests van nieuwe geneesmiddelen en apparaten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health (NIH) en het Upstate Medical University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Bovendien is een overzicht van dit protocol opgenomen in figuur 1.

1. Voorbereiden van opnameapparatuur

  1. Sluit de computer aan op een versterker met een 64-pins headbox.
    OPMERKING: Elk dier heeft vier rechte subdermale hoofdhuidpenelektroden (7 of 13 mm) voor EEGs uit de 4 kwadranten van het hoofd, 3 gebogen subdermale borstpenelektroden (13 mm, 35° hoek) voor ECG (driehoek van Einthoven), 1 gebogen subdermale pin gemalen elektrode op het rechterbeen en 1 rechte subdermale hoofdhuidpenelektrode in het midden van het hoofd dient als referentie.
  2. Om van elke 8e pin op de headbox een referentie te maken, werkt u de instellingen van de acquisitiesoftware, het acquisitietabblad bij, zodat de referentie-elektrode "Onafhankelijk" is (d.w.z. onderzoeksmodus).
    OPMERKING: Dit maakt opnames van maximaal 7 dieren tegelijk mogelijk, elk met 7 elektroden plus een speciale referentie-elektrode en een aardelektrode, allemaal via één versterker, digitizer en computer. Alle elektroden worden verkregen als unipolaire kanalen en vergeleken met de referentie (midden van het hoofd.) Tijdens of na de opname kunnen extra bipolaire en augmented leadconfiguraties/montages worden ingesteld. Aangezien de opstelling de mogelijkheid heeft om van meerdere dieren tegelijk op te nemen, wordt een grondelektrode van elk dier parallel aan de massa-ingang op de versterker aangesloten (Figuur 2).
  3. Verwijder konijnen uit hun kooi en weeg ze om de juiste medicijndosis voor elk dier te berekenen. Plaats de konijnen in een transportdrager en breng ze naar een aparte ruimte om stress voor niet-experimentele dieren te minimaliseren. In deze studie werden mannelijke en vrouwelijke Nieuw-Zeelandse witte konijnen en hun daaropvolgende nakomelingen gebruikt. Experimenten werden uitgevoerd op konijnen > leeftijd van 1 maand. Op het moment van het experiment wogen deze konijnen tussen de 0,47 – 5,00 kg.
    OPMERKING: Aangezien de konijnen zich in dezelfde kamer en met het oog op de camera moeten zijn, moet u de konijnen niet volledig isoleren. Er is het potentieel voor visuele en auditieve manifestaties van het ene konijn dat een ander konijn benadrukt. Daarom is het ideaal om één konijn tegelijk in de kamer te hebben, wat wordt gedaan voor de fotische stimulatie-experimenten. Voor alle andere experimenten worden de konijnen zoveel mogelijk uit elkaar gehouden, terwijl ze allemaal in het zicht van de videocamera blijven. Idealiter worden barrières gebruikt of wordt slechts één dier tegelijk bestudeerd. Dit was geen grote confounder omdat dehartslag van de konijnen vrij stabiel bleef tijdens de experimenten en er de frequente aanwezigheid van slaapspindels was. Opnames van meerdere dieren tegelijkertijd verzekeren dat zowel controle- als testdiergegevens onder dezelfde omgevingsomstandigheden worden verkregen.

