Methodenartikel

Generatie van een vereenvoudigd driedimensionaal huid-op-een-chip-model in een microgemachineerd microfluïdisch platform

DOI:

10.3791/62353

⸱

17 mei 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering and Aerospace Engineering, Universidad Carlos III de Madrid (UC3M), 2Group of Optics, Photonics and Biophotonics (GOFB). Center for Biomedical Technology, Universidad Politécnica de Madrid, 3Division of Epithelial Biomedicine, CIEMAT, 4Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een protocol om een driedimensionaal vereenvoudigd en ongedifferentieerd huidmodel te genereren met behulp van een microgemachineerd microfluïdisch platform. Een parallelle stromingsbenadering maakt de in situ afzetting van een dermale compartiment mogelijk voor het zaaien van epitheelcellen bovenop, allemaal geregeld door spuitpompen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk presenteert een nieuw, kosteneffectief en betrouwbaar microfluïdisch platform met het potentieel om complexe meerlagige weefsels te genereren. Als proof of concept is een vereenvoudigde en ongedifferentieerde menselijke huid gemodelleerd met een dermale (stromale) en een epidermale (epitheliale) compartiment. Om dit te bereiken, is een veelzijdig en robuust, op vinyl gebaseerd apparaat ontwikkeld, verdeeld in twee kamers, waarbij enkele van de nadelen van microfluïdische apparaten op basis van polydimethylsiloxaan (PDMS) voor biomedische toepassingen, zoals het gebruik van dure en gespecialiseerde apparatuur of de absorptie van kleine, hydrofobe moleculen en eiwitten, worden overwonnen. Bovendien werd een nieuwe methode ontwikkeld op basis van parallelle stroming, die de in situ depositie van zowel de huid- als epidermale compartimenten mogelijk maakt. Het huidconstruct bestaat uit een fibrinematrix met menselijke primaire fibroblasten en een monolaag van onsterfelijke keratinocyten die bovenop zijn gezaaid, die vervolgens wordt onderhouden onder dynamische kweekomstandigheden. Dit nieuwe microfluïdische platform opent de mogelijkheid om menselijke huidziekten te modelleren en de methode te extrapoleren om andere complexe weefsels te genereren.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Onlangs is vooruitgang geboekt in de richting van de ontwikkeling en productie van in vitro menselijke huidmodellen voor de analyse van de toxiciteit van cosmetische en farmaceutische producten1. Onderzoekers in de farmaceutische en huidverzorgingsindustrie hebben dieren gebruikt, muizen zijn de meest voorkomende, om hun producten te testen2,3,4,5. Het testen van producten op dieren is echter niet altijd voorspellend voor de respons bij mensen, wat vaak leidt tot falen van geneesmiddelen of nadelige effecten bij mensen en bijgevolg tot economische verliezen5,6. Het Verenigd Koninkrijk was in 1998 het eerste land dat het gebruik van dieren voor cosmetische tests verbood. Later, in 2013, verbood de EU het testen en toe-laten van cosmetica bij dieren (EU Cosmetics Regulation No. 1223/2009)7.

Dit verbod wordt ook door andere landen overwogen, zoals in 'The Humane Cosmetics Act' in de VS8. Naast ethische overwegingen maken de anatomische verschillen tussen dierlijke en menselijke huid dierproeven tijdrovend, duur en vaak ineffectief. Bovendien wordt verwacht dat de wereldwijde markt voor in vitro toxicologietests tegen 2025 USD 26,98 miljard zal bereiken9. Om deze redenen is het nodig om nieuwe methoden en alternatieven te ontwikkelen voor die in vitro studies, zoals bio-technische menselijke huidmodellen, die het testen op veiligheid en toxische effecten van cosmetica en geneesmiddelen mogelijk maken zonder het gebruik van dieren.

