Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Creatie van twee sacculaire elastase-verteerde aneurysmata met verschillende hemodynamiek in één konijn

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62518

⸱

15 april 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Experimental Surgery Facility, Department for Biomedical Research, Faculty of Medicine, University of Bern

In dit artikel

Samenvatting

Dit protocol beschrijft de stappen voor het maken van een konijnenmodel met twee elastase-verteerde aneurysmata met verschillende hemodynamiek (stomp en bifurcatie constellatie). Dit maakt het testen van nieuwe endovasculaire apparaten in aneurysmata met verschillende angioarchitectuur en hemodynamische omstandigheden binnen één dier mogelijk.

Samenvatting

Preklinische diermodellen met hemodynamische, morfologische en histologische kenmerken die dicht bij menselijke intracraniale aneurysma's liggen, spelen een sleutelrol bij het begrijpen van de pathofysiologische processen en de ontwikkeling en het testen van nieuwe therapeutische strategieën. Deze studie heeft tot doel een nieuw konijnenaneurysmamodel te beschrijven dat de creatie van twee elastase-verteerde sacculaire aneurysma's met verschillende hemodynamische omstandigheden binnen hetzelfde dier mogelijk maakt.

Vijf vrouwelijke Nieuw-Zeelandse witte konijnen met een gemiddeld gewicht van 4,0 (± 0,3) kg en een gemiddelde leeftijd van 25 (±5) weken ondergingen microchirurgische stomp- en bifurcatie-aneurysmacreatie. Eén aneurysma (stomp) werd gecreëerd door blootstelling aan de rechter gemeenschappelijke halsslagader (CCA) bij de oorsprong bij de brachiocephalische romp. Een tijdelijke clip werd aangebracht bij de CCA-oorsprong en een andere, 2 cm erboven. Dit segment werd behandeld met een lokale injectie van 100 U elastase gedurende 20 minuten. Een tweede aneurysma (bifurcatie) werd gecreëerd door een met elastase behandeld arterieel zakje in de end-to-side anastomose van de rechter CCA naar links CCA te hechten. De doorgankelijkheid werd gecontroleerd door fluorescentieangiografie onmiddellijk na de creatie.

De gemiddelde duur van de operatie was 221 min. De creatie van twee aneurysmata bij hetzelfde dier was bij alle konijnen zonder complicaties succesvol. Alle aneurysmata werden onmiddellijk na de operatie gepatenteerd, behalve één bifurcatie-aneurysma, dat een extreme weefselreactie vertoonde als gevolg van elastase-incubatie en een onmiddellijke intraluminale trombose. Er werd geen mortaliteit waargenomen tijdens de operatie en tot een follow-up van maximaal een maand. Morbiditeit was beperkt tot een voorbijgaand vestibulair syndroom (één konijn), dat binnen één dag spontaan herstelde.

Hier voor het eerst wordt de haalbaarheid aangetoond van het creëren van een konijnenmodel met twee aneurysma's met stomp- en bifurcatiehemodynamische kenmerken en sterk gedegenereerde wandomstandigheden. Dit model maakt de studie van het natuurlijke beloop en mogelijke behandelingsstrategieën mogelijk op basis van aneurysmabiologie onder verschillende stroomomstandigheden.

Inleiding

Intracranieel aneurysma is een ernstige aandoening met een sterftecijfer na breuk van 50% en langdurige invaliditeit bij 10-20% van de patiënten1. Het afgelopen decennium heeft een snelle ontwikkeling van endovasculaire behandelingsopties gezien, maar tegelijkertijd ook een toenemende mate van recidief met tot 33% van de aneurysma-rekanalisatie na coiling 2,3. Om de pathofysiologie die ten grondslag ligt aan aneurysma-occlusie en rekanalisatie beter te begrijpen, evenals voor de ontwikkeling en het testen van nieuwe endovasculaire apparaten, is er momenteel behoefte aan betrouwbare preklinische modellen waarvan de hemodynamische, morfologische en histologische kenmerken die van menselijke intracraniale aneurysma's nabootsen 4,5,6 . Vanaf vandaag is er geen gedefinieerd model als standaard voor preklinisch onderzoek en is een groot aantal soorten en technieken beschikbaar voor onderzoekers 7,8.