2. Implanteren van EEG-ECG elektroden en het bevestigen van ademhalingsmonitoren

  1. Verwijder één konijn uit de transportdrager en plaats het in de schoot van een zittende onderzoeker.
  2. Houd het konijn verticaal en houd het dicht bij het lichaamvande onderzoeker.
  3. Laat het konijn in een liggende positie zakken, met hethoofdvan het konijn op de knieënvande onderzoeker en het hoofdvanhet konijn lager dan de rest van zijn lichaam.
    OPMERKING: Deze manoeuvre ontspant het dier en minimaliseert de kans dat het probeert te bewegen of te ontsnappen tijdens het plaatsen van de elektroden.
  4. Nu het konijn in een liggende positie is vastgezet, vraagt u een tweede onderzoeker om de vacht te verspreiden totdat de huid kan worden geïdentificeerd en geïsoleerd van het onderliggende weefsel.
  5. Plaats 35° gebogen elektroden subderaal in elke oksel (figuur 3A).
    OPMERKING: De elektroden moeten zo worden doorgedrukt dat ze stevig in de huid worden gehaakt, maar niet diepere structuren binnendringen. Als de elektrode in- en uit de huid komt (door en door) verkleint u de kans dat de kabels losraken bij het plaatsen van het konijn in de beperkende of als het tijdens het experiment beweegt (figuur 3B). Alle elektroden worden voorafgaand aan de plaatsing gesteriliseerd met 70% ethanol.
  6. Plaats de leads op de borstposter naar de rechter- en linker voorpoten en op de buik voorste naar de linker achterpoot. Plaats een grondpen-elektrode voorste op de rechter achterpoot op de buik (figuur 4A).
  7. Zodra alle ECG-kabels goed zijn geplaatst, brengt u het konijn terug naar een gevoelige positie, waarbij de kabels aan één kant van de buik van het konijn lopen en brengt u het konijn over in een op de juiste maat geschikte restrainer (bijv. 6" x 18" x 6").  Wanneer u het konijn in de restrainer plaatst, trekt u de losse draad omhoog om te voorkomen dat het konijn de elektroden met zijn poten eruit trekt. Plak de draden aan de zijkant van de spanband zodat ze tijdens het experiment niet onder het konijn vast komen te zitten (figuur 4B).
  8. Zet het konijn vast in de sluiting door het beveiligingssysteem rond de nek te laten zakken en op zijn plaats te vergrendelen. Beweeg bovendien de achterpoten onder het dier omhoog en zet de achterste riem vast.
    OPMERKING: Men moet 1-2 vingers in de ruimte onder de nek kunnen passen om ervoor te zorgen dat deze niet te strak zit. Vooral tijdens experimenten waarbij motorische beweging kan zijn, is het belangrijk om de beperking aan te halen om beweging, mogelijke ruggenmergletsels, ontwrichting van de ledematen en het vermogen om de achterste beperking eruit te schoppen te minimaliseren (figuur 4B). Konijnen zijn gedurende ~ 5 uur in de restrainer gehouden zonder problemen met betrekking tot verhoogde beweging of tekenen van uitdroging.
    1. Voor kleine konijnen (bijv. minder dan 2 maanden) plaatst u een rubberen boosterpad onder het dier om het konijn op te voeden, waardoor het konijn zijn nek niet op de bodem van de hoofdsteun kan laten rusten (figuur 4C).
      OPMERKING: Een plotselinge daling van de ademhaling en hartslag kan secundair zijn aan nekimpingement. Als dit gebeurt, maakt u de nekreminrichting los en tilt u het hoofdvanhet konijn op om eventuele nekcompressie te verlichten.
    2. Wanneer de achterste beveiligingssysteem de rug/ wervelkolom van het konijn niet nauw traceert, plaatst u een PVC-afstandscamera om beweging te voorkomen die ruggenmergletsels kan veroorzaken.
      OPMERKING: Bijvoorbeeld, ~14 cm lang x 4" binnendiameter PVC pijp, met de onderste 25-33% verwijderd kan worden geplaatst over het konijn met schuim om de juiste terughoudendheid te bieden (Figuur 4C).
  9. Nu het konijn stevig in de beperkende plaats is geplaatst, plaatst u de 7-13 mm subdermale rechte penelektroden in de hoofdhuid (afbeelding 3A). Gebruik een hoek van 45° van binnenkomst, voer de draden tussen de oren en bevestig de draden losjes aan de beperkende achter het hoofd om de plaatsing van het lood te behouden. Plaats 5 EEG-kabels in de volgende posities: rechter voorste, linker voorste, rechter achterhoofd, linker achterhoofd en een centrale referentie (Cz) lood op het punt tussen de andere 4 kabels (Figuur 4D).
    OPMERKING: Elektroden worden correct geplaatst wanneer ze in onderhuids weefsel tegen de schedel worden geplaatst. Deze plaatsing minimaliseert artefact van de neus, oren en andere omliggende spieren. Enig artefact van ritmische neusbeweging is onvermijdelijk. De voorste EEG-kabels moeten mediaal op de ogenvanhet konijn worden geplaatst en anterieure punten. De occipitale leads moeten vooraan in de oren worden geplaatst en zullen in de mediale richting wijzen. Cz wordt in het midden van de bovenkant van het hoofd geplaatst op een punt dat zich tussen alle 4 de elektroden bevindt (halverwege lambda en Bregma, langs de hechtlijn). De pen van de Cz-elektrode wijst anterieure.
    1. Geef de EEG-draden tussen de oren door, om te voorkomen dat het konijn de draden probeert te bijten.
  10. Bevestig de pulsoximeter plethysmograph aan het oor van het konijn over de marginale oorader.
    OPMERKING: Het kan nodig zijn om overtollig haar uit het oor te scheren om het signaal te verbeteren of wat gaas te gebruiken om de sensor op zijn plaats te houden.
    1. Zorg ervoor dat de hartslag op de plethysmografie correleert met de hartslag van het ECG en dat de zuurstofverzadiging wordt weergegeven (figuur 5C).
  11. Plaats het mondkapje voorzichtig met capnografieslangen over de mond en neus van het konijn(afbeelding 4H). Bevestig het mondkapje met een touwtje om het masker en bevestig beide uiteinden van de snaar aan de restrainer. Bevestig het andere uiteinde van de capnografieslang aan de vitale functiesmonitor.
    OPMERKING: Het is belangrijk om te voorkomen dat het touw tijdens het experiment over de ogen van het konijn ligt. Om dit te doen, plakt u de snaar in het midden van de restrainer tussen de oren van het konijn. Om het capnografiesignaal te verbeteren, maakt u een eenrichtingsklep met tape en een dun stuk nitril waarmee zuurstof het T-stuk kan binnendringen en zal het uitgeademde CO2 in de capnografiebuizen worden gesmeerd (figuur 4I).

