Toepassing van echografie en shear wave elastografie beeldvorming in een rat model van NAFLD / NASH

Samenvatting

Dit protocol beschrijft het gebruik van een verbeterde ultrasone techniek om niet-invasief leverweefselveranderingen te observeren en te kwantificeren in knaagdiermodellen van niet-alcoholische leververvetting.

Samenvatting

Niet-alcoholische steatohepatitis (NASH) is een aandoening binnen het spectrum van niet-alcoholische leververvetting (NAFLD), die wordt gekenmerkt door ophoping van levervet (steatose) en ontsteking die leidt tot fibrose. Preklinische modellen die menselijke NASH/NAFLD nauw samenvatten, zijn essentieel bij de ontwikkeling van geneesmiddelen. Hoewel leverbiopsie momenteel de gouden standaard is voor het meten van NAFLD / NASH-progressie en diagnose in de kliniek, is in de preklinische ruimte ofwel verzameling van hele levermonsters op meerdere tijdstippen tijdens een studie of biopsie van de lever nodig voor histologische analyse om het ziektestadium te beoordelen.

Het uitvoeren van een leverbiopsie halverwege de studie is een invasieve en arbeidsintensieve procedure en het verzamelen van levermonsters om het ziekteniveau te beoordelen, verhoogt het aantal onderzoeksdieren dat nodig is voor een onderzoek. Er is dus behoefte aan een betrouwbare, vertaalbare, niet-invasieve beeldvormingsbiomarker om NASH / NAFLD in deze preklinische modellen te detecteren. Niet-invasieve echografie-gebaseerde B-modus beelden en Shear Wave Elastography (SWE) kunnen worden gebruikt om steatose en leverfibrose te meten. Om het nut van SWE in preklinische knaagdiermodellen van NASH te beoordelen, werden dieren op een pro-NASH-dieet geplaatst en ondergingen ze niet-invasieve ultrasone B-modus en shear wave elastografie beeldvorming om de hepatorenale (HR) index en leverelasticiteit te meten, waarbij de progressie van respectievelijk levervetaccumulatie en weefselstijfheid op meerdere tijdstippen in de loop van een bepaalde NAFLD / NASH-studie werd gemeten.

De HR-index en elasticiteitsgetallen werden vergeleken met histologische markers van steatose en fibrose. De resultaten toonden een sterke correlatie tussen de HR-index en het percentage Oil Red O (ORO) kleuring, evenals tussen elasticiteit en Picro-Sirius Red (PSR) kleuring van levers. De sterke correlatie tussen klassieke ex vivo methoden en in vivo beeldvormingsresultaten levert bewijs dat shear wave elastografie/echografie-gebaseerde beeldvorming kan worden gebruikt om het fenotype en de progressie van de ziekte te beoordelen in een preklinisch model van NAFLD/NASH.

Inleiding

Niet-alcoholische leververvetting (NAFLD) is een metabole aandoening die wordt gekenmerkt door een overmatige opeenhoping van vet in de lever en wordt snel een toonaangevende leveraandoening wereldwijd met een onlangs gerapporteerde wereldwijde prevalentie van 25%¹. Niet-alcoholische steatohepatitis (NASH) is een meer gevorderd stadium van het spectrum van NAFLD, gekenmerkt door overtollig levervet met progressieve cellulaire schade, ontsteking en fibrose. Deze aandoeningen zijn vaak stil, onopgemerkt via bloedonderzoek of routineonderzoeken, totdat er al aanzienlijke schade is opgetreden aan de lever van een patiënt. Momenteel is de gouden standaard om NASH bij patiënten te diagnosticeren door histologisch onderzoek van van de patiënt afgeleide leverbiopsiemonsters. Evenzo vertrouwen preklinische onderzoekers die werken aan het begrijpen van de pathogenese van NASH / NAFLD en de geneesmiddelenontwikkelingsindustrie op in vivo wigbiopsie van levermonsters of terminale euthanasie van satellietcohorten voor histologie om steatose, ontsteking en fibrose te meten.