Het konijn is echter een soort van bijzonder belang vanwege de grootte en hemodynamische overeenkomsten tussen zijn nekslagaders en de menselijke hersenvaten, evenals zijn vergelijkbare stollings- en trombolyseprofielen. Verschillende modellen met elastase-verteerde sacculaire aneurysmata op de gemeenschappelijke halsslagaders (CCAs) hebben kwalitatieve en kwantitatieve overeenkomsten vertoond met menselijke intracraniale aneurysmata in termen van stromingsomstandigheden, geometrische kenmerken en wandkenmerken 9,10,11,12. Deze studie heeft tot doel een techniek te beschrijven om een nieuw konijnenaneurysmamodel te maken met zowel stomp- als bifurcatie-elastase-verteerde aneurysmata bij hetzelfde dier. De chirurgische technieken zijn geïnspireerd op die van Hoh et al.13 en Wanderer et al.14 met kleine aanpassingen om een goede standaardisatie en reproduceerbaarheid te bieden en een lage mortaliteit en morbiditeit te garanderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

OPMERKING: Het experiment werd goedgekeurd door het Lokaal Comité voor Dierenverzorging van het kanton Bern, Zwitserland (aanvraagnummer BE108/16), en alle dierverzorging en -procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met institutionele richtlijnen en 3R-principes 15,16. Gegevens worden gerapporteerd volgens de ARRIVE-richtlijnen. Peri-operatieve behandeling werd uitgevoerd door een door de raad gecertificeerde dierenarts-anesthesioloog. Voor de studie werden vrouwelijke Nieuw-Zeelandse witte konijnen, met een gemiddeld gewicht van 4,0 (± 0,3) kg en een gemiddelde leeftijd van 25 (±5) weken, gehuisvest bij een kamertemperatuur van 22-24 ° C met een 12-uur licht / donker cyclus met vrije toegang tot water, pellets en hooi.