3. Opname van video-EEG-ECG

  1. Voer video-EEG-ECG-opname uit met behulp van een in de handel verkrijgbaar EEG-software.
    OPMERKING: De biopotentiële kabels en video zijn tijd vergrendeld om later de elektrische en videosignalen te correleren (bijv. EEG-spike met een myoclonische schok).
  2. Bevestig optimale connectiviteit, zonder basislijnafwijking, geen elektrische ruis van 60 Hz en een hoge signaal-ruisverhouding. Zorg er met name voor dat elke fase van de hartgolfvorm kan worden gevisualiseerd op het ECG en dat de delta-, theta- en alfagolven niet visueel worden verduisterd door hoogfrequente ruis op het EEG.
    1. Als alle elektroden overmatige hoeveelheden geluid produceren, pas dan de centrale referentiekabel aan. Als slechts één elektrode overmatig luidruchtig is, duwt u die elektrode dieper in de huid of verplaatst u deze totdat er geen metaal is blootgesteld.
  3. Pas de video aan zodat alle konijnen tegelijkertijd kunnen worden gezien, wat de correlatie van motorische activiteit met EEG-bevindingen mogelijk maakt (Figuur 5A).
    OPMERKING: Het systeem biedt plaats aan gelijktijdige EEG/ECG/oximetrie/capnografie opnames van maximaal 7 konijnen.
  4. Start de basisregistratie van elk dier gedurende minimaal 10-20 minuten of totdat de hartslag stabiliseert tot een kalme ontspannen toestand (200-250 bpm) en de konijnen gedurende ten minste 5 minuten geen grote bewegingen vertonen. Verkrijg electrografische gegevens met volledige bandbreedte zonder filters. Om de gegevens beter te visualiseren stelt u het laagfrequente filter (=high pass filter) op 1 Hz en het hoogfrequente filter (=low pass filter) op 59 Hz in.
    OPMERKING: Een ander teken dat het konijn ontspannen is, is het begin van EEG-slaapspindels (later besproken).
  5. Voeg in realtime tijdgebonden notities toe tijdens het experiment om de timing van interventies (bijv. medicijnafgifte) en neuro-cardiale gebeurtenissen (bijv. EEG-spike, motorische aanvallen, ectopische beat en aritmieën) en motorische/ onderzoekerartefacten aan te geven.
    OPMERKING: Vanwege de frequentie die de onderzoeker nodig heeft om een interventie uit te voeren (bijv. fotische stimulatie, medicijnafgifte), om de stress van een onderzoeker die de kamer binnenkomt en verlaat en de deur opent / sluit, blijft de onderzoeker gedurende het hele experiment aan de andere kant van de kamer. De onderzoeker zit zo ver mogelijk van het dier en blijft stil en stil om mogelijk storen van de dieren te minimaliseren.

4. Experimentele protocollen

OPMERKING: Elk van de volgende experimenten wordt op afzonderlijke dagen uitgevoerd als ze op hetzelfde dier worden uitgevoerd. Er is een vertraging van 2 weken tussen de orale tests samengestelde drug studies, en de acute terminale pro-convulsieve drug studie. Indien nodig wordt het photic-stimulatie-experiment uitgevoerd, gevolgd door een wachttijd van 30 minuten en vervolgens de PTZ-geneesmiddelenstudie.