Er zijn twee verschillende soorten commercieel verkrijgbare, in vitro, menselijke huidmodellen. Het eerste type bestaat uit gestratificeerde epidermale equivalenten die meerdere lagen differentiërende keratinocyten bevatten die op verschillende materialen zijn gezaaid. Sommigen van hen zijn goedgekeurd door de Organisatie voor Economische Samenwerking en Ontwikkeling (OESO) en gevalideerd door het (European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM) voor huidcorrosie- en irritatietests, zoals EpiDerm of SkinEthic10,11,12. Het tweede type zijn volledige huidequivalenten met een laag differentiërende menselijke keratinocyten gezaaid op een driedimensionale (3D) steiger die fibroblasten bevat, zoals T-Skin en EpiDerm-FT. Deze modellen worden echter gekweekt onder statische omstandigheden, waardoor ze niet in staat zijn om de menselijke fysiologische omstandigheden nauwkeurig weer te geven.

Recente interesse heeft zich gericht op het genereren van in vitro 3D-huidmodellen in celkweek-insert (CCI) formaten met dynamische perfusie13,14,15,16,17,18,19. Deze systemen kunnen echter niet worden beschouwd als stricto sensu als microfluïdische skin-on-chips volgens hun klassieke definitie in het veld. Ingber's definitie voor organen-op-een-chip stelt dat het orgaan in de microfluïdische kanalen moet worden geplaatst, wat een voorwaarde is dat slechts enkele apparaten voldoen aan20,21. Skin-on-chips hebben tot nu toe meestal eenvoudige epithelia gemodelleerd als eencellige lagen en / of dermale cellagen gescheiden door een poreusmembraan 22,23. Hoewel er enige vooruitgang is geboekt bij het modelleren van huid in microfluïdische systemen16,24, is er momenteel geen literatuur die een orgaan-op-een-chip-systeem laat zien dat voldoet aan de definitie van Ingber, in staat om een meerlagige huid in situ te produceren en zowel epitheliale als stromale componenten te bevatten.

In dit werk wordt een nieuw, kosteneffectief, robuust, op vinyl gebaseerd microfluïdisch platform voor skin-on-a-chip-toepassingen gepresenteerd. Dit platform werd geproduceerd door microbewerking, wat meer eenvoud in het fabricageproces biedt, evenals meer flexibiliteit en veelzijdigheid in de lay-out van het apparaat, waardoor enkele van de beperkingen van PDMS25worden overwonnen . Er werd ook een manier ontworpen om een vereenvoudigde huidconstructie te introduceren door middel van een parallelle stroom die wordt geregeld met spuitpompen. Parallelle stroming maakt het mogelijk om twee vloeistoffen met zeer verschillende viscositeiten (een buffer en fibrine pre-gel in dit geval) door een kanaal te laten doordringen zonder met elkaar te mengen. Als proof of concept werd een dermo-epidermaal construct met fibroblasten ingebed in een fibrinematrix die de dermis nabootst in het apparaat geïntroduceerd, waarop een monolaag van keratinocyten werd geladen om de ongedifferentieerde epidermis na te bootsen. De hoogte van het dermale compartiment kan worden gemoduleerd door de stroomsnelheden aan te passen. De belangrijkste nieuwigheid van dit werk, vergeleken met eerder beschreven modellen22,26,27,28,29,is de ontwikkeling van een 3D-constructie in een microkamer door middel van microfluïdica. Hoewel dit artikel een vereenvoudigde ongedifferentieerde huid presenteert, is het langetermijndoel om een volledig gedifferentieerd huidconstruct te genereren en te karakteriseren om de levensvatbaarheid en functionaliteit ervan voor medicijn- en cosmetische testdoeleinden aan te tonen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Chipontwerp en microbewerkingsparameters

  1. Ontwerp de microfluïdische chiplagen met FreeCAD open-source ontwerpsoftware; zie tabel 1 voor de afmetingen van de kanalen. Neem vier gaten met een diameter van 2,54 mm op in het ontwerp om een op maat gemaakte aligner te gebruiken voor een juiste laagsuperpositie.
Lengte (μm)Breedte (μm)
Tweede kamer28,400800
Bovenkamer31,000800

Tabel 1: Afmetingen van de bovenste en onderste kanalen van het apparaat.

