Methodenartikel

Dynamische beeldvorming van chimere antigeenreceptor T-cellen met [18F]Tetrafluoroboraat positronemissietomografie/computertomografie

DOI:

10.3791/62334

⸱

17 februari 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1T Cell Engineering, Mayo Clinic, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, 3Department of Radiology, Mayo Clinic, 4Regenerative Sciences PhD, Mayo Clinic, 5Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, 6Department of Immunology, Mayo Clinic

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft de methodologie voor het niet-invasief volgen van T-cellen die genetisch gemanipuleerd zijn om chimere antigeenreceptoren in vivo tot expressie te brengen met een klinisch beschikbaar platform.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

T-cellen die genetisch gemanipuleerd zijn om chimere antigeenreceptoren (CAR) tot expressie te brengen, hebben ongekende resultaten laten zien in cruciale klinische onderzoeken voor patiënten met B-cel maligniteiten of multipel myeloom (MM). Talrijke obstakels beperken echter de werkzaamheid en verbieden het wijdverbreide gebruik van CAR T-celtherapieën als gevolg van slechte handel en infiltratie in tumorlocaties en gebrek aan persistentie in vivo. Bovendien zijn levensbedreigende toxiciteiten, zoals cytokine release syndrome of neurotoxiciteit, grote zorgen. Efficiënte en gevoelige beeldvorming en tracking van CAR T-cellen maakt de evaluatie van T-celhandel, uitbreiding en in vivo karakterisering mogelijk en maakt de ontwikkeling van strategieën mogelijk om de huidige beperkingen van CAR T-celtherapie te overwinnen. Dit artikel beschrijft de methodologie voor het opnemen van de natriumjodidesymporter (NIS) in CAR T-cellen en voor CAR T-celbeeldvorming met behulp van [18F]tetrafluoroboraat-positronemissietomografie ([18F]TFB-PET) in preklinische modellen. De methoden die in dit protocol worden beschreven, kunnen worden toegepast op andere CAR-constructies en doelgenen naast de methoden die voor deze studie worden gebruikt.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chimere antigeenreceptor T (CAR T) celtherapie is een snel opkomende en potentieel curatieve benadering bij hematologische maligniteiten1,2,3,4,5,6. Buitengewone klinische resultaten werden gerapporteerd na CD19-gerichte CAR T (CART19) of B-celrijpingsantigeen (BCMA) CAR T-celtherapie2. Dit leidde tot de goedkeuring door de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) van CART19-cellen voor agressief B-cellymfoom (axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 en lisocabtagene maraleucel)7, acute lymfoblastische leukemie (Tisa-Cel)5,8, mantelcellymfoom (brexucabtagene autoleuce)9 en folliculair lymfoom (Axi-Cel)10 . Onlangs keurde de FDA BCMA-gerichte CAR T-celtherapie goed bij patiënten met multipel myeloom (MM) (idecabtagene vicleucel)11. Bovendien bevindt CAR T-celtherapie voor chronische lymfatische leukemie (CLL) zich in een laat stadium van klinische ontwikkeling en zal naar verwachting binnen de komende drie jaar goedkeuring van de FDA krijgen1.

Ondanks de ongekende resultaten van CAR T-celtherapie, wordt het wijdverbreide gebruik ervan beperkt door 1) onvoldoende in vivo CAR T-celuitbreiding of slechte handel naar tumorlocaties, wat leidt tot lagere percentages van duurzame respons12,13 en 2) de ontwikkeling van levensbedreigende bijwerkingen, waaronder cytokine release syndrome (CRS)14,15 . De kenmerken van CRS omvatten niet alleen immuunactivatie die resulteert in verhoogde niveaus van inflammatoire cytokines / chemokines, maar ook massale T-celproliferatie na CAR T-celinfusie15,16. De ontwikkeling van een gevalideerde strategie van klinische kwaliteit om CAR T-cellen in vivo in beeld te brengen, zou dus 1) CAR T-celtracking in realtime in vivo mogelijk maken om hun handel naar tumorlocaties te volgen en potentiële mechanismen van resistentie te ontdekken, en 2) monitoring van CAR T-celuitbreiding en mogelijk hun toxiciteiten voorspellen, zoals de ontwikkeling van CRS.