  1. Om de konijnen in staat te stellen te acclimatiseren in de restrainers en voor de onderzoeker om objectief stabilisatie van cardiorespiratoire snelheden te bevestigen, instrument alle konijnen met de cardiorespiratoire en neuronale sensoren en voer continue videobewaking uit gedurende > 1 uur, 1 - 3 keer per dier.
  2. Photic stimulatie experiment
    1. Plaats naast de hierboven beschreven methode een lichtbron met een cirkelvormige reflector van 30 cm voor het konijn op ooghoogte, waarbij de flitsintensiteit is ingesteld op het maximum (16 candela)29. De lichtbron wordt aangegeven door een witte stip in figuur 4E.
      OPMERKING: Een slecht verlichte ruimte moet worden gebruikt om de lichtgevoelige reactie uit telokken 37.
    2. Aangezien de ogen van hetkonijnzich aan de zijkant van het hoofd bevinden in plaats van aan de voorkant van zijn hoofd (zoals bij mensen), plaatst u 2 spiegels aan weerszijden van het konijn en 1 achter het konijn, zodat het licht de ogenvanhet konijn binnendringt.
      OPMERKING: Een platte spiegel van ≥ 20 cm hoog, met ≥ 120 cm lang creëert een driehoekig verblijf rond het konijn om ervoor te zorgen dat het knipperlicht in de ogenvanhet konijn komt, zoals te zien is in figuur 4E.
    3. Sluit de lichtbron aan op een controller met een instelbare snelheid, intensiteit en duur.
    4. Neem video op met een camera met een rood licht en infraroodopnamemogelijkheden.
    5. Stel de konijnen 30 s bloot aan elke frequentie met hun ogen open en vervolgens nog eens 30 s met een chirurgisch masker dat hun gezicht bedekt om bij elke frequentie oogsluiting te simuleren of te veroorzaken.
      OPMERKING: Eerdere studies hebben aangetoond dat oogsluiting de meest provocerende manoeuvre is voor het opwekken van lichtgevoeligheid voor epileptische aanvallen29. Bovendien vertoont 10% van de lichtgevoelige patiënten alleen elektro-encefalografische tekenen terwijl hun ogen gesloten zijn29. Een aanval kan klinisch worden geïdentificeerd door de aanwezigheid van myoclonische schokken van het hoofd en het hele lichaam, clonus of een tonicumtoestand te observeren. De EEG-opname wordt grondiger geanalyseerd op elektro-encefalografische correlatie (bijv. spikes, poly-spikes en ritmische ontladingen) met motorische manifestaties voor een definitieve diagnose van aanvalsactiviteit. Bewegingen waarbij het EEG wordt verduisterd door spierartefact of golven van onbepaalde epileptogeniciteit moeten ter bevestiging door een epileptoloog worden beoordeeld.
    6. Verhoog de fotische stimulatorfrequentie van 1 Hz naar 25 Hz in stappen van 2 Hz. Voer vervolgens hetzelfde fotostimulatieprotocol uit, maar verlaag deze keer de frequentie van 60 Hz naar 25 Hz in stappen van 5 Hz.
      OPMERKING: Als een konijn een aanval heeft, moet het experiment worden gestopt. Blijf het konijn 30 minuten in de gaten houden. Breng het konijn vervolgens terug naar de huiskamer en controleer elke 1 uur gedurende 3 uur op volledig herstel. Als de fotische stimulatie echter een fotoparoxysmale respons induceert, worden de rest van de stijgende frequenties overgeslagen en wordt de reeks opnieuw gestart door af te dalen van 60 Hz tot een andere fotoparoxysmale respons optreedt. Dit maakt het mogelijk om de bovenste en onderste fotische stimulatiedrempels te bepalen. Er is geen vertraging nodig omdat de fotoparoxysmale respons stopt nadat de fotische stimulatie is gestopt. Als het onduidelijk is of een fotoparoxysmale respons heeft plaatsgevonden, wordt de frequentie herhaald na een vertraging van 10 s38.
    7. Nadat het experiment is voltooid, verwijdert u EEG- en ECG-kabels van het konijn en brengt u het terug naar zijn thuiskooi voor routinematige verzorging door het personeel van de veehouderij.
  3. Orale toediening van medicijnen
    1. Zoals veel geneesmiddelen oraal worden ingenomen, bereid orale verbindingen door te mengen met appelmoes van voedselkwaliteit. Meng 0,3 mg/kg E-4031 in 3 ml appelmoes en laad in een orale/irrigatiespuit van 3 ml zonder naald.
      OPMERKING: Verschillende medicijnen kunnen op deze manier worden toegediend, waaronder testverbindingen, geneesmiddelen waarvan bekend is dat ze de QT-duur wijzigen (moxifloxacine of E-4031), en een negatieve controle of voertuig. Sommige geneesmiddelen zijn niet beschikbaar in een intraveneuze formulering. Bovendien worden veel medicijnen voorgeschreven in een orale formulering en daarom kan een intraveneuze toediening minder klinische relevantie hebben.
    2. Til de bovenlippen op en schuif de punt van de orale spuit in de zijkant van de mond van hetkonijn,die vrij is van de tanden van hetkonijn,en injecteer alle medicijnen en appelmoes in de mond van hetkonijn.
    3. Ga verder met de video-EEG-ECG-opname gedurende 2 uur en breng het dier vervolgens terug naar zijn thuiskooi voor routinematige verzorging.
    4. Sluit het konijn op de experimentele dag 2 en 3 aan op het video-EEG-ECG, neem 10-20 minuten basislijn op, injecteer vervolgens dezelfde medicatie en neem gedurende 2 uur op.
    5. Voer na 1 week washout 10-20 minuten baseline uit en geef elk konijn vervolgens een enkele dosis placebo gedurende 3 opeenvolgende dagen en registreer gedurende 2 uur.
      OPMERKING: Toediening van orale medicijnen kan worden ontworpen als een cross-over studie, waarbij de placebo wordt gegeven in week 1 en de medicatie in week 2.
  4. Intraveneus medicatie-experiment (Pentylenetetrazol, PTZ)
    1. Om de marginale oorader te visualiseren, scheert u het achterste oppervlak van het oor van hetkonijn. Gebruik een 70% ethanoldoekje om de plaats te desinfecteren en de marginale oorader te verwijden. Dit wordt aangegeven door het zwarte onderbroken ovaal in figuur 4F.
    2. Laat op dit punt één experimenteerder het gezichtvanhet konijn bedekken met hun hand om de stress van de procedure voor het konijn te verminderen. Een tweede experimenteerder cannuleert voorzichtig de marginale oorader met een steriele 25-G angiocatheter.
    3. Zodra de katheter in de ader zit, plaatst u een steriele injectieplug aan het einde van de katheter, zodat een naald intraveneus medicatie kan introduceren. De plaats van de injectieplug wordt aangegeven door een blauwe cirkel in figuur 4G.
    4. Maak een spalk door 4 x 4 inch gaas met tape te wikkelen zodat het een buisvorm vormt en in het oorvanhet konijn te plaatsen. Plak vervolgens de spalk op het oor zodat de katheter op zijn plaats wordt vastgezet en rechtop blijft staan, vergelijkbaar met het niet-katheteriseerde oor.
    5. Injecteer 1 ml 10 USP-eenheden per ml gepariniseerde zoutoplossing.
      OPMERKING: De katheter en het vat moeten zichtbaar vrij zijn van lucht en octrooi blijven. Als de katheter zich niet in het vat bevindt, zal de spuit niet gemakkelijk duwen en zal er een ophoping van zoutoplossing in het onderhuidse weefsel zijn.
    6. Geef konijnen intraveneus incrementele doses PTZ van 1 mg/kg tot 10 mg/kg in stappen van 1 mg/kg om de 10 minuten. Noteer aan het begin van elke dosis om aan te geven welk dier wordt geïnjecteerd en de concentratie van de medicatie.
      OPMERKING: Dit maakt het mogelijk om de acute en additieve effecten van PTZ-toediening te beoordelen. Als alternatief, om de chronische effecten van lage dosis PTZ verder te beoordelen, krijgt het konijn herhaalde doses bij elke lage dosisconcentratie, 7 doses bij 2 mg/kg, 3 doses bij 5 mg/kg, vervolgens 3 doses bij 10 mg/kg, elke dosis wordt gescheiden door 10 min.
    7. Controleer na elke dosis de video-EEG-ECG-capnografie-oximetrie zorgvuldig op neuro-cardiale elektrische en respiratoire afwijkingen en visueel bewijs van epileptiforme activiteit. Noteer deze wijzigingen in realtime en tijdens de post-analyse.
      OPMERKING: De aanvalsactiviteit begint vaak binnen 60 s na toediening van PTZ.