Leverwigbiopsie is bijvoorbeeld een standaardtechniek voor het beoordelen van steatohepatitis en fibrose tijdens het gebruik van het GUBRA NASH-model². De leverwigbiopsiemethode is invasief en arbeidsintensief bij kleine dieren³. Het gebruik van wigleverbiopsie in het midden van een studie vertegenwoordigt een toegevoegde experimentele variabele in een ziektemodel, waardoor het aantal dieren dat nodig is vaak toeneemt. Met deze factoren in gedachten blijken niet-invasieve beeldvormingstechnieken die kunnen worden gebruikt om steatose en fibrose in NASH / NAFLD-diermodellen op vroege tijdstippen betrouwbaar te beoordelen, waardevol. Shear wave elastography (SWE) is een op echografie gebaseerde methode die wordt gebruikt om de elasticiteit van zachte weefsels te meten. De techniek meet de voortplanting van schuifgolven gecreëerd door supersonische ultrasone pulsen gericht op een weefseldoel en berekent vervolgens een waarde genaamd E modulus⁴. De snelheid van de schuifgolf is evenredig met de mate van weefselstijfheid.

Figuur 1 en figuur 2 tonen de opstelling van het beeldvormingsgebied en het SWE-instrument. Het SWE-instrument is een enkele eenheid op wielen met twee schermen en een bedieningspaneel in figuur 2A. De bovenste monitor(figuur 2B)fungeert als de computermonitor en geeft beelden en patiëntmappen weer. Hetbedieningspaneel (Figuur 2C)is een reeks knoppen en draaiknoppen die algemene aspecten van het vastleggen van afbeeldingen regelen: het bevriezen van het scherm, het opslaan van afbeeldingen, het overschakelen van de ene modus naar de andere. Het onderste scherm(Figuur 2D)is een aanraakscherm met extra bedieningselementen om instellingen te wijzigen en fungeert als een toetsenbord om gegevens in te voeren als dat nodig is. Het instrument is uitgerust met een stylus om desgewenst op het touchscreen te gebruiken. Ultrasone sondes worden bevestigd aan het onderste voorpaneel van het apparaat. Voor B-mode en SWE beeldvorming bij knaagdieren werd de super-lineaire 6 tot 20 MHz transducer gebruikt. Dit vermogen om weefselstijfheid niet-invasief te meten, maakt SWE een waardevol hulpmiddel voor de identificatie en stadiëring van leverfibrose⁵ bij NASH-patiënten, waardoor de behoefte aan meer invasieve methoden afneemt. SWE is in feite gebruikt om leverfibrose bij patiënten te meten en is een door de FDA goedgekeurde methode om fibrose in de kliniek te scoren⁶. Het gebruik van SWE om de NASH-progressie in diermodellen van de ziekte te volgen, zou een translationeel hulpmiddel zijn voor de ontwikkeling van behandelingen en tegelijkertijd het dierenwelzijn verbeteren door de vermindering van het aantal proefpersonen en verfijning van in vivo procedures om pijn en angst te minimaliseren.

SWE-beeldvorming bij menselijke patiënten maakt gebruik van een laagfrequente ultrasone transducer⁴, wat niet ideaal is voor kleine dieren. Met name zijn hoogfrequente SWE-technieken gebruikt om de werkzaamheid van acetyl-CoA carboxylase remming op pathogenese van NASH in een rat model⁷te evalueren , en het nut van deze techniek is beschreven in koolstoftetrachloride rat modellen van leverfibrose met succesvolle resultaten in vergelijking met traditionele METAVIR histologische scoringsmethoden⁸. In de bestaande literatuur ontbreekt het echter aan gedetailleerde technische en methodologische informatie over de toepassing van SWE-beeldvorming in preklinische modellen van NASH. Zoals hierboven beschreven, is leversteatose een van de belangrijkste kenmerken van de NAFLD / NASH-aandoening en is het een belangrijke fase waarin interventie kan worden overwogen. Het beoordelen van de accumulatie van levervet met behulp van een beeldvormingsmodaliteit is dus net zo belangrijk als het beoordelen van leverfibrose in preklinische modellen van NASH / NAFLD.