Klinische kenmerken van mild CRS zijn hoge koorts, vermoeidheid, hoofdpijn, huiduitslag, diarree, artralgie, myalgie en malaise. Bij ernstiger CRS kunnen patiënten tachycardie/hypotensie, capillair lek, hartdisfunctie, nier-/leverfalen en gedissemineerde intravasculaire stolling ontwikkelen17,18. Over het algemeen is aangetoond dat de mate van verhoging van cytokines, waaronder interferon-gamma, granulocyt-macrofaag koloniestimulerende factor, interleukine (IL)-10 en IL-6, correleert met de ernst van klinische symptomen17,19. De uitgebreide toepassing van "real-time" serumcytokinemonitoring om CRS te voorspellen is echter moeilijk vanwege de hoge kosten en beperkte beschikbaarheid. Om de gunstige eigenschappen van CAR T-celtherapie te benutten, kan niet-invasieve beeldvorming van adoptieve T-cellen mogelijk worden gebruikt om de werkzaamheid, toxiciteit en terugval na CAR T-celinfusie te voorspellen.

Verschillende onderzoekers hebben strategieën ontwikkeld om op radionuclide gebaseerde beeldvorming te gebruiken met positronemissietomografie (PET) of single-photon emission computed tomography (SPECT), die een hoge resolutie en hoge gevoeligheid biedt20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 voor de in vivo visualisatie en monitoring van CAR T-celhandel. Onder die op radionucliden gebaseerde beeldvormingsstrategieën is de natriumjodidesymporter (NIS) ontwikkeld als een gevoelige modaliteit voor beeldcellen en virussen met behulp van PET-scans31,32. NIS+CAR T-celbeeldvorming met [18F]TFB-PET is een gevoelige, efficiënte en handige technologie om CAR T-celuitbreiding, -handel en -toxiciteit te beoordelen en te diagnosticeren30. Dit protocol beschrijft 1) de ontwikkeling van NIS+CAR T-cellen door middel van dubbele transductie met hoge werkzaamheid en 2) een methodologie voor het in beeld brengen van NIS+CAR T-cellen met [18F]TFB-PET-scan. BCMA-CAR T-cellen voor MM worden gebruikt als een proof-of-concept model om NIS te beschrijven als een reporter voor CAR T-celbeeldvorming. Deze methoden kunnen echter worden toegepast op elke andere CAR T-celtherapie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol volgt de richtlijnen van de Institutional Review Board van Mayo Clinic, het Institutional Biosafety Committee en het Institutional Animal Care and Use Committee van Mayo Clinic.

1. NIS+ BCMA-CAR T-cel productie

OPMERKING: Dit protocol volgt de richtlijnen van de Institutional Review Board van de Mayo Clinic (IRB 17-008762) en de Institutional Biosafety Committee (IBC Bios00000006.04).