5.Conclusie van niet-overlevingsexperimenten.

  1. Als het konijn tijdens het PTZ-experiment geen plotselinge dood heeft ondervonden, moet 1 ml natriumpentobarbital van 1 ml natriumpentobarbital worden toegediend voor elke 4,54 kg lichaamsgewicht (of 1,5 ml aan alle konijnen), gevolgd door een spoeling van 1 ml normale zoutoplossing. Controleer het ECG om ervoor te zorgen dat het konijn een hartstilstand ondergaat.
  2. Zodra het konijn een hartstilstand ervaart, voer je snel een obductie uit om verschillende organen vers te isoleren, waaronder het hart, de longen, de lever, de hersenen, de skeletspieren en elk ander weefsel dat nodig is voor latere moleculaire / biochemische analyses.
  3. Gooi het konijn weg volgens het institutionele beleid.

6. Analyse van ecg

  1. Gebruik in de handel verkrijgbaar ECG-analysesoftware om het ECG visueel te inspecteren en om perioden van tachycardie, bradycardie, ectopische beats en andere hartritmestoornissen te identificeren (figuur 6). Om de hoeveelheid te controleren gegevens te verminderen, maakt u een tachogram, waarmee het gemak waarmee perioden van tachycardie, bradycardie of onregelmatigheden van het RR-interval kunnen worden geïdentificeerd, kan worden verhoogd.
    OPMERKING: ECG-afwijkingen (bijv. QT c-verlenging) en aritmieën worden handmatig geïdentificeerd door het ECG te controleren op afwijkingen in de snelheid (bijv. brady-/tachy-aritmieën), ritme (bijv. voortijdige boezem/ventriculaire complexen), geleiding (bijv. atrio-ventriculair blok) en golfvorm (bijv. niet-sinus-atriale Hartritmestoornissen kunnen worden gedetecteerd door het tachogram te controleren op onregelmatigheden in het RR-interval. Tachycardie kan worden geïdentificeerd aan de basis van secties van het tachogram waarbij de hartslag hoger is dan 300 slagen per minuut. Bradycardie wordt geïdentificeerd wanneer de hartslag minder dan 120 slagen per minuut op het tachogram is.
  2. Voer met behulp van in de handel verkrijgbaar ECG-analysesoftware standaard ECG-metingen (hartslag, hartcyclusintervallen) uit bij aanvang en bij provocatie (bijv. onderzoeker die het dier manipuleert, toediening van testmiddelen en door aanvallen veroorzaakte ECG-veranderingen).

7. Analyse van video-EEG

  1. Scrol visueel door de video- en EEG-tracing met behulp van commercieel beschikbare software om het basissignaal (figuur 7) en de aanwezigheid van verwachte EEG-ontladingen zoals slaapspindels (figuur 8) en hoekpuntgolven (figuur 9) te identificeren .
    OPMERKING: Hoewel electrografische gegevens met volledige bandbreedte zonder filters worden verkregen, moeten gegevens worden weergegeven met het laagfrequente filter (d.w.z. een hoogdoorlaatfilter) ingesteld op 1 Hz, en op basis van de stellingvanNyquist wordt het hoogfrequente filter (d.w.z. laagdoorlaatfilter) ingesteld op 120 Hz om te voorkomen dat een signaal ontbreekt. De filters kunnen worden aangepast om een betere visualisatie en ruisonderdrukking (bijv. 1-59 Hz) mogelijk te maken bij het beoordelen van de EEG-activiteit met een lagere frequentie (<25 Hz).
  2. Gebruik naast capnografiegolfvormen het artefact van de neusbeweging op het EEG om de aanwezigheid versus afwezigheid van ademhaling te bepalen. Dit kan ook worden gecorreleerd met neusbewegingen die op de video-opname te zien zijn.
  3. Scrol visueel door de video- en EEG-tracing met behulp van commercieel beschikbare software om epileptische versus niet-epileptische (bijv. bewuste) bewegingen te onderscheiden gedurende ten minste 1 minuut na elke dosis PTZ (Figuur 10). Scan op interictale epileptische ontladingen en op EEG-veranderingen voor, tijdens en na aanvallen. Een aanval kan klinisch worden geïdentificeerd door de aanwezigheid van myoclonische schokken van het hoofd en het hele lichaam, clonus of een tonicumtoestand met een EEG-correlaat te observeren. De EEG-veranderingen kunnen EEG-spikes, poly-spikes en ritmische ontladingen omvatten.
    OPMERKING: Bewegingen waarbij het EEG wordt verduisterd door spierartefact of golven van onbepaalde epileptogeniciteit moeten ter bevestiging door een neuroloog worden beoordeeld. Het kan voordelig zijn om de video op één konijn te richten om zijn gedrag, evenals zijn EEG- en ECG-opnamen, beter te bekijken (figuur 5B).
  4. Scoor het video-EEG voor aanvallen op basis van het type en de ernst van motorische manifestaties, die meestal binnen 1 minuut na PTZ-injectie optreden (Tabel 1).
  5. Analyseer na een photisch stimulatie-experiment de occipitale leads van het EEG op de aan- en afwezigheid van het occipitale rijritme door een spectrale analyseplot te maken in commercieel beschikbare EEG-analysesoftware. Het occipitale rijritme zal een piek in de spectrale analyse creëren die overeenkomt met de frequentie van de fotische stimulator (Figuur 11).
    OPMERKING: Fotische stimulatie kan harmonische frequentiepieken veroorzaken naast de piek van de fundamentele frequentie.