Een ultrasone techniek die bekend staat als de HR-index, een verhouding van weefselhelderheid van de lever in vergelijking met die van de nierschors, is gebruikt als een surrogaatmarker van steatose in de kliniek^9,10. Deze benadering is echter niet op grote schaal gebruikt in preklinische diermodellen van NAFLD / NASH. Dit artikel beschrijft een methode voor het meten van elasticiteit en de HR-index als een surrogaatmarker van respectievelijk leverfibrose en steatose in een choline-deficiënt, vetrijk dieet (CDAHFD) rattenmodel van NAFLD / NASH. Dit model induceert snelle steatose, leverontsteking en fibrose, die meetbaar is binnen 6 weken bij muizen¹¹. Het is aangetoond dat de toevoeging van cholesterol (1%) aan dit dieet fibrogenese bij ratten^{bevordert 12}, waardoor dit model een geschikte kandidaat is voor validatiestudies met afschuifgolfbeeldvorming. Over het algemeen kan deze beeldvormingstechnologie ook worden toegepast op een breed scala aan NASH-modellen / diëten waar steatose en / of fibrose een eindpunt van belang is.

Protocol

Alle procedures waarbij dieren betrokken zijn, werden beoordeeld en goedgekeurd door pfizer's Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) en uitgevoerd in een AAALAC (Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care) Internationale geaccrediteerde faciliteit.

1. Ziekte-inductie

1. Gebruik mannelijke Wister Han-ratten (150-175 g; ~ 6-7 weken oud; in totaal 40 ratten) die vrij zijn van bekende rattenavontionale pathogenen. Huisvest de ratten in paren in individueel geventileerde caging met papieren beddengoed (zie de tabel met materialen ) en houd ze op 22 ± 1 °C, 40-70% relatieve vochtigheid met een licht-donkercyclus van12:12 uur.
2. Plaats de ratten met een gewicht van 150-175 g (~ 6-7 weken oud) op een choline-deficiënt, vetrijk dieet met 1% cholesterol (n = 20) of een standaard laboratoriumknaagdier chow (n = 20), afhankelijk van de onderzoeksopzet.
   OPMERKING: In deze studie werden in totaal 40 ratten ingeschreven met 20 dieren per groep. Aan het einde van de^6e week werd de helft van het cohort van elke groep obductie uitgevoerd voor histologische analyse van levermonsters halverwege de studie. De steekproefomvang was dus 10 dieren per groep voor^{de tijdspunten van de 9e} en^12e week.

2. Instrument instellen

1. Stel het beeldvormingsgebied als volgt in: neem een verwarmd oppervlak op om het dier warm te houden tijdens de beeldvorming (c in figuur 1)en een beveiligde anesthesieneuskegel om inhalatie-anesthesie toe te staan om gedurende de hele procedure een vlak van anesthesie te behouden (b in figuur 1).
2. Gebruik een ultrasone sondehouder om het verplaatsen van de ultrasone sonde naar de gewenste locatie te vergemakkelijken en om te voorkomen dat de sonde op het dier rust.
   1. Gebruik verwarmde ultrasone gel op de huid waar het ultrasone beeld wordt verkregen.
   2. Handhaaf de volgende instellingen gedurende de hele procedure, die kunnen worden aangepast op het aanraakscherm: Akoestisch vermogen 0,0 dB; Tissue Tuner 1540 m/s; Dynamisch bereik 60 dB; Elasticiteitsbereik (voor SWE-modus) < 30 kPa.
3. Bevestig de ultrasone sonde aan het railsysteem in de gespecialiseerde houder (a in figuur 1).
4. Schakel het instrument in en laat het opstarten. Zodra de monitor is ingeschakeld, noteer je het B Mode-beeld met aangesloten transducerdetails.

