Hier presenteren we een protocol om preklinische positronemissietomografie-gebaseerde radiotherapie uit te voeren in een rattenglioblastoommodel met behulp van algoritmen die intern zijn ontwikkeld om de nauwkeurigheid en efficiëntie te optimaliseren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Positronemissie Tomografie-gebaseerde dosis schilderen Bestralingstherapie in een glioblastoom rat model met behulp van het Small Animal Radiation Research Platform
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Een rattenglioblastoommodel om chemo-bestraling van menselijk glioblastoom in de kliniek na te bootsen, werd eerder vastgesteld. Net als bij de klinische behandeling werden computertomografie (CT) en magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) gecombineerd tijdens het behandelingsplanningsproces. Positron emissie tomografie (PET) beeldvorming werd vervolgens toegevoegd om sub-volume boost te implementeren met behulp van een micro-bestralingssysteem. Het combineren van drie beeldvormingsmodaliteiten (CT, MRI en PET) met behulp van een microbestralingssysteem bleek echter arbeidsintensief te zijn omdat multimodale beeldvorming, behandelingsplanning en dosisafgifte achtereenvolgens moeten worden voltooid in de preklinische setting. Dit resulteert ook in een workflow die meer vatbaar is voor menselijke fouten. Daarom werd een gebruiksvriendelijk algoritme geïmplementeerd om de preklinische multimodale beeldvormingsgebaseerde bestralingsplanning verder te optimaliseren. Deze softwaretool werd gebruikt om de nauwkeurigheid en efficiëntie van dosisschilderende bestralingstherapie met micro-bestraling te evalueren met behulp van een in silico-studieontwerp . De nieuwe methodologie voor dosisschilderende bestralingstherapie is superieur aan de eerder beschreven methode in termen van nauwkeurigheid, tijdsefficiëntie en intra- en inter-user variabiliteit. Het is ook een belangrijke stap in de richting van de implementatie van omgekeerde behandelingsplanning op micro-bestralingstoestellen, waar voorwaartse planning nog steeds vaak wordt gebruikt, in tegenstelling tot klinische systemen.
Inleiding
Glioblastoom (GB) is een kwaadaardige en zeer agressieve primaire hersentumor. GB is een solide heterogene tumor die meestal wordt gekenmerkt door infiltratieve grenzen, nucleaire atypie en necrose1. De aanwezigheid van de bloed-hersenbarrière en de status van de hersenen als immuun-bevoorrechte site maakt de ontdekking van nieuwe doelwitten voor chemo- en immunotherapie een ontmoedigende taak2,3,4. Het is opmerkelijk dat de behandeling van GB-patiënten nauwelijks is veranderd sinds de introductie, in 2005, van het Stupp-protocol dat externe bestralingstherapie (RT) combineert met gelijktijdig temozolomide, meestal gevolgd door adjuvante temozolomide5. Meestal wordt het Stupp-protocol voorafgegaan door maximale chirurgische resectie. Daarom zijn alternatieve behandelingsbenaderingen van cruciaal belang.
De huidige bestralingstherapie voor glioblastoompatiënten levert een uniforme stralingsdosis aan het gedefinieerde tumorvolume. In de radiotherapie-oncologie is er een belangrijke dosis-responscorrelatie voor glioblastoom met toenemende dosis, die rond 60 Gy lijkt te liggen, als gevolg van verhoogde toxiciteit voor de normale hersenen6,7. Tumoren kunnen echter zeer (radiobiologisch) heterogeen zijn, met gradiënten van zuurstofgehalte en/of grote verschillen in cellulaire dichtheid. Metabole beeldvormingstechnieken, zoals PET, kunnen deze biologische kenmerken visualiseren en kunnen worden gebruikt om het dosisvoorschrift aan te passen. Deze aanpak staat bekend als dose painting RT. Deze term werd geïntroduceerd door Ling et al. in 2000. De auteurs definieerden dosisschildering RT als het produceren van "prachtig conforme dosisverdelingen binnen de beperkingen van stralingsvoortplanting en -verstrooiing"8.