  1. Productie van BCMA-CAR, NIS en luciferase-groen fluorescerend eiwit (GFP)-coderend voor lentivirussen.
    OPMERKING: Een BCMA-CAR-construct van de tweede generatie werd de novo gesynthetiseerd (zie de tabel met materialen) en gekloond tot een lentivirale vector van de derde generatie onder controle van een elongatiefactor-1 alfa (EF-1α) promotor. De BCMA-CAR-constructie (C11D5.3-41BBz) omvatte 4-1BB costimulatie en een single-chain variable fragment (scFv) afgeleid van een anti-humane BCMA antilichaam kloon C11D5.333,34. De NIS staat onder controle van de EF-1α promotor en bindt aan het puromycine resistentie gen via zelfklievende peptiden (P2A). De lentivirale vector die codeert voor luciferase-GFP (zie de tabel met materialen) wordt gebruikt om tumorcellen te transduceren, die vervolgens GFP en luciferase tot expressie brengen.
    1. Bereid lentivirale vectorplasmiden voor: pLV-EF1α-BCMA-CAR (15 μg), pBMN-CMV-GFP-Luc2-Puro (15 μg) en pLV-EF1α-NIS-P2A-Puro (15 μg).
      OPMERKING: pBMN-CMV-GFP-Luc2-Puro en pLV-EF1α-NIS-P2A-Puro bevatten het puromycineresistentiegen. Daarom kunnen NIS- of luciferase-GFP-getransduceerde cellen worden geselecteerd met 1 μg /ml of 2 μg / ml puromycinedihydrochloride, zoals eerder beschreven14,35.
    2. Zaad 20 × 106 van 293T-cellen in een T175-kolf en incubeer gedurende 24 uur bij 37 °C met 5% CO2. Bevestig dat 293T-cellen gelijkmatig over de kolf zijn verdeeld bij 70-90% confluentie door directe visualisatie onder de microscoop.
    3. Bereid een mastermix voor van 15 μg van de expressievector (bijv. CAR, NIS of luciferase-GFP lineair DNA), 7 μg van de envelopvector (VSV-G) en 18 μg van de verpakkingsvector (gag, pol, rev en tat). Verdun het DNA-mastermengsel in 4,5 ml van het transfectiemedium en voeg vervolgens 111 μL van het pre-complexerende reagens (mengsel A) toe.
    4. Bereid een nieuwe buis en verdun 129 μL van het liposomale transfectiereagens in 4,5 ml van het transfectiemedium (mengsel B).
    5. Combineer mengsels A en B en veeg op de buis om de inhoud te mengen. Incubeer gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur (RT).
    6. Na de incubatie, gewoon aspirateren van de cel supernatant zonder de cellen los te maken en voeg 16 ml van een groeimedium met 10% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline-streptomycine-glutamine toe. Voeg vervolgens het mengsel van mengsels A en B toe aan 293T-cellen druppelsgewijs. Incubeer ten slotte de getransfecteerde cellen bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 24 uur.
    7. Oogst op dag 1 en 2 na de transfectie het supernatant van 293T, draai gedurende 10 minuten op 900 × g en filter door een nylonfilter van 0,45 μm. Concentreer het filtraat bij 24 en 48 uur ultracentrifugatie bij 112.700 × g gedurende 2 uur en vries in bij -80 °C.
  2. Ex-vivo T-celisolatie (figuur 1)
    OPMERKING: Voer al het celkweekwerk uit in een laminaire stroomkast met behulp van aseptische techniek en persoonlijke beschermingsmiddelen. Perifere mononucleaire bloedcellen (PBMC's) worden geoogst uit gezond donorbloed dat is verzameld tijdens aferese36. Pathogeenscreening werd uitgevoerd op menselijke cellen die in deze studie werden gebruikt.
    1. Gebruik de standaard dichtheidsgradiënttechniek om PBMC's te isoleren.
      1. Voeg voorzichtig 15 ml dichtheidsgradiëntmedium (dichtheid van 1,077 g/ml) (met alfa-D-glucopyranoside, bèta-D-fructofuranosylhompolymeer en 3-(acetylamino)-5-(acetylmethylamino)-2,4,6-triodobenzoëzuurmonoodiumzout) toe aan een scheidingsbuis van 50 ml dichtheidsgradiënt zonder luchtbellen te creëren (zie de materialentabel).
      2. Om celvangst te voorkomen, verdunt u het bloedmonster met fosfaatbuffered zoutoplossing (PBS, 0,2 g/l kaliumchloride, 0,2 g/l kaliumfosfaat monobasisch, 8 g/l natriumchloride en 1,15 g/l natriumfosfaat dibasisch) met 2% FBS bij een volumeverhouding van 1:1. Breng het verdunde bloed voorzichtig over op het medium met dichtheidsgradiënt zonder het raakvlak tussen de twee te verbreken. Draai naar beneden bij 1.200 × g gedurende 10 minuten bij RT.
        OPMERKING: Een scheidingsbuis met een dichtheidsgradiënt van 50 ml kan worden gebruikt voor de isolatie van 4-17 ml van een bloedmonster. De 50 ml dichtheid gradiënt scheidingsbuis (zie de tabel met materialen) die in dit protocol wordt gebruikt, vereist niet de "brake off" tijdens het centrifugeren. Wanneer echter standaardbuizen van 50 ml worden gebruikt, moet de rem uit en moet deze 30 minuten worden gecentrifugeerd.