3. Voorbereiding van het onderwerp

1. Zorg ervoor dat de dieren ten minste 4 uur voorafgaand aan de beeldvormingsprocedure worden gevast om te voorkomen dat de darminhoud de beeldverwerving verstoort.
   1. Plaats na ten minste 4 uur vasten een rat in een isofluraan-anesthetische inductiekamer totdat een geschikt niveau van anesthesie is bereikt, bevestigd door geen reactie op teenknijpen. Stel de dieren gedurende 3-5 minuten bloot aan 3-5% isofluraan om anesthesie te induceren.
   2. Houd de dieren voor onderhoudsanesthesie onder 2-3% isofluraan tijdens beeldverwerving. Breng oogheelkundige zalf aan om het oog te beschermen tegen uitdroging tijdens anesthesie.
2. Zodra de anesthesie is bereikt, verwijdert u een dier uit de inductiekamer en plaatst u het op een warmwater circulerende deken. Plaats een verdovingsneus over de snuit en scheer het dier aan de rechterkant, van de ribbenkast tot het bekken. Gebruik chemische ontharingscrème om al het resterende haar in dit gebied te verwijderen.
3. Zodra het haar is verwijderd, plaatst u een dier in linker zijdelingse lighoek met bovenpoten afgeplakt boven het hoofd op een warm beeldvormingsplatform (figuur 3A).
4. Druk op de patiënttoets op het bedieningspaneel van het instrument en identificeer het onderwerp op basis van de onderzoeksopzet.
   1. Open de keyboardfunctie op het instrument door op het pictogram op het aanraakscherm te tikken. Typ de gewenste namen.
   2. Tik op Afsluiten om het scherm met de naam van de patiënt te verlaten. Merk op dat de B-modus opnieuw wordt geopend op de monitor.

4. Beeldacquisitie voor hepato-renale (HR) indexmeting

1. Breng een kleine hoeveelheid verwarmde ultrasone gel aan op het ontharen van de huid op het dier.
2. Beweeg de ultrasone sonde om het met gel bedekte gebied van het onderwerp aan te raken(figuur 3B). Zodra een live B-modus beeld van de inwendige organen van het onderwerp op de monitor verschijnt, verplaatst u de ultrasone sonde naar het gebied iets boven de heup, net evenwijdig aan de lumbale wervels (sagittale vlak).
3. Met behulp van het B-modus display op de monitor, lokaliseer de rechter nier door de grote nierslagader en cortex / medulla scheiding te identificeren(Figuur 4A). Observeer bovendien een deel van de lever in een enkel vlak van het beeld.
   1. Zorg ervoor dat er weinig tot geen beeldartefacten zijn, zoals schaduwen en luchtbellen.
4. Meet een B Mode ratio om de HR-index te verkrijgen.
   1. Zorg ervoor dat zowel de nierschors als het leverparenchym zich in hetzelfde focusvlak bevinden. Pas indien nodig de focus aan en krijg controle om een duidelijk beeld te krijgen.
      1. Pas de scherpstelling aan door aan de focusknop op het bedieningspaneel te draaien. Pas de versterking aan door eenmaal op de Auto TGC-knop te drukken.
   2. Druk op de toets Bevriezen op het bedieningspaneel. Zorg ervoor dat het dier tussen de ademhalingen door is bij het bevriezen van het scherm om wazige beelden te voorkomen.
   3. Zodra het scherm is vastgelopen, tikt u op Meethulpmiddelen op het aanraakscherm. Selecteer B-mode Ratio, een ingebouwd hulpmiddel dat de relatieve helderheid van een weefsel uit een geselecteerd interessegebied meet. Maak een cirkel van 2 mm om een interessegebied (ROI) te selecteren. Pas de cirkelgrootte aan door een vinger langs de buitenrand van de trackball op het bedieningspaneel te bewegen.
   4. Plaats de cirkel van 2 mm op de ROI van het leverbeeld, die zich rechts van de nier moet bevinden. Identificeer leverweefsel op basis van de homogene echogeniciteit en gladde contour.
   5. Zodra de cirkel op zijn plaats is, drukt u op de knop Selecteren op het bedieningspaneel en observeert u de nieuwe cirkel die verschijnt.
   6. Pas de grootte van de nieuwe cirkel aan op 2 mm en plaats deze op het beeld van de niercortex. Zorg ervoor dat de diepte van de cirkels op de lever- en nierschors hetzelfde blijft. Eenmaal op zijn plaats, drukt u op de knop Selecteren op het bedieningspaneel. Observeer dat de ingebouwde systeemtool de HR-index weergeeft als een B-modusverhouding.
   7. Druk op Afbeelding opslaan om de afbeelding op te slaan en bekijk de opgeslagen afbeeldingen die als miniaturen aan de rechterkant van het beeldscherm worden weergegeven.
   8. Druk op de knop Bevriezen op het bedieningspaneel om de afbeelding te deblokkeren en terug te keren naar een live B-modusbeeld.
5. Herhaal de B-modusverhoudingsmeting 3 keer op verschillende diepten en vlakken van weefsel. Bereken het gemiddelde van deze drie B-modusverhoudingen voor elk dier en tijdspunt.