Er zijn twee soorten dosisschildering RT, dosisschildering door contouren (DPBC), waarbij een dosis wordt voorgeschreven aan een set geneste subvolumes, en dosisschildering door getallen (DPBN), waarbij een dosis wordt voorgeschreven op voxelniveau. De dosisverdeling voor DPBN RT kan worden geëxtraheerd uit functionele beelden. De dosis in elke voxel wordt bepaald door de intensiteit I van de overeenkomstige voxel in het beeld, met een onder- en bovengrens, om ervoor te zorgen dat aan de ene kant een voldoende dosis wordt toegediend aan elk deel van de tumor. Aan de andere kant overschrijden doses een bovengrens niet om risicoorganen te beschermen en toxiciteit te voorkomen. De meest eenvoudige methode is een lineaire interpolatie (zie Eq. 1) tussen de minimale dosis Dmin en de maximale dosis Dmax, proportioneel variërend tussen de minimale intensiteit Imax en de maximale intensiteit binnen het streefvolume9,10
Eq. 1
Omdat er enige scepsis bestaat over de kwaliteitsborging van DPBN RT, moet de afzetting van de dosis worden geverifieerd door preklinisch en klinisch onderzoek10. Er kunnen echter slechts beperkte gegevens worden verkregen uit klinische onderzoeken en er is verondersteld dat meer inzichten kunnen worden verkregen door af te schalen naar proefdieren11,12. Vandaar dat preklinische studies met behulp van precisiebeeldgeleide stralingsonderzoeksplatforms die koppeling met enkele zeer specifieke technieken mogelijk maken, zoals autoradiografie, geschikt zijn voor het onderzoeken van open problemen en het effenen van de weg naar gepersonaliseerde geneeskunde en nieuwe behandelingsstrategieën, zoals dosisschilderen RT13,14. De interpretatie van preklinische gegevens moet echter met de nodige voorzichtigheid worden uitgevoerd en de nadelen van deze preklinische opstellingen moeten worden overwogen14.
Microbestralingssystemen, zoals het Small Animal Radiation Research Platform (SARRP), zijn uitgerust met vergelijkbare technologieën als hun klinische tegenhanger. Ze omvatten on-board cone-beam CT (CBCT) beeldvorming, een preklinisch behandelingsplanningssysteem (PCTPS) en bieden sub-millimeter precisie. Klinische dosisberekeningen worden uitgevoerd door middel van inverse behandelingsplanning, waarbij men vanuit de gewenste dosisverdeling de bundels bepaalt via een iteratief algoritme. Preklinische bestralingen maken vaak gebruik van voorwaartse planning. Bij de toekomstplanning worden de vereiste hoeveelheid en hoek van de bundels geselecteerd en de PCTPS berekent vervolgens de dosisverdeling. De optimalisatie van de plannen wordt uitgevoerd door handmatige iteratie, die arbeidsintensief is15.
Na 2009 hebben nieuwe ontwikkelingen de implementatie van inverse planning op deze onderzoeksplatforms mogelijk gemaakt16,17,18. Om de gelijkenis met de klinische methode te vergroten, werd een gemotoriseerde variabele rechthoekige collimator (MVC) ontwikkeld als een preklinische tegenhanger van de meerbladige collimator. Een tweedimensionale dosisschildermethode met behulp van een variabele collimator werd gepubliceerd door Cho et al.19. Deze onderzoeksgroep implementeerde een driedimensionaal (3D) invers behandelingsplanningsprotocol op een micro-bestralingsapparaat en bepaalde minimale en maximale doses voor het doelvolume en een maximale dosis voor de risicoorganen. Deze technieken zijn voornamelijk geëvalueerd in silico en hun preklinische toepassingen moeten worden onderzocht.