  1. Snijd 95 μm dikke, zelfklevende, transparante vinylplaten in vierkanten van 30 cm x 30 cm om goed in de plotter te passen.
  2. Gebruik de Brother CanvasWorkspace-software om een werkruimte van 30 cm x 30 cm te maken en deze te vullen met de ontworpen patronen voor de verschillende lagen van de chip(Figuur 1A). Sla het op in een .svg bestand.
  3. Knip de vinylplaten van 30 cm x 30 cm met de randplotter(figuur 1B-D).
    1. Plak het vinylvel op een kleefmat met lage kleefkracht en verwijder indien nodig alle luchtbellen.
    2. Upload het .svg bestand naar de plotter en stel de snijparameters in: snijmes: niveau 3; snijdruk: niveau 0; snijsnelheid: niveau 1. Plaats de lijmmat met het vinyl in de plotter en start het snijproces.
  4. Knip het bovenste kanaalpatroon op 12 μm dik dubbelzijdig tapevinyl door de vorige stappen te volgen.

figure-protocol-1
Figuur 1: Chipontwerp en microbewerkingsproces. (A) Software-indeling met de werkruimte gevuld met zowel de bovenste als de onderste patronen die voor de chip zijn ontworpen. (B) Kantenplotter tijdens het snijproces; snijmes, hele vinylplaat en kleefmat worden getoond. (C) Vinyl met een patroon dat van de gesneden plaat wordt losgemaakt. (D) Monster van een zelfklevende vinyllaag met een patroon van het bovenste kanaalontwerp. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. PDMS laag fabricage

  1. Meng het PDMS en het uithardingsmiddel in een verhouding van 10:1 (v/v) en plaats het mengsel gedurende 15 minuten onder vacuüm om luchtbellen te verwijderen. Giet 55 ml van het mengsel in een 55 cm2 vierkante kweekschaal om een laag van 2 mm dik te verkrijgen. Verwijder bubbels met een naald.
  2. Laat het mengsel (stap 2.1) 1 uur in een oven op 80 °C uitharden. Ontsmolt het PDMS en snijd het in rechthoeken met de spaanafmetingen. Maak gaten voor de slang met een 18 G spuitnaald.

3. Chip assemblage

OPMERKING: Voor een beter begrip, zie figuur 2.

  1. Monteer het hele apparaat met behulp van een aligner om kanalen, inlaten en stopcontacten correct aan te passen. Stapel vier vinyllagen op (met de bijbehorende onderste micropattern) voor het monteren van het onderste kanaal, waarbij de afdektape van de onderste laag wordt behouden om te voorkomen dat deze aan de aligner blijft plakken.
  2. Snijd en plaats het polycarbonaat (PC) poreuze membraan bovenop het onderste kanaal om het van het bovenste kanaal te scheiden. Zorg ervoor dat u de inlaten van het onderste kanaal niet bedekt.
  3. Voeg tien vinyllagen toe met het ontwerp van de bovenste kamer. Plak een dubbelzijdige tape vinyllaag met daarop het bovenste kanaalpatroon. Verwijder de chip uit de aligner en plak deze op de glasplaat.
  4. Plaats een 2 mm dikke PDMS-plaat bovenop de dubbelzijdige tape vinyllaag om de slang op de juiste manier te verankeren en lekkage te voorkomen. Laat een gewicht een nacht op de chip liggen om ervoor te zorgen dat de chip volledig waterdicht is. Steriliseer de chip door 70% v/v ethanol gedurende 5 minuten te spoelen en vervolgens te wassen met gedestilleerd H2O.