7. Analyse van de ademhalingsfunctie

  1. Bekijk de output van de vital signs monitor (figuur 4I) en exporteer het signaal voor verdere analyse.
  2. Let op de verandering in het ademhalingspatroon tijdens een aanval en na een aanval, vooral het tijdstip waarop apneu begint.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De hierboven beschreven methode is in staat om afwijkingen in het elektrische geleidingssysteem van de hersenen en het hart en ademhalingsstoornissen op te sporen. Een software voor het verzamelen van gegevens wordt gebruikt om de ECG-morfologie te beoordelen en abnormale hartslagen, geleidingsstoornissen of ECG-ritmes (atriale/ventriculaire ectopische slagen en brady-/tachy-aritmieën) te detecteren (figuur 6). Naast het visualiseren van de ECG-morfologie, wo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze experimentele opstelling vergemakkelijkt gedetailleerde gelijktijdige video-EEG-ECG-oximetrie-capnografie opnames en analyses bij konijnen, met name in modellen van hart- en/of neuronale ziekten. De resultaten van dit artikel laten zien dat deze methode in staat is om aanvallen en hartritmestoornissen te detecteren en te onderscheiden van electrografische artefacten. Verwachte resultaten werden verkregen bij het geven van konijnen een proconvulsivum, wat epileptische aanvallen veroorzaakte. De gegevens verkregen uit...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets bekend te maken.