1. Preoperatieve fase en anesthesie

  1. Voer een klinisch onderzoek uit zoals aanbevolen door de Association of veterinary Anesthetists en het European and American College of Veterinary Anesthesia and analgesia om te bevestigen dat de konijnen gezond zijn door elk dier te wegen, het slijmvlies te evalueren, de capillaire navultijd en polskwaliteit te documenteren en een pulmonale en cardiale auscultatie uit te voeren, evenals een abdominale palpatie.
  2. Op basis van de klinische bevinding, schrijf een classificatie van de American Society of Anesthesiologists (ASA) toe aan elk konijn17. Voer alleen operaties uit op dieren met een ASA I-score.
  3. Scheer beide buitenste oren en breng prilocaïne-lidocaïnecrème aan op auriculaire slagaders en aderen. Bereik diepe sedatie met een combinatie van ketamine 20 mg / kg, dexmedetomidine 0,1 mg / kg en methadon 0,3 mg / kg subcutaan geïnjecteerd (SC). Laat de dieren 15 min ongemoeid. Geef aanvullende oxygenatie (3 L/min) door een losgemaakt gezichtsmasker en controleer met een pulsoximeter.
  4. Plaats een canule van 22 G in de linker auriculaire centrale slagader en in een auriculaire ader. Induceer algemene anesthesie met propofol 1-2 mg / kg intraveneus (IV) tot effect (verlies van slikreflex). Ga verder met endo-tracheale intubatie via een siliconen buis (3 mm inwendige diameter).
  5. Scheer het voorhoofd om de pediatrische elektro-encefalografische (EEG) sensoren te plaatsen. Scheer het chirurgische veld en injecteer ropivacaïnehydrochloride 0,75% intradermaal.
  6. Plaats het konijn op de operatietafel in dorsale lighouding, installeer volledige monitoring en sluit de endo-tracheale buis aan op een pediatrisch cirkelsysteem met lage weerstand. Anesthesie handhaven met toediening van isofluraan in zuurstof, gericht op een maximale eindgetijdenconcentratie (Et) van 1,3 %.
  7. Zorg voor een continue infusie van ringerlactaat 5 ml / kg / h door de veneuze toegang. Zorg voor klinische en instrumentele monitoring tot extubatie door middel van pulsoximetrie, doppler en invasieve bloeddruk, 3-lead elektrocardiogram, EEG, rectale temperatuur en ingeademde en uitgeademde gassen.
  8. Desinfecteer het chirurgische veld met povidonjodium van het manubrium sterni naar kaakhoeken en breng de steriele drapering aan. Geef tijdens de operatie analgesie met lidocaïne (infusie met constante snelheid (CRI) van 50 μg/kg/min) en fentanyl (CRI van 3-10 μg/kg/h). Voer spontane of geassisteerde ventilatie uit. Sta permissieve hypercapnie toe.
  9. Voer ten minste één arteriële bloedgasanalyse uit tijdens de operatie. In geval van hypotensie (gemiddelde arteriële druk lager dan 60 mmHg), behandel het met noradrenaline, getitreerd tot effect. Gebruik een verwarmingskussen of een verwarmingssysteem voor geforceerde lucht om onderkoeling te voorkomen (doel: rectale temperatuur 37,5-38,5 °C).
    OPMERKING: Aangezien de invasieve arteriële bloeddruk wordt gemeten bij de linkeroorslagader, zal het knippen van de linker CCA de bloedstroom stoppen en de curve onderdrukken. De bloeddruk moet dan worden gemeten met dopplertechniek totdat het vat weer opengaat.