figure-protocol-2
Figuur 2: Microfluïdische chipassemblage. (A) Algemeen schema van de montage van het hulpmiddel. De onderste en bovenste kamers bestaan uit respectievelijk vier en elf boven elkaar geplaatste vinylplaten. (B) Bovenaan- en zijdelingse weergaven van de microfluïdische chip. Bovenste en onderste kanalen worden respectievelijk in roze en blauw weergegeven. (C) Afbeelding van de chipassemblage met behulp van een op maat gemaakte aligner. (D) Chipafbeelding na volledige montage. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Pompaansluitingen

OPMERKING: De grafische weergave van pompaansluitingen is weergegeven in figuur 3.

  1. Sluit pomp 1 aan op de inlaat van de bovenste kamer 1 (UCi1).
  2. Sluit pomp 2 aan op de inlaat van de bovenkamer 2 (UCi2).
  3. Sluit pomp 3 aan op de inlaat van de onderste kamer (LCi).
  4. Sluit de bovenste kameruitlaat (UCo) en de onderste kameruitlaat (LCo) aan op een afvoerbuis.
  5. Sluit de spuiten aan op elke inlaat met behulp van buizen van polytetrafluorethyleen (PTFE) en roestvrijstalen connectoren van 18 G.

figure-protocol-3
Figuur 3: Plaats van de pompaansluitingen en inlaten/uitlaatopeningen. (A) Schema met de aansluiting van de drie verschillende pompen op hun respectieve inlaten. Stopcontacten sluiten aan op een afvalcontainer. (B) Chipafbeelding met gelabelde in- en uitgangen. Afkortingen: LCi = inlaat van de onderste kamer; LCo = onderste kameruitlaat; UCi1 = bovenste kamerinlaat 1; UCi2 = bovenste kamerinlaat 2; UCo = uitlaat van de bovenste kamer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

5. Celkweek

OPMERKING: De HaCaT cellijn heeft een commerciële oorsprong. Menselijke primaire fibroblasten zijn afkomstig van gezonde donoren en werden verkregen uit de verzameling biologische monsters van menselijke oorsprong geregistreerd in "Registro Nacional de Biobancos para Investigación Biomédica del Instituto de Salud Carlos III".

  1. Werk in een celkweekkap, eerder gesteriliseerd onder ultraviolet licht en afgeveegd met ethanol.
  2. Ontdooi H2B-GFP-HaCaT-cellen (menselijke vereeuwigde huidkeratinocyten, hKCs) en GFP-humane primaire fibroblasten (hFBs) bij 37 °C, voeg 2 ml kweekmedium toe en centrifugeer gedurende 7 minuten bij 20 °C bij 250 × g.
    OPMERKING: H2B-GFP-HaCaT-cellen zijn door de mens vereeuwigde keratinocyten die zijn gemodificeerd om een hybride histon H2B-groen fluorescerend eiwit (GFP) tot expressie te brengen, waardoor hun kernen groene fluorescentie krijgen. GFP-hFBs zijn menselijke primaire fibroblasten die zijn getransformeerd met de vector pLZRS-IRES-EGFP om cytoplasmatische groene fluorescentie tot expressie te brengen. Deze cellen zijn gewijzigd volgens eerder gepubliceerde protocollen30,31
  3. Kweek zowel hKCs als hFBs in 1x DMEM aangevuld met 10% foetaal runderserum en 1% antibioticum/antimycotische oplossing. Verwarm het kweekmedium voor gebruik bij 37 °C.
  4. Maak de cellen los door ze te wassen met 1x fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS), voeg 2 ml trypsine/ethyleendiamine tetra-azijnzuur (EDTA) toe en incubeer ze gedurende 10 minuten bij 37 °C.
  5. Inactiveer trypsine door 4 ml kweekmedium toe te voegen. Resuspend de cellen en breng ze over naar een buis van 15 ml. Verwijder 10 μL om cellen op een Neubauer-kamer te tellen en bepaal de juiste concentratie.
  6. Centrifugeer de buis van 15 ml gedurende 7 minuten bij 20 °C bij 250 × g. Verwijder het supernatant en resuspend de pellets in de gewenste concentratie: hFBs bij 50.000 cellen/ml en hKCs bij 5·× 106 cellen/ml.