Dankbetuigingen

Auteurs erkennen dat deze studie werd ondersteund door subsidies van de American Heart Association, American Epilepsy Society en SUNY Upstate Department of Pharmacology.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP - Flexible ContainerPFIZER (HOSPIRA)7983-09Dilutant
10cc Luer Lock syringe with 20G x 1" NeedleSur-VetSS-10L2025Gebruikt als spoeling na medicijninjectie
4x4 gaas sponzenFisher Scientific22-415-469Gerold in een buis om oor te spalken met angiocatheter
AppelmoesKirkland897971Voertuig voor orale medicijnen
ComputerDellOptiplex 5040Acquisitiecomputer
E-4031Tocris1808Agent bekend om het QT-interval te verlengen
ECG ElectrodeRhythmLinkRLSND116-2.513mm 35-graads gebogen (0.4 mm diameter) subdermale pinelektroden
EEG ElectrodeRhythmLinkRLSP5135-draai 13mm rechte (0.4mm diameter) subdermale pinelektroden
EEGLAB (2020)Swartz Center for Computational NeuroscienceOpen AccessKan spectraalanalyse van EEG uitvoeren
Ethernet-naar-ethernet adapterLinksysUSB3G16Adapter voor het aansluiten van de camera op de computer
Euthanasia-III OplossingMed-PharmexANADA 200-280Bevat pentobarbitalnatrium en fenytoïnnatrium, gereguleerde stof
SchuimvullingGeneriekN/AVermindert de druk die door de begrenzer op de nek van kleine konijnen wordt uitgeoefend om de nadelige cardiorespiratoire effecten van nekcompressie te voorkomen
Heparine Lock FlushMedlineEMZ50051240Om de doorlaatbaarheid van angiocatheter te behouden
IR LichtBoschEX12LED-3BD-8WMaakt opnames in het donker mogelijk
LabChart Pro (2019, Versie 8.1.16)ADInstrumentsN/AECG Analyse
JELCO PROTECTIV Veiligheid I.V. Catheters, 25 gaugeSmiths Medical3060Gebruikt om marginale oorvene te catheriseren
MATLAB (R2019b, Update 5)MathWorksN/AVereist om EEGLAB te runnen
MicrofoonSony StereoECM-D570POpname van hoorbare manifestaties van epileptische aanvallen
Micropore Medisch Plakband, Papier, Wit3M1530-1Gebruikt om draden vast te zetten en een oorspalken te maken
Natus NeuroWorksNatusLC101-8Acquisitie- en reviewsoftware
Pentyleentetrazool (altijd 1 - 10 mg/kg in 1mL volume)Sigma-Aldrich88580Verdunningen bereid in zoutoplossing
Fotiek StimulatorGrassPS22Stimulator om frequentie, vertraging, duur, intensiteit van de lichtpulsen te regelen
Kunststof draadopberger / bundel12Vwire.comLM-12-100-BLKDraden bundelen om ruis te verminderen
PS 22 Fotiek StimulatorGrass InstrumentsBZA641035Strobelicht met instelbare flitsfrequentie, vertraging en intensiteit
PVC-buisGeneriekN/AVoorkomt dat kleine konijnen met hun achterpoten schoppen en een spinale verwonding veroorzaken
Quantum VersterkerNatus13926Versterker / digitizer
Quantum HeadBox VersterkerNatus2213464-pins breakout box
KonijnenbegrenzerPlas-Labs501-TCEr zijn verschillende maten konijnenbegrenzers beschikbaar. 6" x 18" x 6" in deze studie.
Rubberen pad (booster)GeneriekN/AHou kleine konijnen omhoog in de begrenzer om nekcompressie te voorkomen
SpO2 oorbeugelNONIN61000PureSAT/SpO2
SpO2 sensor adapterNONIN13931XPOD PureSAT/SpO2
SRG-X120 1080p PTZ Camera met HDMI, IP & 3G-SDI UitgangSonySRG-X120Impela Camera
Terumo Sur-Vet Tuberculinespuit 1cc 25G X 5/8" Regelmatige LuerSur-Vet13882Gebruikt om intraveneuze medicijnen te injecteren
Veterinaire Injectieplug Luer LockSur-VetSRIP2VInjectieplug voor het inbrengen van de naald voor intraveneuze medicatie
Webcol Alcohol Prep, Steriel, Groot, 2-laagsCovidien5110Om de oorvene voor te bereiden voor katheterisatie
```

Referenties

  1. Kaese, S., et al. The ECG in cardiovascular-relevant animal models of electrophysiology. Herzschrittmacherther Elektrophysiology. 24 (2), 84-91 (2013).
  2. Pogwizd, S. M., Bers, D. M. Rabbit models of heart disease. Drug Discovery Today: Disease Models. 5 (3), 185-193 (2008).
  3. O'Hara, T., Rudy, Y. Quantitative comparison of cardiac ventricular myocyte electrophysiology and response to drugs in human and nonhuman species. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 302 (5), 1023-1030 (2012).
  4. Brunner, M., et al. Mechanisms of cardiac arrhythmias and sudden death in transgenic rabbits with long QT syndrome. Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2246-2259 (2008).
  5. Lengyel, C., et al. Pharmacological block of the slow component of the outward delayed rectifier current (I(Ks)) fails to lengthen rabbit ventricular muscle QT(c) and action potential duration. British Journal of Pharmacology. 132 (1), 101-110 (2001).
  6. Baczko, I., Hornyik, T., Brunner, M., Koren, G., Odening, K. E. Transgenic rabbit models in proarrhythmia research. Frontiers in Pharmacology. 11, 853(2020).
  7. Rudy, Y., et al. Systems approach to understanding electromechanical activity in the human heart: a national heart, lung, and blood institute workshop summary. Circulation. 118 (11), 1202-1211 (2008).
  8. Zhu, Y., Ai, X., Oster, R. A., Bers, D. M., Pogwizd, S. M. Sex differences in repolarization and slow delayed rectifier potassium current and their regulation by sympathetic stimulation in rabbits. Archives. 465 (6), 805-818 (2013).
  9. Nerbonne, J. M., Nichols, C. G., Schwarz, T. L., Escande, D. Genetic manipulation of cardiac K(+) channel function in mice: what have we learned, and where do we go from here. Circulation Research. 89 (11), 944-956 (2001).
  10. Eckardt, L., et al. Drug-related torsades de pointes in the isolated rabbit heart: comparison of clofilium, d,l-sotalol, and erythromycin. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 32 (3), 425-434 (1998).
  11. Baczko, I., Jost, N., Virag, L., Bosze, Z., Varro, A. Rabbit models as tools for preclinical cardiac electrophysiological safety testing: Importance of repolarization reserve. Progress on Biophysics and Molecular Biology. 121 (2), 157-168 (2016).