      3. Breng het supernatant over in een nieuwe conische buis van 50 ml, was met PBS + 2% FBS door tot 50 ml te vullen en draai vervolgens gedurende 8 minuten bij RT op 300 × g .
      4. Zuig het supernatant op en resuspend de gepelleteerde cellen in 50 ml PBS + 2% FBS. Tel het aantal cellen en draai vervolgens 8 minuten lang af op 300 × g bij RT. Herhaal de vorige stap voor een totaal van 2 wasbeurten.
    2. Adem het supernatant op en resuspend de gepelleteerde cellen tot een concentratie van 50 × 106 cellen / ml met PBS + 2% FBS.
    3. Voer T-celisolatie uit van PBMC's met behulp van een magnetische kralenkit met negatieve selectie.
      OPMERKING: Een ideale negatieve selectiekit bevat magnetische kralen die zijn bevestigd aan antilichamen tegen antigenen die tot expressie komen op andere cellen dan T-cellen. Een veelgebruikte kit bevat antilichamen geconjugeerd aan magnetische kralen tegen CD15, CD14, CD34, CD36, CD56, CD123, CD235a, CD19 en CD16 (zie Materiaaltabel).
      1. Breng PBMC's over naar een polystyreen buis met ronde bodem van 14 ml. Plaats vervolgens de PBMC's en de negatieve selectie antilichaamcocktail in een volledig geautomatiseerde celscheider en voer T-celisolatie uit volgens het protocol van de fabrikant.
  3. T-celstimulatie en T-celexpansie (figuur 1)
    1. Om de geïsoleerde T-cellen te kweken, bereidt u T-celexpansiemedium (TCM) voor gemaakt met serumvrij hematopoietisch celmedium aangevuld met 10% humaan serumalbumine en 1% penicilline-streptomycine-glutamine14. Tel na T-celisolatie de cellen en kweek in een concentratie van 2 × 106 cellen/ml met TCM.
    2. Was anti-CD3/CD28 kralen drie keer met TCM voordat je kweekt met T-cellen.
      1. Meng de injectieflacon met de kralen door te wervelen. Pipetteer vervolgens het vereiste volume kralen (3:1 kralen:cel) (bijv. bij het stimuleren van 1,0 × 106 cellen van T-cellen, gebruik 3,0 × 106 anti-CD3/CD28-kralen) in een steriele microcentrifugebuis (1,5 ml) en resuspend in 1 ml TCM.
    3. Plaats de microcentrifugebuis met de kralen gedurende 1 minuut op een magneet en zuig het supernatant op. Verwijder de buis van de magneet en smeer de gewassen kralen opnieuw op in 1 ml TCM. Herhaal de vorige twee stappen voor een totaal van 3 wasbeurten.
    4. Resuspend de kralen in 1 ml TCM en breng ze over naar de T-cellen. Verdun vervolgens de T-cellen tot een eindconcentratie van 1,0 × 106 cellen / ml met TCM. Breng de T-cel/kraalsuspensie over op een met weefselkweek behandelde 6-wells plaat en plaats deze in de couveuse (37 °C, 5% CO2).
  4. Titratie van lentivirussen (figuur 2)
    1. Bereid T-cellen voor op titratietest. Zorg ervoor dat er ongeveer 1,0 x 106 cellen beschikbaar zijn om één type virus te titreren.
    2. Stimuleer T-cellen zoals beschreven in rubriek 1.3.2.
    3. Plaat 1.0 × 105 cellen van gestimuleerde T-cellen in een 96-well plaat (titerplaat) en incuberen bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 24 uur (figuur 2A). Isoleer en stimuleer de T-cellen zoals beschreven in rubriek 1.2.
    4. Bereid een verdunningsplaat (96-well plate) voor door 100 μL TCM toe te voegen aan de putten van de aangewezen kolommen en de niet-getransformeerde controleputten (figuur 2B).
    5. Ontdooi een injectieflacon met lentivirale deeltjes op ijs en pipetteer voorzichtig op en neer om goed te mengen. Breng 50 μL van het virussupernatant over in de putten van kolom 6 van de 96-putplaat (verdunning 3) (figuur 2B). Pipetteer op en neer om goed te mengen.
    6. Seriële verdunningen uitvoeren (2-voudige seriële verdunning): breng 50 μL over van put A6 naar put B6 en vervolgens 50 μL van put B6 naar put C6; herhaal dit tot G6. Voeg vervolgens 50 μL van het verdunde virus toe aan de titerplaat (figuur 2B).
    7. Incubeer de titerplaat bij 37 °C, 5% CO2 gedurende 48 uur en bepaal de percentages CAR-, NIS- of GFP-positieve cellen door middel van flowcytometrie (figuur 2C).
      1. Was de putjes door de titerplaat tweemaal bij 650 × g bij 4 °C gedurende 3 minuten naar beneden te draaien.
      2. Kleur de getransduceerde T-cellen zoals beschreven in stap 1.5.3 tot en met 1.5.9.