6. Fibrinogeen pre-gel voorbereiding

  1. Activeer trombine door 1 ml CaCl2 (1% w/v in NaCl) aan de injectieflacon toe te voegen.
  2. Voeg de volgende componenten toe om 1 ml fibrinehydrogel te verkrijgen bij een eindconcentratie fibrine van 3,5 mg/ml: 59 μl geactiveerd trombine (10 NIH-eenheden/ml), 59 μl tranexaminezuur (Materialentabel, 100 mg/ml), 764 μL kweekmedium met 50.000 hFBs/ml, 118 μL fibrinogeen (20 mg/ml NaCl (0,9% m/v)).
    OPMERKING: Fibrinogeen moet op het laatste moment worden toegevoegd.

7. Parallel flow protocol

  1. Pomp 1x PBS met pomp 3 door de LCi bij 50 μL/min gedurende het hele proces.
  2. Pomp opofferingsvloeistof (1x PBS) met pomp 2 door de UCi2 bij 100 μL/min.
  3. Laad de spuit met de voorgel, plaats deze snel in pomp 1 en laat hem op 200 μL/min draaien(figuur 4A).
  4. Stop pompen 1 en 2 zodra de pre-gel de UCo verlaat.
  5. Laat de chip zonder de slang te verwijderen minstens 10 minuten bij 37 °C om gelation mogelijk te maken.
  6. Pompkweekmedium bij 50 μL/h met pomp 3 tot en met UCi2 's nachts.
  7. Blokkeer UCi1 met een pet.

8. hKCs monolayer seeding

  1. Controleer onder de microscoop of hFB's 24 uur na het genereren van het dermale compartiment worden verspreid.
  2. Introduceer de hKCs met pomp 2 tot en met UCi2 op 5 ×·106 cellen/ml bij 40 μL/min gedurende 1 min (Figuur 4B).
  3. Laat de chip een nacht op 37 °C in een met vochtigheid verzadigde incubator voor celaanhechting.
  4. Pomp vers kweekmedium met pomp 3 alleen door LCi bij 50 μL/min(figuur 4C).

figure-protocol-4
Figuur 4: Microfluïdisch protocol voor het genereren van de dermo-epidermale constructie. (A) Dwarsdoorsnede die het parallelle stromingsproces toont om het dermale compartiment te genereren. (B) Keratinocyten monolaag zaaien 24 uur na het genereren van de huidcompartimenten. (C) Celkweekonderhoud in het microfluïdische apparaat. (D) Dwarsdoorsnederecreatie van de huid in de chip. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

9. Test van de levensvatbaarheid van cellen

OPMERKING: Live /Dead kit kleurt cellen met groene of rode fluorescentie, afhankelijk van hun levende of dode toestand. Voor een goede differentiatie van de levensvatbaarheid moeten in deze stap niet-fluorescerende hKCs en hFB's worden gebruikt. Alle stappen in de procedure worden uitgevoerd via UCi2 met pomp 2.

  1. Was het bovenste kanaal met 1x PBS gedurende 5 minuten op 50 μL/min om kweekmedium te verwijderen.
  2. Pomp lucht om de 1x PBS bij 50 μL/min te verwijderen.
  3. Bereid Calcein AM/Ethidium homodimer-1 Kit (Live/Dead) oplossing voor door de instructies van de fabrikant te volgen.
  4. Pomp Live/Dead oplossing bij 50 μL/min gedurende 2 min.
  5. Incubeer 30 min bij 37 °C in het donker.
  6. Was het bovenste kanaal door 1x PBS gedurende 2 minuten op 50 μL/min te pompen om het resterende reagens te verwijderen.
  7. Observeer het monster onder de confocale microscoop. Gebruik een excitatiegolflengte van 495/590 nm en een emissiegolflengte van 519/617 nm voor respectievelijk levende en dode cellen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ontworpen chip bestaat uit twee vloeibare kamers gescheiden door een 5 μm poriegrootte PC-membraan dat de groei van de cel mogelijk maakt door de doorgang van groeibevorderende moleculen uit de onderste kamer mogelijk te maken. De bovenste kamer bevat het weefselconstruct, in dit geval een monolaag van hKCs op een fibrinehydrogel die hFBs bevat.