Dit artikel presenteert een in silico studie om twee methodologieën te vergelijken voor [18F]-fluoro-ethyl-L-tyrosine ([18F]FET) PET-gebaseerde dosisschildering in een GB rat model20,21,22 met behulp van een klein dierlijk stralingsonderzoeksplatform. Deze twee methodologieën zijn (1) subvolumeverhoging met behulp van vooraf gedefinieerde bundelgroottes en (2) dosisschildering met behulp van een gemotoriseerde variabele collimator waarbij kaakafmetingen worden gewijzigd op basis van de PET-traceropname in het tumorvolume. [18F] FET is een PET-tracer die vaak wordt gebruikt in de neuro-oncologie vanwege het vermogen om hersentumoren te detecteren23. [18F] FET is een kunstmatig aminozuur dat wordt geïnternaliseerd in tumorcellen, maar niet wordt opgenomen in celeiwitten. [18F] FET-opname komt overeen met celproliferatiesnelheid, tumorceldichtheid en angiogenese24. Omdat dit de meest gebruikte oncologische brain PET tracer is in het instituut van deze auteurs, werd deze radiotracer gekozen om de nieuwe workflow te evalueren.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De studie werd goedgekeurd door de lokale ethische commissie voor dierproeven (ECD 18/21). Anesthesiemonitoring wordt uitgevoerd door de ademhalingsfrequentie van de dieren te verkrijgen met behulp van een sensor.
1. F98 GB rat cel model
- Kweek de F98 GB-cellen in een monolaag met dulbecco's Modified Eagle Medium, aangevuld met 10% kalfsserum, 1% penicilline, 1% streptomycine en 1% L-glutamine, en plaats ze in een CO2-incubator (5% CO2 en 37 °C).
- Ent de glioomcellen in de hersenen van vrouwelijke Fischer F344-ratten (lichaamsgewicht 170 g).
OPMERKING: Gebruik steriele instrumenten en draag te allen tijde steriele handschoenen.- Verdoof de ratten door het inademen van isofluraan (5% inductie, 2% onderhoud) gemengd met zuurstof (0,3 ml / min) door een neuskegel. Bevestig de verdoving door de afwezigheid van ontwenningsreflex van de ledemaat en immobiliseer de ratten in een stereotactisch apparaat met behulp van fixatiepunten voor de neus en oren. Breng een carbomer ooggel aan om droge ogen onder narcose te voorkomen. Houd de lichaamstemperatuur met een thermogereguleerd verwarmingskussen en rectale sonde op 37 °C.
- Scheer de rat van ooghoogte tot de achterkant van de schedel en desinfecteer de huid met isobetadine. Injecteer xylocaïne (met adrenaline 1:200000, 0,1 ml) subcutaan voor lokale anesthesie.
- Stel de schedel bloot via een middellijn hoofdhuidincisie en maak een klein gaatje met een boorgereedschap 3 mm achter en 3 mm lateraal naar de bregma in de rechterhersenhelft.
- Plaats een stereoactief geleide insulinaald (29 G) en injecteer 5 μL celsuspensie (20.000 F98 GB cellen) 3 mm diep met behulp van een microsyringe pompregelaar. Laat de naald gedurende 5 minuten op zijn plaats, waardoor de celsuspensie de tijd krijgt om in het weefsel te diffunderen.
- Trek de spuit langzaam op en sluit het gat in de schedel met botwas. Hecht de huid (polyamide 6, dikte 4-0) en injecteer meloxicam subcutaan (1 mg/kg, 2 mg/ml). Breng xylocaïnegel aan.
- Stabiliseer de lichaamstemperatuur van het dier na de operatie met behulp van een rode lamp. Houd het ontwaken van de rat in de gaten totdat deze weer voldoende bij bewustzijn is gekomen. Breng het dier niet terug naar het gezelschap van andere dieren totdat het volledig is hersteld. Huisvest alle dieren onder milieuvriendelijke omstandigheden (12 uur licht/donker cyclus, 20-24 °C en 40-70% relatieve vochtigheid) met voedsel en water ad libitum.
- Zorg ervoor dat u de dieren dagelijks controleert en een dagelijks gezondheidsstatuslogboek bijhoudt door hun lichaamsgewicht, voedsel, waterinname en hun activiteit en gedrag te controleren. Gebruik een dodelijke dosis pentobarbital natrium om de dieren te euthanaseren (160 mg / kg) als een afname van 20% lichaamsgewicht wordt waargenomen of wanneer het normale gedrag ernstig verslechtert (bijv. Gebrek aan verzorging).