  12. Richig, J. W., Sleeper, M. M. Electrocardiography of Laboratory Animals. , Elsevier Inc. (2019).
  13. Edwards, A. G., Louch, W. E. Species-dependent mechanisms of cardiac arrhythmia: A cellular focus. Clinical Medicine Insights. Cardiology. 11, 1179546816686061(2017).
  14. Salama, G., London, B. Mouse models of long QT syndrome. Journal of Physiology. 578, Pt 1 43-53 (2007).
  15. Zhang, Y., Wu, J., King, J. H., Huang, C. L., Fraser, J. A. Measurement and interpretation of electrocardiographic QT intervals in murine hearts. American Journal of Physiology. Heart and Circulation Physiology. 306 (11), 1553-1557 (2014).
  16. Auerbach, D. S., et al. Altered cardiac electrophysiology and SUDEP in a model of dravet syndrome. PLoS One. 8 (10), 15(2013).
  17. Aiba, T., Tomaselli, G. F. Electrical remodeling in the failing heart. Current Opinion in Cardiology. 25 (1), 29-36 (2010).
  18. Auerbach, D. S., et al. Genetic biomarkers for the risk of seizures in long QT syndrome. Neurology. 87 (16), 1660-1668 (2016).
  19. Anderson, L. L., et al. Antiepileptic activity of preferential inhibitors of persistent sodium current. Epilepsia. 55 (8), 1274-1283 (2014).
  20. Johnson, J. N., et al. Identification of a possible pathogenic link between congenital long QT syndrome and epilepsy. Neurology. 72 (3), 224-231 (2009).
  21. Devinsky, O., Hesdorffer, D. C., Thurman, D. J., Lhatoo, S., Richerson, G. Sudden unexpected death in epilepsy: epidemiology, mechanisms, and prevention. Lancet Neurology. 15 (10), 1075-1088 (2016).
  22. Bagnall, R. D., et al. Exome-based analysis of cardiac arrhythmia, respiratory control, and epilepsy genes in sudden unexpected death in epilepsy. Annals in Neurology. 79 (4), 522-534 (2016).
  23. Frasier, C. R., et al. Channelopathy as a SUDEP biomarker in dravet syndrome patient-derived cardiac myocytes. Stem Cell Reports. 11 (3), 626-634 (2018).
  24. Glasscock, E. Genomic biomarkers of SUDEP in brain and heart. Epilepsy and Behavior. 38, 172-179 (2014).
  25. Olejniczak, P. Neurophysiologic basis of EEG. Journal of Clinical Neurophysiology. 23 (3), 186-189 (2006).
  26. Gastaut, H., Hunter, J. An experimental study of the mechanism of photic activation in idiopathic epilepsy. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 2 (3), 263-287 (1950).
  27. Fisher, R. S., et al. Photic- and pattern-induced seizures: A review for the Epilepsy Foundation of America Working Group. Epilepsia. 46 (9), 1426-1441 (2005).
  28. Specchio, N., et al. Diagnosing photosensitive epilepsy: fancy new versus old fashioned techniques in patients with different epileptic syndromes. Brain Development. 33 (4), 294-300 (2011).
  29. Kasteleijn-Nolst Trenite, D., et al. Methodology of photic stimulation revisited: updated European algorithm for visual stimulation in the EEG laboratory. Epilepsia. 53 (1), 16-24 (2012).
  30. Mishra, V., Gautier, N. M., Glasscock, E. Simultaneous video-EEG-ECG monitoring to identify neurocardiac dysfunction in mouse models of epilepsy. Journal of Visualized Experiments. (131), e57300(2018).
  31. Green, J. D., Maxwell, D. S., Schindler, W. J., Stumpf, C. Rabbit EEG "theta" rhythm: Its anatomical source and relation to activity in single neurons. Journal of Neurophysiology. 23 (4), 403-420 (1960).
  32. Petersen, J., Diperri, R., Himwich, W. A. The comparative development of the EEG in rabbit, cat and dog. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 17, 557-563 (1964).
  33. Strain, G. M., Van Meter, W. G., Brockman, W. H. Elevation of seizure thresholds: a comparison of cerebellar stimulation, phenobarbital, and diphenylhydantoin. Epilepsia. 19 (5), 493-504 (1978).
  34. Cheng, Y., et al. Effectiveness of retigabine against levobupivacaine-induced central nervous system toxicity: A prospective, randomized animal study. Journal of Anesthesia. 30 (1), 109-115 (2016).
  35. Nascimento, F. A., et al. Pulmonary and cardiac pathology in sudden unexpected death in epilepsy (SUDEP). Epilepsy and Behavior. 73, 119-125 (2017).
  36. Buchanan, G. F. Impaired CO2-Induced Arousal in SIDS and SUDEP. Trends in Neuroscience. 42 (4), 242-250 (2019).
  37. Van Egmond, P., Binnie, C. D., Veldhuizen, R. The effect of background illumination on sensitivity to intermittent photic stimulation. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 48 (5), 599-601 (1980).
  38. Harding, G. F., Fylan, F. Two visual mechanisms of photosensitivity. Epilepsia. 40 (10), 1446-1451 (1999).
  39. Kuwada, S., Stanford, T. R., Batra, R. Interaural phase-sensitive units in the inferior colliculus of the unanesthetized rabbit: effects of changing frequency. Journal of Neurophysiology. 57 (5), 1338-1360 (1987).
  40. Kalume, F., et al. Sudden unexpected death in a mouse model of Dravet syndrome. Journal of Clinical Investigation. 123 (4), 1798-1808 (2013).
  41. Xiang, C., et al. Threshold for maximal electroshock seizures (MEST) at three developmental stages in young mice. Zoology Research. 40 (3), 231-235 (2019).
  42. Ross, K. C., Coleman, J. R. Developmental and genetic audiogenic seizure models: behavior and biological substrates. Neuroscience and Biobehavior Reviews. 24 (6), 639-653 (2000).
  43. Faingold, C. L., Randall, M., Tupal, S. DBA/1 mice exhibit chronic susceptibility to audiogenic seizures followed by sudden death associated with respiratory arrest. Epilepsy and Behavior. 17 (4), 436-440 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Detectie van insultencardiale aritmieënrespiratoire dysfunctievideo-EEG-ECGbewuste konijnenpulsoximetriecapnografiemonitoringspectrale analysedetectie van aritmieën
Multi-systeem monitoring voor identificatie van aanvallen, hartritmestoornissen en apneu bij bewuste ingehouden konijnen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.