De hoogte van de kanalen wordt bepaald door het aantal lijmplaten dat aan elk kanaal wordt toegevoegd. De onderste kamer bestaat uit 4 lagen (380 μ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De motivatie om deze methode te ontwikkelen was de wens om huidziekten te modelleren en de effecten van nieuwe en innovatieve therapieën te bestuderen in een high-throughput platform. Tot op heden produceert dit laboratorium deze dermo-epidermale equivalenten door handmatig of met behulp van de 3D-bioprinttechnologie de fibrinegel met fibroblasten in een celkweekinbrengplaat te gieten en de keratinocyten er bovenop te zaaien. Zodra de keratinocyten samenvloeiing bereiken, wordt de 3D-cultuur blootgesteld aan de lucht-vlo...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat zij geen concurrerende financiële belangen hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We bedanken Dr. Javier Rodríguez, Dr. María Luisa López, Carlos Matellán en Juan Francisco Rodríguez oprecht voor zeer nuttige suggesties, discussies en/of voorlopige gegevens. We bedanken ook de bijdragen van Sergio Férnandez, Pedro Herreros en Lara Stolzenburg aan dit project. Speciale dank gaat uit naar Dr. Marta García voor GFP-gelabelde hFBs en hKCs. Tot slot erkennen we de uitstekende technische assistentie van Guillermo Vizcaíno en Angélica Corral. Dit werk werd ondersteund door het "Programa de Actividades de I+D entre Grupos de Investigación de la Comunidad de Madrid", Project S2018/BAA-4480, Biopieltec-CM. Dit werk werd ook ondersteund door het "Programa de excelencia", Project EPUC3M03, CAM. CONSEJERÍA DE EDUCACIÓN E INVESTIGACIÓN.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
AmchafibrinRottafarmTranexamzuur
Antibioticum/antimycoticumThermo Scientific HyClone
CalciumchlorideSigma Aldrich
KweekplatenFisher
DMEMInvitrogen Life Technologies
Dubbelzijdig plakband vynilATP Adhesive SystemsGM 107CC, 12 µm dik
RandplotterBrotherScanncut CM900
FBSThermo Scientific HyClone
FibrinogeenSigma AldrichGeëxtraheerd uit menselijk plasma
Glazend diaThermo Scientific
GFP-Menselijke dermale fibroblasten-Primair. Cadeau van Dr. Marta García
H2B-GFP-HaCaT-cellijnATCCGeïmmortaliseerde keratinocyten. Cadeau van Dr. Marta García
Live/dead-kitInvitrogen
PBSSigma Aldrich
PolycarbonaatmembraanMerk TM5 µm poriegrootte
PolydimethylsiloxaanDow CorningSylgard 184
NatriumchlorideSigma Aldrich
SpuitenTerumo5 mL
TrombineSigma Aldrich10 NIH/fles
Transparant kleefvinylMactacJT 8500 CG-RT, 95 µm dik
Trypsine/EDTASigma Aldrich
BuizenIDEXTeflon, 1/16” OD, 0.020” ID