2. Bevestiging van tumorgroei
- Evalueer tumorgroei 8 dagen na inenting. Verdoof de ratten door het inademen van isofluraan (5% inductie, 2% onderhoud) gemengd met zuurstof (0,3 ml / min) door een neuskegel. Bevestig de verdoving door de afwezigheid van ontwenningsreflex van de ledemaat.
- Injecteer een gadoliniumhoudend contrastmiddel (0,4 ml/kg) via een intraveneus geplaatste slang in de laterale staartader. Bedek het dier met een warmwater circulerende verwarmingsdeken en plaats ze in het MRI-bed. Breng een carbomer ooggel aan om droge ogen onder narcose te voorkomen. Plaats het MRI-bed in de houder met een Tx/Rx Rat hersenvolumespoel.
- Voer een lokalisatiescan uit, gevolgd door een T2-gewogen spin-echoscan om de tumorgroei te beoordelen. Gebruik deze T2-MRI-sequentie-instellingen: herhalingstijd (TR)/echotijd (TE) 3661/37,1 ms, 109 μm isotrope in-plane resolutie, plakdikte 600 μm, 4 gemiddelden, 30 plakjes, totale acquisitietijd (TA) 9 min 45 s.
- Als een tumor wordt bevestigd op de T2-gewogen acquisitie, voert u een T1-gewogen contrastverbeterde spin-echoscan uit. Gebruik deze T1-MRI-sequentie-instellingen: TR/TE 1539/9,7 ms, 0,117 mm isotrope in-plane resolutie, plakdikte 600 μm, 3 gemiddelden, 30 plakjes, TA 4 min 15 s.
- Houd na de MRI voortdurend toezicht op het dier totdat het volledig bij bewustzijn komt.
- Wanneer de tumor een diameter van 7 tot 8 mm bereikt, meestal waargenomen 12 dagen na inenting, selecteert u het dier voor therapie.
3. Multimodaliteitsbeeldvorming van doelvolumeselectie
OPMERKING: PET/MRI-geleide bestraling vereist de sequentiële verwerving van een multimodale dataset. Na intraveneuze toediening van de radiotracer wordt PET-beeldvorming gestart, gevolgd door contrastverbeterde T1-gewogen MRI en ten slotte een CT-behandelingsplanning.
- Verdoof het dier met isofluraan (5% inductie, 2% onderhoud) gemengd met zuurstof (0,3 l/min) met behulp van een neuskegel. Bevestig de verdoving wanneer de ratten geen ontwenningsreflex van de ledemaat vertonen. Breng carbomer ooggel aan om droge ogen onder narcose te voorkomen.
- Breng de slang intraveneus in de laterale staartader, waardoor de injectie van 10-12 MBq PET radioactieve tracer opgelost in 200 μL zoutoplossing mogelijk wordt. Injecteer [18F]-FET, 1 uur voor pet-acquisitie. Laat het dier weer bij bewustzijn komen terwijl de tracer door het lichaam wordt verspreid.
- Verdoof het dier opnieuw, zoals beschreven in stap 3.1. Plaats het dier op een multimodaliteitsbed (hier, in eigen huis gemaakt) en zet het vast met behulp van klittenbandbevestigingen, waarbij een vaste positie wordt behouden tijdens de beeldvorming en microbestraling. Bevestig een capillair gevuld met het MRI/PET-middel (zie de tabel met materialen) voor eenvoudigere co-registratie. Wikkel het dier in noppenfolie om zijn lichaamstemperatuur te behouden tijdens de multimodaliteit beeldvorming en therapie.
- Voer 1 uur na de injectie van de PET-tracer een PET-scan uit. Reconstrueer de PET-scan in een 3D-volume (192 x 192 x 384 matrix) met 0,4 mm voxelgrootte door een Maximum-Likelihood Expectation-Maximization (MLEM)-algoritme toe te passen met behulp van 30 iteraties.