2. Operatie

  1. Naderen
    1. Maak een mediane huidincisie van het tongbeen tot een punt van 1,5 cm caudaal naar het manubrium sterni met een scalpel. Bereid het onderhuidse en vetweefsel voor van de mediale incisie tijdens het uitvoeren van een zorgvuldige hemostase.
    2. Bevrijd de sternocephalicus-spier van het aanhangende bindweefsel en breng lidocaïne topisch aan (2-4 mg / kg, geef de voorkeur aan lidocaïne 1%) om myoclonus te voorkomen. Leg de rechter CCA mediaal van de sternocephalicus spier bloot en houd deze nat met natte swabs.
    3. Bereid nu de laterale en proximale delen van de sternocephalicus-spier voor en trek deze mediaal in met een vaatlus om de CCA bloot te leggen. Identificeer de externe halsader en bescherm deze met een nat micro-wattenstaafje.
    4. Ontleed het bindweefsel zorgvuldig langs de proximale CCA tot de bifurcatie van de brachiocephalische romp om de slagader bloot te leggen. In aanwezigheid van kleine takken die uit de slagader komen, stolt u ze met de cauterizer.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat u zenuwbeschadiging voorkomt.
  2. Stompaneurysma creatie en weefseloogst voor het bifurcatie-aneurysma
    1. Voordat u de juiste CCA knipt, meet u de antistollingstijd (ACT) en geeft u natriumheparine (80 EI / kg) systemisch via de oorader (uitgevoerd door het anesthesieteam) om trombo-embolische voorvallen te voorkomen.
    2. Breng nu 2 tijdelijke clips aan: de eerste aan de oorsprong van het WVV en de tweede op 2 cm distale (figuur 1A). Plaats een rubberen pad onder het vat en spoel af met papaverine HCL (40 mg / ml; 1: 1 opgelost in 0,9% zoutoplossing) voor vasodilatatie.
    3. Verwijder de adventitia voorzichtig met behulp van microscissors. Voer een arteriotomie uit onder de distale clip met een IV-katheter van 22 G en breng de katheter caudaal in op de proximale clip (figuur 1A,B).
    4. Spoel het segment intraluminaal met heparinized NaCl (500 U/100 ml in 0,9% zoutoplossing) totdat er geen bloed zichtbaar is en fixeer ten slotte de katheter met een ligatuur (4-0). Injecteer nu via de katheter 0,1-0,2 ml elastase (100 IE eerder opgelost in 5 ml Tris-Buffer) in het slagadersegment en incubeer gedurende 20 minuten (figuur 1B).
    5. Begin met de dissectie aan de linkerkant om het linker CCA bloot te leggen (zie rubriek 2.3). Na 20 minuten incubatietijd met elastase, reinigt u de elastase-oplossing en vervangt u de spuit om het slagadersegment ongeveer 10 keer te spoelen met 0,9% NaCl.
    6. Breng 2 ligaturen (6-0) aan: de eerste 5 mm distale proximale clip en de tweede alleen proximaal, onder de arteriotomie (figuur 1C). Snijd het vat ~3 mm boven de eerste ligatuur en nog één keer tussen de tweede ligatuur en de distale clip. Bewaar dit autologe transplantaat in een gehepariniseerde oplossing (500 U/100 ml in 0,9% zoutoplossing) tot het ontstaan van het bifurcatie-aneurysma (figuur 1D). Open ten slotte voorzichtig de eerste proximale clip en meet het aneurysma (lengte, breedte en diepte).
  3. Bifurcatie aneurysma creatie
    1. Bereid de linkerkant voor door de sternocephalicus-spier mediaal te ontleden om ~ 2 cm van de linker CCA bloot te leggen. Breng lidocaïne topisch aan op de spier om myoclonus te voorkomen.
    2. Leg de halsslagader onder met een gaasje en een klein wattenstaafje met een handschoentje. Breng wat papaverine aan. HCl topisch (40 mg/ml; 1:1 opgelost in 0,9% zoutoplossing). Blijf werken onder microscopisch zicht: bereid het aneurysmazakje voor en verwijder de adventitia. Meet het aneurysmazakje (lengte, breedte, diepte).