      3. Bepaal de titers op basis van de percentages CAR-, NIS- of GFP-positieve cellen met behulp van formule (1):
        Titers = Percentage BCMA-CAR+ of NIS+ T-cellen × T-celgetal bij transductie × de specifieke verdunning / volume (1)
  5. Transductie van lentivirussen en NIS+BCMA-CAR T cel expansie
    1. Vierentwintig tot 48 uur na T-celstimulatie, voer lentivirale transductie uit op gestimuleerde T-cellen (T-cellen moeten clusters vormen).
      1. Ontdooi de ingevroren lentivirussen die coderen voor CAR of NIS bij 4 °C.
      2. Meng de gestimuleerde T-cellen goed om de clusters te breken en voeg eenvoudig vers ontdooid virus toe bij een multipliciteit van infectie (MOI) van 5,0 (gebruik bij het transduceren van 1,0 × 106 T-cellen 5,0 × 106 lentivirons). Incubeer de getransduceerde cellen bij 37 °C, 5% CO2.
      3. Tel op dag 3, 4 en 5 de getransduceerde T-cellen met behulp van een hematocytometer37 of een volledig geautomatiseerde celteller38 en pas de celconcentratie aan op 1,0 × 106 cellen / ml door verse, voorverwarmde TCM toe te voegen. Voor NIS-getransduceerde T-cellen die het puromycineresistentiegen dragen, behandelt u de cellen met 1 μg / ml puromycinedihydrochloride op dag 3, 4 en 5.
    2. Verwijder op dag 6 de anti-CD3/CD28-kralen uit de getransduceerde T-cellen (vanaf stap 1.3.4) door goed te mengen om de T-celclusters te breken en ze gedurende 1 minuut in een magneet te plaatsen. Plaats vervolgens de verzamelde getransduceerde T-cellen terug in cultuur in een concentratie van 1,0 × 106 cellen / ml. Na het verwijderen van de kralen uit de T-cellen, beoordeelt u de expressie van CAR en NIS door middel van flowcytometrie.
      OPMERKING: Omdat het variabele fragment met één keten van de BCMA-CAR is afgeleid van de muis, kan deze worden gekleurd met geiten-anti-muis IgG (H + L) geconjugeerd met Alexa Fluor 647. NIS kan worden gedetecteerd met behulp van anti-humaan ETNL [synthetisch peptide overeenkomend met aa625-643 (SWTPCVGHDGGRDQQETNL)]. Dit antilichaam herkent de cytosolische C-terminus van NIS. Daarom moeten T-cellen vóór incubatie worden gepermeabiliseerd met een anti-humaan NIS-antilichaam.
    3. Voer oppervlaktekleuring van BCMA-CAR uit met behulp van geiten-anti-muis IgG (H + L).
      1. Neem een aliquot van de cultuur (bijv. 50.000 T-cellen) en was met stroombuffer (PBS, 1% FBS en 1% natriumazide). Resuspend de cellen vervolgens met 50 μL flowbuffer en kleur de cellen met 1 μL geitenantilichaam voor het detecteren van CAR-expressie en 0,3 μL levend-dode aqua voor het uitsluiten van dode cellen.
      2. Incubeer gedurende 15 minuten in het donker bij RT, was de cellen door 150 μL stroombuffer toe te voegen en centrifugeer de cellen bij 650 × g gedurende 3 minuten bij 4 °C.
    4. Na carkleuring aan het oppervlak fixeert en permeabiliseert u de cellen door toevoeging van 100 μL fixatiemedium (PBS met 4,21% formaldehyde) en incubeer gedurende 20 minuten bij 4 °C. Was de cellen tweemaal met 100 μL van een buffer die een celpermeabiliserend middel zoals saponine bevat (650 × g gedurende 3 minuten bij 4 °C).
    5. Resuspend de vaste/gepermeabiliseerde cellen in 50 μL van een permeabiliserende buffer. Voeg vervolgens 0,3 ng anti-humaan ETNL NIS-antilichaam toe aan 50 μL stroombuffer en incubeer gedurende 1 uur bij 4 °C.
    6. Voeg 150 μL stroombuffer toe en centrifugeer de cellen bij 650 × g gedurende 3 minuten bij 4 °C. Incubeer de cellen met 2,5 μL antikonijn secundair antilichaam in 50 μL stroombuffer gedurende 30 minuten bij 4 °C, was de cellen door 150 μL stroombuffer toe te voegen en centrifugeer bij 650 × g gedurende 3 minuten bij 4 °C.
    7. Resuspend ten slotte in 200 μL stroombuffer en voer flowcytometrie uit om de transductie-efficiëntie te bepalen (figuur 3A,B).
    8. Tel en draai op dag 8 de T-cellen bij 300 × g gedurende 8 minuten bij 4 °C. Resuspend de T-cellen met vriesmedium (90% FBS + 10% dimethylsulfoxide [DMSO]) in een concentratie van 10 × 106 / ml en breng vervolgens 1 ml elk over naar gelabelde cryovialen.
    9. Plaats de injectieflacons gedurende 48 uur in een vriezer van -80 °C. Breng na 48 uur (en op dag 10) de T-cellen over in vloeibare stikstof.
      OPMERKING: Zie figuur 1 voor het overzicht van de productie van NIS+ CAR T-cellen. Figuur 3D geeft voorbeelden van ex vivo T-celexpansie van drie verschillende donoren.