OPMERKING: Er werd een speciale PET-scanner voor beeldvorming van proefdieren gebruikt met een axiale beeldhoek van 130 mm en een boringsdiameter van 72 mm. Dit systeem biedt een sub-mm (0,85 mm) ruimtelijke resolutie. - Injecteer een MRI-contrastmiddel (0,4 ml/kg) intraveneus in de staartader. Plaats de rat, nog steeds gefixeerd op het multimodaliteitsbed, in de dierhouder van de MRI-scanner (Table of Materials). Voer een lokalisatiescan uit, gevolgd door een contrastversterkte T1-gewogen spin-echosequentie, analoog aan stap 2.4.
- Plaats het dier, nog steeds bevestigd op het multimodaliteitsbed, op een plastic houder die is bevestigd aan de vierassige robotpositioneringstafel op de micro-bestralingsmachine. Voer een hoge-resolutie behandelingsplanning conus-beam CT uit met behulp van een buisspanning van 70 kV, een buisstroom van 0,4 mA, een aluminium filter van 1 mm en een amorfe Si-flatpaneldetector van 20 x 20 cm (1024 x 1024 pixels). Verkrijg in totaal 360 projecties over 360°. Reconstrueer de CT-beelden met een isotrope voxelgrootte van 0,275 mm (411 x 411 x 251 matrix).
4. Mederegistratie van afbeeldingen
OPMERKING: De co-registratie wordt uitgevoerd met een semi-automatische MATLAB-code die in eigen huis is ontwikkeld. De code is te vinden op Github op https://github.com/sdonche/DosePainting. De verschillende stappen worden hieronder beschreven.
- Plaats de drie beeldmodaliteiten ([18F]FET PET, contrastversterkte T1-gewogen MRI en conusbundel CT) in één map. Converteer DICOM-afbeeldingen naar het NIfTI-formaat met behulp van de dcm2niix-functie van de mricron-afbeeldingsviewer24.
- Importeer de geconverteerde afbeeldingen in MATLAB en filter de PET-afbeelding met een Gauss-filter met een FWHM (Full-Width Half-Max) van 1 mm.
- Heroriënteer de beelden zodat de cartesische assen van alle beeldvormende modaliteiten met elkaar corresponderen.
OPMERKING: Voor deze opstelling werd het CT-beeld omgedraaid om de Y-as; de MRI werd omgedraaid om de X-as en de PET werd omgedraaid om de Y-as. - Snijd de PET-afbeelding bij om automatische coregistratie te vereenvoudigen.
OPMERKING: Voor deze opstelling zijn 40 pixels ingesteld op nul aan beide zijden van de X-as (links en rechts van het dier); aan de dorsale en ventrale kant van het dier (Y-as) werden respectievelijk 60 en 40 pixels op nul gezet; langs de lengteas (of Z-as) zijn 170 en 30 pixels ingesteld op nul voor respectievelijk de inferieure en superieure zijde. - Verplaats de afbeeldingscentra dicht bij elkaar om automatische coregistratie te vereenvoudigen.
- Voer de eigenlijke rigid-body co-registratie uit met behulp van Statistical Parametric Mapping (SPM) in MATLAB26. Gebruik de volgende registratieparameters (andere standaard): objectieve functie: wederzijdse informatie; scheiding: [4 1 0,2]; toleranties: [0,02 0,02 0,02 0,001 0,001 0,001 0,01 0,01 0,01 0,001 0,001 0,001]; histogram afvlakken: [1 1]; interpolatie: trilineair.
5. Planning van stralingsbehandeling
OPMERKING: Een MATLAB-app en meerdere MATLAB-scripts zijn geschreven voor de bestralingsplanning. De code is te vinden op Github op https://github.com/sdonche/DosePainting. De verschillende stappen worden hieronder uitgelegd.
- Methode 1
- Laad de drie verschillende beeldvormingsmodaliteiten in de MATLAB-app. Plaats een royaal begrenzingsvak rond de contrastverbetering op de T1-gewogen MRI-scan (figuur 1). Bepaal het contrastversterkte volume met behulp van een drempelwaarde (figuur 2). Als er meerdere regio's zijn geselecteerd, selecteert u alleen het grootste volume, waarvan het midden wordt beschouwd als het eerste isocentrum dat een voorgeschreven dosis voor RT aflevert (figuur 3).