    3. Spoel het open deel van de rechter CCA met gehepariniseerde NaCl en vervang indien nodig de clip om ~ 1 cm te hebben om vrije manipulaties voor de hechting mogelijk te maken. Verwijder de adventitia voorzichtig en maak een ~2 mm longitudinale incisie zijdelings in de stronk van de rechter CCA.
    4. Breng nu twee tijdelijke clips aan op de linker CCA om een segment van ~ 1 cm af te bakenen en verwijder de adventitia ertussen. Voer een arteriotomie uit met een naald van 23 G. Spoel het segment met gehepariniseerde NaCl (500 U/100 ml in 0,9% zoutoplossing). Vergroot de arteriotomie met behulp van microscissors tot ~4-5 mm om het hechten van de juiste CCA en het aneurysmazakje mogelijk te maken (figuur 1E). Irrigeer de vaten tijdens de hele hechtprocedure en bescherm ze met natte micro swaps.
    5. Voer de anastomose uit met 9-0 niet-resorbeerbare hechting.
      1. Hecht de proximale achterwand van de rechter halsslagader stomp met 5 hechtingen, te beginnen bij de proximale rand van de arteriotomie aan de linker CCA. Hecht vervolgens de achterkant van het aneurysmazakje met 4-5 hechtingen, te beginnen bij de distale rand van de arteriotomie aan de linker CCA.
      2. Ga verder met de distale achterkant ter hoogte van de incisie van de vismond om te hechten met de verticale achterkant van het aneurysmatransplantaat met 3 hechtingen. Hecht de voorkant van de vismondincisie met 3 hechtingen, begin naar boven en beweeg naar beneden.
      3. Werk af met de voorste hechting tussen de linker CCA en de voorkant van het aneurysmatransplantaat en de rechter CCA met ~6 steken. Voordat u de anastomose voltooit, spoelt u de bloedvaten met gehepariniseerde 0,9% zoutoplossing intraluminaal.
    6. Meet voordat u de klem verwijdert de antistollingstijd (ACT) nog één keer en dien een aangepaste dosis heparine systemisch toe (doel: 2-3 keer baseline ACT).
    7. Verwijder de clip aan de rechterkant CCA terwijl u wat druk uitoefent op de anastomose met micro swabs voor hemostase. Ga vervolgens verder door de distale clip uit de linker CCA te verwijderen. Als er geen ernstige bloeding is, ga dan verder met het verwijderen van de proximale clip op de linker CCA, om de bloedstroom mogelijk te maken. Als er een bloeding van de anastomose is, oefen dan wat druk uit met de gaasbal en het wattenstaafje; wacht een paar minuten. Als het aanhoudt, vervangt u de clips en voert u opnieuw steken uit.
      OPMERKING: Een bloedverlies van meer dan 20-30 ml kan de herstelfase in gevaar brengen.
  4. Doorgankelijkheidscontrole en documentatie
    1. Documenteer na het openen van alle vaten de resultaten fotografisch en meet ze (figuur 1F en figuur 2A, B).
    2. Bevestig het herstel van de stroom in de distale CCA door de invasieve arteriële bloeddrukcurve (gemeten bij de oorslagader, een directe tak van de externe halsslagader), die ook weer normaal zou moeten worden.
    3. Voer fluorescentieangiografie uit door 1 ml fluoresceïne IV toe te dienen, met behulp van 2 bandpassfilters, een videocamera en een fietsspot. Zie eerdere publikaties voor de beschrijving van de gehele procedure18,19.
  5. Sluiting
    1. Plaats het vetkussen opnieuw op de anastomose en hecht het met een 4-0 resorbeerbare hechting. Ten slotte hechtingssubcutis en huid met enkele hechtingen met behulp van 4-0 resorbeerbare hechting.