2. NIS + BCMA-CAR T-cel beeldvorming met [ 18F] TFB-PET scan

OPMERKING: Dit protocol volgt de richtlijnen van mayo clinic's Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A00001767-16), IRB en IBC (Bios00000006.04). OPM-2 is een BCMA+ MM cellijn, die vaak wordt gebruikt als doelcellijn voor BCMA-CAR T cellen39,40.

  1. Stel luciferase+ BCMA+ OPM-2 cellen vast.
    1. Zaad 500.000 OPM-2 cellen in een weefselkweek-behandelde 24-well plaat. Ontdooi lentivirus dat codeert voor luciferase-GFP bij 4 °C.
    2. Voeg het vers ontdooide virus bij een MOI van 3,0 toe aan OPM-2 cellen en meng goed door te pipetteren. Plaats de plaat in de couveuse (37 °C, 5% CO2).
    3. Achtenveertig uur na de transductie voegt u 2 μg / ml puromycine toe om de getransduceerde cellen te selecteren. Beoordeel vier dagen na de transductie de GFP-positieve cellen (luciferase-positief) door middel van flowcytometrie (figuur 3E).
  2. Stel BCMA+ OPM-2 xenograft muismodellen vast (figuur 4).
    1. Tel luciferase+ OPM-2 cellen en draai ze twee keer om alle celkweekmedia te verwijderen. Resuspend de OPM-2 cellen in een concentratie van 10 × 106 cellen/ml met PBS.
    2. Injecteer op dag -21 100 μL (1,0 × 106 cellen) luciferase+ OPM-2 cellen in de staarten van 8 tot 12 weken oude immuungecompromitteerde NOD-scid IL2rγnull (NSG) muizen (Figuur 4).
    3. Controleer op dag 20 na de OPM-2 celinjectie (dag -1 van CAR T-celinjectie) de tumorbelasting via bioluminescentiebeeldvorming (BLI) (figuur 4).
      OPMERKING: OPM-2-cellen vormen een langzaam groeiende tumor, die meestal 2-3 weken nodig heeft om te enten.
    4. Dien 10 μL/g D-luciferine toe aan OPM-2 xenograft muizen via intraperitoneale (IP) injectie. Voer na 10 minuten BLI uit op de muizen onder 2% isofluraangas (figuur 5A). Na bevestiging van tumortransplantatie, randomiseer de muizen op basis van de tumorlast.
    5. Ontdooi op dag -1 van de CAR T-celinjectie NIS+BCMA-CAR T-cellen en verwijder het vriesmedium door centrifugering (300 × g, 8 min, 4 °C). Vervolgens worden de resuspendcellen met TCM bij 2,0 × 106 cellen/ml en incuberen ze 's nachts (37 °C, 5% CO2).
    6. Tel en centrifugeer op dag 0 de NIS+BCMA-CAR T-cellen (300 × g, 8 min, 4 °C). Resuspend de NIS+BCMA-CAR T-cellen bij 50 × 106 cellen/ml met PBS.
    7. Dien 100 μL (5,0 × 106 cellen) NIS+BCMA-CAR T-cellen toe via staartaderinjectie aan de OPM-2 xenograftmuizen. Stel op dag 7 en 15 de muizen in beeld met behulp van een PET-scan.
  3. NIS+BCMA-CAR T cel in vivo beeldvorming met behulp van BCMA+OPM-2 xenograft muis model.
    1. Weeg de muizen vóór de beeldvorming en verwijder alle metalen oormerken om metaalgerelateerde artefacten te elimineren.
    2. Bereid [18F]TFB voor zoals eerder beschreven41.
      OPMERKING: [18F]TFB moet worden geproduceerd op de dag van gebruik. De radiochemische zuiverheid moet >99% zijn en de molaire activiteit >5 GBq/mmol.
    3. Injecteer 9,25 MBq [18F]TFB intraveneus via staartaderinjectie. Laat een opnameperiode van ~ 40 minuten voordat de radiotracer in het lichaam wordt verdeeld en het bloed zuivert.
    4. De muis verdoven met isofluraaninhalatie (2%).
      OPMERKING: Isofluraan is het geprefereerde geïnhaleerde verdovingsmiddel omdat het een snel en betrouwbaar begin en herstel heeft.
    5. Voordat u de muis verdooft, reinigt u alle oppervlakken van het anesthesieapparaat met desinfecterende reinigingsmiddelen.
    6. Plaats de muis in de inductiekamer. Draai de verdamperknop naar 2% en wacht tot de muis binnen 1-2 minuten ligbaar en niet-responsief is.
    7. Controleer de muis om onvoldoende anesthesie of overmatige depressie van ademhalingsfuncties te voorkomen. Kortom, knijp teen om de onvoldoende anesthesie te bevestigen.
      OPMERKING: De normale ademhalingsfrequentie is maximaal 180/min en de acceptabele valsnelheid is 50%.
    8. Breng oogheelkundige zalf aan om uitdroging en trauma van het hoornvlies te voorkomen.
    9. Verkrijg PET/CT-beelden 45 minuten na de injectie met de verdoofde muis in een micro-PET/CT-beeldvormingswerkstation (zie de materiaaltabel). Verkrijg vervolgens statische PET-beelden gedurende 15 minuten, gevolgd door CT-beeldacquisitie gedurende 5 minuten met 360 ° rotatie en 180 projecties bij 500 μA, 80 keV en 200 ms belichting.