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. McNamee, P., et al. A tiered approach to the use of alternatives to animal testing for the safety assessment of cosmetics: Eye irritation. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 54 (2), 197-209 (2009).
  2. Mathes, S. H., Ruffner, H., Graf-Hausner, U. The use of skin models in drug development. Advanced Drug Delivery Reviews. 69-70, 81-102 (2014).
  3. Abd, E., et al. Skin models for the testing of transdermal drugs. Clinical Pharmacology: Advances and Applications. 8, 163-176 (2016).
  4. Flaten, G. E., et al. In vitro skin models as a tool in optimization of drug formulation. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 75, 10-24 (2015).
  5. Avci, P., et al. Animal models of skin disease for drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 8 (3), 331-355 (2014).
  6. Mak, I. W., Evaniew, N., Ghert, M. Lost in translation: animal models and clinical trials in cancer treatment. American Journal of Translational Research. 6 (2), 114-118 (2014).
  7. Pronko, P. P., VanRompay, P. A., Zhang, Z., Nees, J. A. Pronko et al. Reply. Physical Review Letters. 86 (7-12), 1387(2001).
  8. H.R.2858 - Humane Cosmetics Act. 114th Congress. , Available from: https://congress.gov/bill/114th-congress/house-bill/2858 (2016).
  9. Global in-vitro toxicology testing market report: size, share & trends analysis 2014-2015. , Available from: https://www.prnewswire.com/news-releases/global-in-vitro-toxicology-testing-market-report-size-share--trends-analysis-2014-2025-300704958.html (2018).
  10. Zhang, Z., Michniak-Kohn, B. B. Tissue engineered human skin equivalents. Pharmaceutics. 4 (1), 26-41 (2012).
  11. OECD. In vitro skin corrosion: reconstructed human epidermis (RhE) test method. Test Guideline No.431. OECD Guideline for Testing of Chemicals. , (2019).
  12. Almeida, A., Sarmento, B., Rodrigues, F. Insights on in vitro models for safety and toxicity assessment of cosmetic ingredients. International Journal of Pharmaceutics. 519 (1-2), 178-185 (2017).
  13. vanden Broek, L. J., Bergers, L. I. J. C., Reijnders, C. M. A., Gibbs, S. Progress and future Prospectives in Skin-on-Chip Development with Emphasis on the use of Different Cell Types and Technical Challenges. Stem Cell Reviews and Reports. 13 (3), 418-429 (2017).
  14. Ataç, B., et al. Skin and hair on-a-chip: In vitro skin models versus ex vivo tissue maintenance with dynamic perfusion. Lab on a Chip. 13 (18), 3555-3561 (2013).
  15. Abaci, H. E., Gledhill, K., Guo, Z., Christiano, A. M., Shuler, M. L. Pumpless microfluidic platform for drug testing on human skin equivalents. Lab on a Chip. 15 (3), 882-888 (2015).
  16. Wu, R., et al. Full-thickness human skin-on-chip with enhanced epidermal morphogenesis and barrier function. Materials Today. 21 (4), 326-340 (2017).
  17. Materne, E. -M., et al. The multi-organ chip - a microfluidic platform for long-term multi-tissue coculture. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (98), e52526(2015).
  18. Schimek, K., et al. Bioengineering of a full-thickness skin equivalent in a 96-well insert format for substance permeation studies and organ-on-a-chip applications. Bioengineering. 5 (2), 43(2018).
  19. Alberti, M., et al. Multi-chamber microfluidic platform for high-precision skin permeation testing. Lab on a Chip. 17, 1625-1634 (2017).
  20. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature BIotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
  21. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D cell culture to organs-on-chips. Trends in Cell Biology. 21 (12), 745-754 (2011).
  22. Wufuer, M., et al. Skin-on-a-chip model simulating inflammation, edema and drug-based treatment. Scientific Reports. 6, 37471(2016).