3. Postoperatieve fase

  1. Stop aan het einde van de operatie met isofluraan en systemische analgesie zonder reversie om het pijnstillende effect te behouden. Zorg ervoor dat de controle over de slikreflex is teruggekeerd voordat u tracheale extubatie uitvoert.
  2. Dien meloxicam 0,5 mg/kg IV toe om analgesie te garanderen, aspirine (ASS) 10 mg/kg IV om onmiddellijke trombotische voorvallen te voorkomen, vitamine B12 100 μg SC en clamoxyl 20 mg/kg IV als antibiotische profylaxe.
  3. Zorg voor extra oxygenatie en opwarming totdat het konijn spontaan de sternale lighouding terugkrijgt. Voer reddingsanalgesie uit met methadon als er tekenen van pijn worden waargenomen. Voer postoperatieve follow-up en zorg 4 keer per dag uit gedurende de eerste 3 preoperatieve dagen, in overeenstemming met de richtlijnen voor de beoordeling en behandeling van pijn bij knaagdieren en konijnen 23,24.
  4. Zorg voor postoperatieve analgesie met fentanylpleister (12 μg / h) aangebracht op het buitenoor, meloxicam 1x / SC gedurende 3 dagen en methadon als reddingstherapie, samen met een scoreblad voor pijnevaluatie (aanvullend bestand).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De creatie van een stronk en een bifurcatie-aneurysma was succesvol bij alle 5 Nieuw-Zeelandse witte konijnen zonder intraoperatieve complicaties. Er werd geen mortaliteit waargenomen tijdens de operatie of tijdens de follow-upperiode van 24 ± 2 dagen. Eén konijn ondervond postoperatieve complicaties met een vestibulair syndroom en een blindheid van de rechterkant. Het dier herstelde volledig en spontaan na 24 uur. Deze complicatie verstoorde de normale activiteiten niet (vrije bewegingen, water- en voedselinname, intera...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De meest voorkomende techniek voor het creëren van aneurysma's omvat het creëren van een stompaneurysma aan de oorsprong van het juiste CCA, hetzij via een open of een endovasculaire methode. Het model is gevalideerd als een stabiel niet-groeiend aneurysma dat open blijft met tijd20,21. De tweede mogelijke techniek omvat de microchirurgische creatie van een arteriële bifurcatie-aneurysma door de rechter CCA op de linker te anastomoseren en een aneurysmazakje op d...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenverstrengeling.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken prof. Hans Rudolf Widmer, dr. Luca Remonda en prof. Javier Fandino voor hun wetenschappelijke ondersteuning en technische bijdrage aan dit werk. Een speciale dank aan Olgica Beslac voor haar advies tijdens de procedures en Kay Nettelbeck voor zijn hulp. Verder bedanken we Daniela Casoni DVM, PhD en med. dierenarts. Luisana Garcia, PD Dr Alessandra Bergadano en Dr Carlotta Detotto voor hun toegewijde veterinaire ondersteuning.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP292ZH
4-0 resorbable sutureEthicon Inc., USAVCP304H
6-0 non absorbable sutureB. Braun, GermanyC0766070
9-0 non absorbable sutureB. Braun, GermanyG1111140
AdrenalineAmino AG1445419any generic
AmiodaroneHelvepharm AG5078567any generic
Anesthesia machineDrä̈gerany other
AspirinSanofi-Aventis (Suisse) SA622693any generic
AtropineLabatec Pharma SA6577083any generic
Bandpass filter blueThorlabsFD1Bany other
Bandpass filter greenThorlabsFGV9any other
Biemer vessel clip (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFD560Rany other
Bipolar forcepsany other
Bispectral index (neonatal)any other
Blood pressure cuff (neonatal)any other
Bycilces spotlightany other
ClamoxylGlaxoSmithKline AG758808any generic
DexmedetomidineEver Pharma136740-1any generic
ElastaseSigma AldrichE7885
Electrocardiogram electrodes
EphedrineAmino AG1435734
EsmololOrPha Swiss GmbH3284044
Fentanyl (intravenous use)Janssen-Cilag AG98683
Fentanyl (transdermal)Mepha Pharma AG4008286
FluoresceineCuratis AG5030376
FragminPfizer PFE Switzerland GmbH1906725
Heating pad or heating forced-air warming system
Isotonic sodium chloride solution (0.9%)Fresenius KABI336769
KetaminePfizer PFE Switzerland GmbH342261
lid retractorApproach
LidocaineStreuli Pharma AG747466
Longuettes
MetacamBoehringer IngelheimP7626406Medication
MethadoneStreuli Pharma AG1084546Sedaton
Micro-forceps  curvedUlrich Swiss, SwitzerlandU52-015-15
Micro-forceps  straight 2xUlrich Swiss, SwitzerlandU52-010-15
MicroscissorsUlrich Swiss, SwitzerlandU52-327-15
MidazolamAccord Healthcare AG7752484
Needle 23 Garteriotomy
Needle holder
O2-Face mask
Operation microscopeWild Heerbrugg
PapaverinBichseltopical application
Povidone iodineMundipharma Medical Companyany generic
Prilocaine-lidocaine cremeEmla
PropofolB. Braun Medical AG, SwitzerlandGeneral anesthesia
Pulse oxymeter
Rectal temperature probe (neonatal)
Ringer LactateBioren Sintetica SAInfusion
RopivacainAspen Pharma Schweiz GmbH1882249Local anesthesia
ScalpellSwann-Morton210
Small animal shaver
Soft tissue forceps
Soft tissue spreader
Stainless steel sponge bowls
Sterile micro swabs
Stethoscope
Surgery drape
Surgical scissors
Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL
Tris-BufferSigma Aldrich93302Elastase solution
Vascular clip applicatorB. Braun, GermanyFT495T
Vein and arterial catheter 22 G
vessel loopApproach
video camera or smartphone
VitarubinStreuli Pharma AG6847559
Yasargil titan standard clip (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SwitzerlandFT242T