- Vouw de eerder bepaalde MRI-contrastverbetering uit met 10 pixels in elke richting. Als meerdere regio's worden gedetecteerd, behoudt u alleen het grootste PET-volume, waarvan het centrum wordt beschouwd als het tweede isocentrum dat een voorgeschreven dosis voor RT levert.
OPMERKING: In dit PET-volume wordt het PET-boostvolume gedefinieerd door de pixels met een hogere signaalintensiteit dan 0,90 × maximale signaalintensiteit (in het selectiekader) in dit volume. - Gebruik de volgende bestralingsinstellingen voor de berekende isocentra (figuur 4 en tabel 1).
- Geef voor het eerste isocentrum (MRI) een voorgeschreven dosis van 2000 cGy met behulp van 3 niet-coplanaire bogen op bankposities van 0°, -45° en -90° met een portaalrotatie van respectievelijk 120°, 120° en 60°. Gebruik een vaste collimatorgrootte van 10 x 10 mm, maar gebruik een geschikte collimator (bijvoorbeeld een collimator van 5 x 5 mm) wanneer kleinere tumorgroottes moeten worden bestraald. Wees voorzichtig bij het overwegen van het welzijn van het dier wanneer de tumorvolumes groter zijn dan 10 mm.
- Geef voor het tweede isocentrum (PET) een voorgeschreven dosis van 800 cGy met behulp van 3 niet-coplanaire bogen op bankposities 0°, -45° en -90° met een portaalrotatie van respectievelijk 120°, 120° en 60°. Gebruik een vaste collimatormaat van 3 x 3 mm.
- Bereken de dosisverdeling binnen het dier en de parameters voor de bundelafgifte.
- Methode 2
- Laad de drie verschillende beeldvormingsmodaliteiten in de MATLAB-app. Plaats een royaal selectiekader rond de contrastverbetering op de [18F]FET PET-afbeelding, analoog aan stap 5.1.1.
- Bepaal de volumes die worden gedefinieerd door de pixels met een signaalintensiteit hoger dan A × maximale signaalintensiteit (in het bovengenoemde selectiekader), met A gelijk aan 0,50, 0,60, 0,70, 0,80 en 0,90. Noem deze volumes respectievelijk V50, V60, V70, V80 en V90.
- Bepaal de isocentra en de kaakafmetingen voor elke bundel die nodig is om de gemotoriseerde variabele collimator te geleiden met behulp van het MATLAB-script (zie figuur 5).
- Gebruik de volgende instellingen voor de berekende isocentra en kaakafmetingen:
- Geef voor V50 een voorgeschreven dosis van 2000 cGy verdeeld over 16 balken (elk 125 cGy; bank- en portaalposities in tabel 2). Gebruik de berekende kaakafmetingen voor de MVC.
OPMERKING: Hier is een extra marge van 1 mm opgenomen om rekening te houden met microscopische tumorinfiltratie. - Geef voor V60-V90 een voorgeschreven dosis van 800 cGy verdeeld over 40 balken (elk 20 cGy; bank- en portaalposities in tabel 2). Gebruik de berekende kaakafmetingen voor de MVC.
- Geef voor V50 een voorgeschreven dosis van 2000 cGy verdeeld over 16 balken (elk 125 cGy; bank- en portaalposities in tabel 2). Gebruik de berekende kaakafmetingen voor de MVC.
- Bereken de dosisverdeling binnen het dier en de parameters voor de bundelafgifte.
6. Planevaluatie
OPMERKING: Om de twee methoden te vergelijken, berekent u de dosis-volume histogrammen (DVH) en Q-volume histogram (QVH) in het V50 PET-volume. Hier werd een in eigen huis ontwikkeld MATLAB-script gebruikt. De code is te vinden op Github op https://github.com/sdonche/DosePainting.
- Dosis-volume histogram
- Genereer DVH uit de dosisverdeling die is verkregen uit de SARRP.
- Bepaal de maximale, gemiddelde en minimale doses van de DVH door de D10, D50 en D90 te berekenen, waarbij Dx staat voor de dosis die door x% van het volume wordt ontvangen.