  23. Ramadana, Q., Ting, F. C. W. In vitro micro-physiological immune-competent model of the human skin. Lab on a Chip. 16, 1899-1908 (2016).
  24. Kim, K., Jeon, H. M., Choi, K. C., Sung, G. Y. Testing the effectiveness of Curcuma longa leaf extract on a skin equivalent using a pumpless skin-on-a-chip model. International Journal of Molecular Sciences. 21 (11), 3898(2020).
  25. Halldorsson, S., Lucumi, E., Gómez-Sjöberg, R., Fleming, R. M. T. Advantages and challenges of microfluidic cell culture in polydimethylsiloxane devices. Biosensors and Bioelectronics. 63, 218-231 (2015).
  26. Huh, D., Matthews, B. D., Mammoto, A., Montoya-Zavala, M., Hsin, H. Y. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  27. Huh, D. A human disease model of drug toxicity - induced pulmonary edema in a lung-on-a-chip microdevice. Scientific Translational Medicine. 4 (159), (2012).
  28. Beckwitt, C. H., et al. Liver ' organ on a chip '. Experimental Cell Research. 363 (1), 15-25 (2018).
  29. Poceviciute, R., Ismagilov, R. F. Human-gut-microbiome on a chip. Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 500-501 (2019).
  30. Kanda, T., Sullivan, K. F., Wahl, G. M. Histone-GFP fusion protein enables sensitive analysis of chromosome dynamics in living mammalian cells. Current Biology. 8 (7), 377-385 (1998).
  31. Escámez, M. J., et al. Assessment of optimal virus-mediated growth factor gene delivery for human cutaneous wound healing enhancement. Journal of Investigative Dermatology. 128 (6), 1565-1575 (2008).
  32. Llames, S. G., et al. Human plasma as a dermal scaffold for the generation of a completely autologous bioengineered skin. Transplantation. 77 (3), 350-355 (2004).
  33. Llames, S., et al. Clinical results of an autologous engineered skin. Cell Tissue Bank. 7 (1), 47-53 (2006).
  34. Cubo, N., Garcia, M., del Cañizo, J. F., Velasco, D., Jorcano, J. L. 3D bioprinting of functional human skin: production and in vivo analysis. Biofabrication. 9 (1), 015006(2016).
  35. Mori, N., Morimoto, Y., Takeuchi, S. Skin integrated with perfusable vascular channels on a chip. Biomaterials. 116, 48-56 (2017).
  36. Kim, H. J., Li, H., Collins, J. J., Ingber, D. E. Contributions of microbiome and mechanical deformation to intestinal bacterial overgrowth and inflammation in a human gut-on-a-chip. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (1), 7-15 (2016).
  37. Shah, P., et al. A microfluidics-based in vitro model of the gastrointestinal human-microbe interface. Nature Communications. 7, 11535(2016).
  38. Marx, U., et al. Human-on-a-chip' developments: A translational cuttingedge alternative to systemic safety assessment and efficiency evaluation of substances in laboratory animals and man. Alternatives to Laboratory Animals. 40 (5), 235-257 (2012).
  39. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  40. Bennet, D., Estlack, Z., Reid, T., Kim, J. A microengineered human corneal epithelium-on-a-chip for eye drops mass transport evaluation. Lab on a Chip. 18, 1539-1551 (2018).
  41. Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a chip. 12, 2165-2174 (2012).
  42. Kim, H. J., Ingber, D. E. Gut-on-a-chip microenvironment induces human intestinal cells to undergo villus differentiation. Integrative Biology. 5 (9), 1130-1140 (2013).
  43. O'Neill, A. T., Monteiro-Riviere, N. A., Walker, G. M. Characterization of microfluidic human epidermal keratinocyte culture. Cytotechnology. 56 (3), 197-207 (2008).
  44. Ren, K., Chen, Y., Wu, H. New materials for microfluidics in biology. Current Opinion in Biotechnology. 25, 78-85 (2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Skin On A ChipMicrofluidic PlatformThree Dimensional SkinVinyl MicrofluidicsParallel Flow MethodDermal CompartmentEpidermal CompartmentFibrin MatrixHuman Primary FibroblastsKeratinocyte Monolayer

Gerelateerde artikelen