5. Beeldverwerving voor Shear Wave Elastography

1. Beweeg de sonde dwars in het rechter subcostale gebied om de lever te lokaliseren met behulp van de B-modus. Zoek een gebied van de lever dat meestal parenchym is en vrij van grote bloedvaten zoals de poortader en de leverslagader. Zodra een duidelijk gebied van de lever is gevonden, genereert u een afschuifelasticiteitskaart van het weefsel door op de SWE-knop op het bedieningspaneel te drukken.
2. Pas de grootte en positie van het SWE-vak onder de levercapsule aan in een gebied dat vrij is van schaduwen. Identificeer de capsule als een heldere echogene lijn in de buurt van de bovenkant van de lever.
3. Merk op dat het vak SWE binnen 5-10 s overgaat in een kleurenkaart. Zodra de doos vol en stabiel is, drukt u op de knop Bevriezen op het bedieningspaneel wanneer het dier tussen de ademhalingen door is.
   OPMERKING: De minimale hoeveelheid doosdekking moet 60-80% zijn om de elasticiteit van de lever nauwkeurig te beoordelen.
4. Tik op het aanraakscherm op QBox, een ingebouwde systeemtool die elasticiteit berekent op basis van een ROI op de afschuifgolfelasticiteitskaart. Observeer de cirkel en het gegevensvak die op de monitor worden weergegeven. Pas de positie van de QBox aan door op het positiepictogram op het aanraakscherm te tikken naar de gewenste instelling.
5. Pas de grootte van de cirkel aan op 3 mm door een vinger langs de buitenrand van de trackball op het bedieningspaneel te bewegen. Plaats de cirkel met behulp van de trackball in een gebied zonder schaduw met uniforme kleuren(Figuur 5A,B). Zorg ervoor dat u bekende gebieden van stijfheid zoals bloedvaten of het leverkapsel vermijdt, evenals bloeden van deze structuren.
6. Wanneer een geschikt gebied is gevonden, drukt u op Afbeelding opslaan op het bedieningspaneel om de afbeelding op te slaan. Herhaal deze procedure 3 keer in verschillende delen van de lever. Beweeg de sonde op en neer of zijwaarts op de buik om SWE-kaartbeelden uit verschillende delen van de lever te verzamelen.
7. Zodra alle afbeeldingen zijn verzameld, drukt u op Eindexamen op het bedieningspaneel en noteren u het patiëntinformatiescherm dat op de monitor verschijnt.
8. Verwijder de tape van de poten van het dier, veeg overtollige gel weg en verwijder het dier uit het beeldvormingsstadium. Laat het herstellen van anesthesie in een warme, droge kooi totdat het volledig is hersteld. Controleer elk dier om volledig herstel van anesthesie te garanderen, aangegeven door zijn vermogen om sternale ligtijd te behouden
9. Herhaal de stappen in secties 4-5 voor elk dier in het cohort dat moet worden afgebeeld.