  4. Analyse van verkregen beeldgegevens
    1. Analyseer de afbeeldingen met behulp van PET-beeldverwerkingssoftware (figuur 5B en aanvullende video S1).
    2. Definieer het volume van interesse (VOI).
    3. Bereken de gestandaardiseerde opnamewaarde (SUV) met behulp van de formule (2).
      SUV in VOI = Concentratie van activiteit in VOI (MBq/ml) × lichaamsgewicht (g) / toegediende dosis (MBq) (2)
  5. Bevestiging van NIS+BCMA-CAR T-celhandel naar de tumorplaatsen met de flowcytometrie
    1. Na [18F]TFB-PET-beeldvorming plaatst u de muis terug in de kooi. Controleer na het stoppen van de anesthesie de dieren totdat ze in staat zijn tot doelgerichte beweging en zorg ervoor dat ze toegang hebben tot voedsel en water.
    2. Controleer de muizen tot het verval van de geïnjecteerde [18F] TFB. Zodra de radio-isotoop niet detecteerbaar is, euthanaseer de muizen met CO2.
    3. Om te euthanaseren, plaatst u de muizen in de kooi (niet meer dan 5 muizen per kooi).
    4. Stel de muizen bloot aan CO2 totdat de ademhaling in ongeveer 5-10 minuten volledig is gestopt.
      LET OP: Deze euthanasiemethode moet in overeenstemming zijn met de AVMA Richtlijnen voor De Euthanasie van Dieren (Editie 2020).
    5. Om de dood van de muizen te garanderen, voert u cervicale dislocatie uit door de achterkant van het hoofd en de basis van de staart van het dier vast te pakken en vervolgens de handen uit elkaar te trekken / van elkaar weg te trekken.
    6. Oogst het beenmerg om te bevestigen dat de NIS + BCMA-CAR T-cellen efficiënt naar de tumorplaats gaan.
    7. Breng de geoogste dijbenen en scheenbeen over op een 6-putplaat met 5 ml celkweekmedium. Verwijder de spieren en pezen van de dijbenen en het scheenbeen en snijd eenvoudig beide uiteinden (boven de gewrichten) van de dijbenen en het scheenbeen door.
    8. Vul een insulinespuit met het celkweekmedium en spoel het beenmerg op de 6-putplaat. Gebruik voor dijbenen 22 G-naalden en spuiten van 5 ml omdat de dijbeendiameter groter is dan die van het scheenbeen.
    9. Gebruik het platte uiteinde van de zuiger om het beenmerg te slijpen. Plaats een celzeef van 70 μm op een steriele conische buis van 50 ml en filter het gemalen beenmerg. Vul vervolgens de buis met de stroombuffer en centrifugeer de buis gedurende 8 minuten bij 4 °C bij 300 × g .
    10. Zuig het supernatant op en resuspend het beenmerg met 5 ml stroombuffer. Breng 200 μL beenmerg over op een plaat met 96 putten. Centrifugeer de plaat bij 300 × g gedurende 3 minuten bij 4 °C. Decanteer het supernatant en resuspend de cellen met 50 μL stroombuffer.
    11. Kleur het beenmerg met stroomantistoffen tegen 0,25 μg muis-CD45, 0,03 μg humane CD45, 0,06 μg humane CD3, 0,24 μg humane BCMA en 0,3 μL levende/dode aqua. Incubeer de plaat gedurende 15 minuten bij RT in het donker.
    12. Centrifugeer de plaat bij 300 × g gedurende 3 min bij 4 °C. Voeg vervolgens 200 μL stroombuffer toe en voer uit op de flowcytometer (figuur 5C).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Figuur 1 geeft de stappen weer voor het genereren van NIS+BCMA-CAR T-cellen. Isoleer pbmc's op dag 0 en isoleer vervolgens T-cellen door negatieve selectie. Stimuleer vervolgens T-cellen met anti-CD3/CD28-kralen. Op dag 1 transduceren T-cellen met zowel NIS- als BCMA-CAR-lentivirussen. Tel op dag 3, 4 en 5 T-cellen en voer met media om de concentratie aan te passen op 1,0 × 106 / ml. Voeg voor NIS-getransduceerde T-cellen 1 μg/ml puromycine toe om NIS+ -celle...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel beschrijft een methodologie voor het opnemen van NIS in CAR T-cellen en beeldvorming geïnfundeerde CAR T-cellen in vivo via [18F] TFB-PET. Als proof of concept werden NIS+BCMA-CAR T-cellen gegenereerd via dubbele transductie. We hebben onlangs gemeld dat het opnemen van NIS in CAR T-cellen de functies en werkzaamheid van DE CAR T-cel in vivo niet schaadt en CAR T-celhandel en -expansie mogelijk maakt30. Naarmate CAR T-celtherapieën zich blijven u...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