```

Referenties

  1. Grasso, G., Alafaci, C., Macdonald, R. L. Management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: State of the art and future perspectives. Surgical Neurology International. 8, 11(2017).
  2. Raymond, J., et al. Long-term angiographic recurrences after selective endovascular treatment of aneurysms with detachable coils. Stroke. 34 (6), 1398-1403 (2003).
  3. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  4. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  5. Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: a systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  8. Fahed, R., et al. Testing flow diversion in animal models: a systematic review. Neuroradiology. 58 (4), 375-382 (2016).
  9. Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (3), 595-601 (2011).
  10. Ding, Y. H., et al. Long-term patency of elastase-induced aneurysm model in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 27 (1), 139-141 (2006).
  11. Short, J. G., et al. Elastase-induced saccular aneurysms in rabbits: comparison of geometric features with those of human aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 22 (10), 1833-1837 (2001).
  12. Andereggen, L., et al. Three-dimensional visualization of aneurysm wall calcification by cerebral angiography: Technical case report. Journal of Clinical Neuroscience. 73, 290-293 (2020).
  13. Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica. 146 (7), 705-711 (2004).
  14. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).
  15. Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411(2020).
  16. Prescott, M. J., Lidster, K. Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy. Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).
  17. Portier, K., Ida, K. K. The ASA Physical Status Classification: What is the evidence for recommending its use in veterinary anesthesia?-A systematic review. Frontiers in Veterinary Science. 5, 204(2018).
  18. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  19. Strange, F., et al. Fluorescence angiography for evaluation of aneurysm perfusion and parent artery patency in rat and rabbit aneurysm models. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59782(2019).
  20. Altes, T. A., et al. 1999 ARRS Executive Council Award. Creation of saccular aneurysms in the rabbit: a model suitable for testing endovascular devices. American Journal of Roentgenology. 174 (2), 349-354 (2000).
  21. Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of NeuroInterventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
  22. Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
  23. Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
  24. Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
  25. Wang, K., et al. Neck injury is critical to elastase-induced aneurysm model. American Journal of Neuroradiology. 30 (9), 1685-1687 (2009).
  26. Cesar, L., et al. Neurological deficits associated with the elastase-induced aneurysm model in rabbits. Neurological Research. 31 (4), 414-419 (2009).
  27. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 535921(2011).
  28. Frosen, J., Cebral, J., Robertson, A. M., Aoki, T. Flow-induced, inflammation-mediated arterial wall remodeling in the formation and progression of intracranial aneurysms. Neurosurgical Focus. 47 (1), 21(2019).
  29. Gruter, B. E., et al. Comparison of aneurysm patency and mural inflammation in an arterial rabbit sidewall and bifurcation aneurysm model under consideration of different wall conditions. Brain Sciences. 10 (4), 197(2020).
  30. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  31. Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
  32. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  33. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  34. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rat model - Introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  35. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  36. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of NeuroInterventional Surgery. , (2021).
  37. Lyu, Y., et al. An effective and simple way to establish eastase-induced middle carotid artery fusiform aneurysms in rabbits. Biomed Research International. 2020 (10), 1-12 (2020).
  38. Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (4), 411-415 (2018).
  39. Kang, W., et al. A modified technique improved histology similarity to human intracranial aneurysm in rabbit aneurysm model. Neuroradiology Journal. 23 (5), 616-621 (2010).
  40. Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  41. Frosen, J., et al. Growth factor receptor expression and remodeling of saccular cerebral artery aneurysm walls: implications for biological therapy preventing rupture. Neurosurgery. 58 (3), 534-541 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Konijn-aneurysmamodelelastase-verteerd aneurysmacreatie van sacculair aneurysmabifurcatie-hemodynamicastomp-aneurysmamicrosurgische techniekarteria carotis communistesten van endovasculaire hulpmiddelenmagnetische resonantie-angiografiehistologische analyse
Creatie van twee sacculaire elastase-verteerde aneurysmata met verschillende hemodynamiek in één konijn
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.