6. Ophalen en analyseren van beeldgegevens

1. Wanneer beelden voor alle dieren zijn verzameld, schakelt u de anesthesie uit.
2. Als u beeldgegevens van het apparaat wilt ophalen, drukt u op de knop Controleren op het bedieningspaneel en observeert u alle scans die op dat instrument zijn uitgevoerd en op de monitor worden weergegeven. Zoek naar de gewenste scans met behulp van het zoekvenster in de bovenhoek van het scherm.
3. Selecteer alle scans die nodig zijn voor data-analyse door het vakje naast de naam van de patiënt aan te vinken via de trackball en de knop Selecteren. Zodra alle benodigde scans zijn gemarkeerd, selecteert u JPEG's exporteren op het aanraakscherm. Exporteer gegevens naar een netwerkstation of een draagbaar USB-station (Universal Serial Bus). Zoek de USB-poorten aan de achterkant van het instrument.
4. Zodra de bestanden zijn geëxporteerd, opent u afzonderlijke jpg-bestanden van elke scan op een werkstationcomputer. Observeer alle gegevens aan de rechterkant van de afbeelding: B Mode Ratio-verzamel het B Ratio-nummer; Q Box-verzamel de gemiddelde elasticiteitswaarde (kPa).
5. Voer alle gegevens in een spreadsheet of andere databasebeheersoftware in en voer de gewenste statistische analyses uit.

7. Histologische analyse van levermonsters

1. Aan het einde van de^6e week, voer obductie uit op de helft van het cohort van elke groep voor mid-studie histologische analyse van de levermonsters. Euthanaseer op dezelfde manier de rest van het cohort dieren en verzamel levermonsters voor histologische analyse op het tijdstip van^{de 12e} week.
2. Voor ORO-kleuring fixeert u leversecties in 10% neutraal gebufferde formaline en cryopreservert u ze met sucrose met een gekoelde 30% sucrose-oplossing gedurende een nacht op een minimum. Cryo-embed de secties in optimale snijtemperatuurverbinding en cryo-sectie ze op geladen dia's om zich voor te bereiden op ORO-kleuring.
3. Plaats de cryo-secties gedurende 2 minuten in 100% propyleenglycol, gevolgd door een incubatie gedurende een nacht in 0,5% ORO-oplossing. Na verwijdering uit de ORO-oplossing, differentiëren de secties in 85% propyleenglycol gedurende 1 minuut, spoelen in gedeïoniseerd water en counterstain met Mayer's Hematoxylin-Lillie's modificatie gedurende 1 min.
   1. Plaats coverslips op de platen met behulp van een waterig montagemedium en droog ze bij kamertemperatuur.
4. Voor PSR, deparaffiniseer formaline-gefixeerde, paraffine-ingebedde leversectieglaasjes, plaats ze een nacht in Bouin Fluid en kleur ze vervolgens met behulp van een geautomatiseerde diakleuring volgens het protocol van de fabrikant met enkele geoptimaliseerde stappen (1% fosfolybdisch zuur gedurende 5 minuten; 0,1% Sirius Rood in verzadigd picrinezuur gedurende 90 minuten; 2 x 30 s wassen in 0,5% azijnzuur). De dia's worden automatisch gedehydrateerd en vervolgens gemonteerd met een permanent montagemedium.
5. Leg afbeeldingen van de ORO- en PSR-gekleurde dia's vast met behulp van de digitale microscopiescanner met een vergroting van 20x, sla ze op in .svs-indeling en sla ze op in de diamanager-afbeeldingsdatabase.
6. Analyseer de afbeeldingen met behulp van aangepaste algoritmen die zijn gemaakt in software voor digitale pathologie. Pas op uniforme wijze digitale pathologiesoftwaretoepassingen toe met drempelparameters om het gebied van de leversecties en de ORO- en PSR-gekleurde gebieden te identificeren en te kwantificeren. Exporteer de metingen naar een spreadsheet voor gebiedspercentageberekeningen.