SSK is een uitvinder van patenten in CAR-immunotherapie in licentie gegeven aan Novartis (via een overeenkomst tussen Mayo Clinic, University of Pennsylvania en Novartis) en Mettaforge (via Mayo Clinic). RS, MJC en SSK zijn uitvinders van patenten op het gebied van CAR-immunotherapie die in licentie zijn gegeven aan Humanigen. SSK ontvangt onderzoeksfinanciering van Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs en Lentigen. Figuren werden gemaakt met BioRender.com.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door de Mayo Clinic K2R-pijplijn (SSK), het Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) en de Predolin Foundation (RS). Figuren 1, 2 en 4 zijn gemaakt met BioRender.com.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
22 Gauge needleCovidien8881250206
28 gauge insulin syringeBD329461
96 well plateCorning3595
Anti-human (ETNL) NISImanisREA009ETNL-antilichaam bindt het cytosolische C-terminus van NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7BioLegend357507Flow-antilichaam
Anti-human CD45, clone HI30, BV421BioLegend304032Flow-antilichaam
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7BioLegend103116Flow-antilichaam
Anti-rabbit IgGR&DF0110Secundair antilichaam voor NIS-kleuring
BCMA-CAR construct, tweede generatieIDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution KitBD554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscienceInvitrogen12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28Gibco40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5Beckman CoulterC04652flowcytometer
Dimethyl sulfoxideMillipore SigmaD2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok TipsBD309646
D-Luciferin, Potassium SaltGold BiotechnologyLUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline)Gibco14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered SalineGibco14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator)Applied BiosystemsA13346
Easy 50 EasySep MagnetSTEMCELL Technologies18002
EasySep Human T Cell Isolation KitSTEMCELL Technologies17951negatieve selectie magnetische kralen; 17951RF omvat tips en buffer
Fetal bovine serumMillipore SigmaF8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647InvitrogenA-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scannerSiemens Medical Solutions USA, Inc.10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquidPiramal Critical Care66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging SystemPerkinElmerCLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging SystemPerkinElmer 124262
Lipofectamine 3000 Transfection ReagentInvitrogenL3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitationInvitrogenL34966
LymphoprepSTEMCELL Technologies07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterieleThermo Scientific450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterieleThermo Scientific450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJJackson laboratory05557
OPM-2DSMZCRL-3273multipel myeloom cel lijn
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro)Addgene80389lentivirale vector die luciferase-GFP codeert
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), LiquidGibco10378-016
PMOD softwarePMODPBAS en P3D
Pooled Human AB Serum Plasma DerivedInnovative ResearchIPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin DihydrochlorideMP Biomedicals, Inc.0210055210
RoboSep-SSTEMCELL Technologies21000Volledig geautomatiseerde celseparator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium)Gibco21870-076
SepMate-50 (IVD)STEMCELL Technologies85450dichtheidsgradiënt scheidingsbuizen
Sodium Azide, 5% (w/v)Ricca Chemical7144.8-16
T175 flaskCorning353112
Terrell (isoflurane, USP)Piramal Critical Care Inc66794-019-10
Webcol Alcohol PrepCovidien6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell MediumLonza04-418Q

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973(2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064(2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -M. Anti-BCMA antibodies. , WO/2010/10949 (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629(2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M. Tissue Culture: Methods and Applications. Kruse, P. F., Patterson, M. K. , Academic Press Inc. 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209(2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

CAR T cellenPET CT beeldvormingnatriumjodide symporterT celtraffickingT celexpansieflowcytometrielentivirale transductieT celisolatiebeenmergnestelingbioluminescentie beeldvorming

Gerelateerde artikelen