8. Statistische analyse

1. Voer statistische analyse van de beeldvormingsgegevens uit met tweerichtings-ANOVA met behulp van Sidak's meervoudige vergelijkingstest om het verschil tussen groepen op verschillende tijdstippen te beoordelen. Ga uit van significante verschillen tussen groepen voor waarschijnlijkheidswaarden p ≤ 0,001. Voer bovendien correlatie van beeldvormingsuitleingen uit met histologische analyses.
2. Gebruik niet-parametrische statistieken om de histologische analyseresultaten van deze studie te analyseren. Rapporteer de groepswaarden als mediaan ± semi-interkwartielbereik (sIQR). Ga uit van significante verschillen tussen groepen voor waarschijnlijkheidswaarden p ≤ 0,001. Gebruik een Mann-Whitney-test om de hoeveelheid PSR en ORO histochemische kleuring tussen verschillende groepen te vergelijken.

Resultaten

Een kenmerk van dieren die CDAHFD krijgen, is steatose. Accumulatie van vet in de lever verandert de echogene eigenschappen van het weefsel, die kunnen worden gekwantificeerd door de helderheid van de lever te meten en deze te normaliseren tot de helderheid van de nierschors van een B-modusbeeld dat in hetzelfde vlak is genomen. De gekwantificeerde waarde wordt uitgedrukt als een HR-index, wat een indirecte maat is voor steatose. In figuur 4Atoont een representatief leverbeeld van een contro...

Discussie

Echografie-gebaseerde beeldvorming, waaronder SWE, kan een waardevol hulpmiddel zijn voor de longitudinale beoordeling van leversteatose en stijfheid in preklinische modellen van NAFLD / NASH. Dit artikel beschrijft gedetailleerde methodologieën voor het verkrijgen van hoogwaardige B-modus en SWE-afbeeldingen van levers voor het meten van de HR-index en elasticiteit met behulp van een CDAHFD-dieet-geïnduceerd rattenmodel van NASH. Verder tonen de resultaten een uitstekende correlatie van de HR-index en elasticiteit met d...

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
Aixplorer	Supersonic Imagine		Shear Wave Elastography Instrument
Aixplorer SuperLinear SLH20-6 Transducer	Supersonic Imagine		Transducer voor Shear Wave Elastography
Alpha-dri bedding			Rattenkooien
Aperio AT2 scanner	Leica Biosystems		Digital Pathology Brightfield Scanner
Compac 6 Anesthesia System	VetEquip		Anesthesie verdamper en distributiesysteem. Elk anesthesie distributiesysteem kan echter worden gebruikt.
Manage Imager Database	Leica Biosystems		Digitale pathologie
Mayer's Hematoxilin	Dako/Agilent		H&E Kleuring/Histologie
Nair	Church & Dwight		Haarverwijderaar
Oil Red O solution	Poly Scientific		Lipidenkleuring/Histologie
Picrosirius Red Stain (PSR)	Rowley Biochemical	F-357-2	Collaageenkleuring/Histologie
Puralube Ophtalmic zalf	Dechra Veterinary Product		Smering om droge ogen tijdens anesthesie te voorkomen
Tissue-Tek Prisma Plus	Sakura Finetek USA		Geautomatiseerde glasjeskleurij
VISIOPHARM software	Visiopharm		Digitale pathologie software
	Research Diets	A06071309i	NASH-inducerende dieet
	Purina	5053	Controlediervoer
Vevo imaging station	Fujifilm VisualSonics		Het Vevo imaging station wordt gebruikt om de ultrageluidstransducer vast te houden tijdens het beeldvormingsproces.
Wistar Han ratten	Charles River Laboratories