- Q-volume histogram
- Bereken een ideale dosis voor elke pixel met Eq. 1, een lineaire interpolatie tussen de minimale en maximale doses, proportioneel variërend tussen de minimale PET-intensiteit en maximale PET-intensiteit binnen het doelvolume om een ideale dosiskaart te geven.
- Bereken de Q-waarde Qp voor elke pixel met behulp van de volgende vergelijking (Eq. 2):
Eq. 2
Waarbij Dp de dosis is die wordt verkregen door planning en Di, de dosisdoelstelling voor planning. - Genereer QVH uit de verkregen Q-waarden.
- Bereken de kwaliteitsfactor (Q-factor, QF) om het verschil tussen de geplande en beoogde doses te evalueren met eq. 3:
Eq. 3
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De haalbaarheid van PET- en MRI-geleide bestraling in een glioblastoomratmodel met behulp van de SARRP om de menselijke behandelingsstrategie na te bootsen, is eerder beschreven20,21,22. Terwijl het dier werd gefixeerd op een multimodaliteitsbed dat in eigen huis was gemaakt, was het mogelijk om een acceptabel bestralingsplan te maken dat drie beeldvormingsmodaliteiten combineerde: PET, MRI en CT. Bij deze methoden werd een exte...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Een rat GB-model om de chemo-bestralingsbehandeling in de kliniek voor glioblastoompatiënten na te bootsen, werd eerder beschreven20. Net als bij de klinische methode werden CT en MRI gecombineerd tijdens het behandelingsplanningsproces om een nauwkeurigere bestraling te verkrijgen. Een multimodaliteitsbed om (hoofd)beweging te minimaliseren werd gebruikt wanneer het dier van het ene beeldvormingssysteem naar het andere werd verplaatst. Vervolgens werd PET-beeldvorming toegevoegd aan het behandeli...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs willen Stichting Lux Luka bedanken voor het ondersteunen van dit werk.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Celcultuur | |||
| F98 Glioblastoma Cellijn | ATCC | CRL-2397 | https://www.lgcstandards-atcc.org/products/all/CRL-2397 |
| Dulbeco's Gemodificeerd Eagle Medium | Thermo Fisher Scientific | 22320-030 | |
| Celcultuurkolven | Thermo Fisher Scientific | 178883 | 75 cm² |
| FBS | Thermo Fisher Scientific | 10270106 | |
| L-Glutamine | Thermo Fisher Scientific | 25030-032 | 200 mM |
| Penicilline-Streptomycine | Thermo Fisher Scientific | 15140-148 | 10,000 U/mL |
| Fosfaat-bufferoplossing (PBS) | Thermo Fisher Scientific | 14040-224 | |
| Trypsin-EDTA | Thermo Fisher Scientific | 25300-062 | 0,05% |
| GB Rat Model | |||
| Balvormige boor | Foredom | A-228 | 1,8 mm |
| Botenwas | Aesculap | 1029754 | https://www.aesculapusa.com/en/healthcare-professionals/or-solutions/or-solutions-cranial-closure/hemostatic-bone-wax.html |
| Ethilon | Ethicon | 662G/662H | FS-2, 4-0, 3/8, 19 mm |
| Fischer F344/Ico crl Rats | Charles River | - | |
| Insulinspuit Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29 G |
| IR-lamp | Philips | HP3616/01 | |
| Meloxicam (Metacam) | Boehringer Ingelheim | - | 2 mg/mL |
| Micromotor rotatiegereedschap | Foredom | K.1090-22 | |
| Micropompsysteem | Stoelting Co. | 53312 | Stoelting Stereotaxic Injector |
| Stereotactisch frame | Stoelting Co. | 51600 | |
| Xylocaine (1%, met adrenaline 1:200.000) | Aspen | - | 1%, met adrenaline 1:200.000 |
| Xylocaine gel (2%) | Aspen | - | 2% |
| Bestraling van dieren | |||
| Microstraalbron | X-Strahl | SARRP | Versie 4.2.0 |
| Software | X-Strahl | Muriplan | Preklinisch behandelingsplanningssysteem (PCTPC), versie 2.2.2 |
| Klein dier PET | |||
| [18F]FET | Inhouse gemaakt | - | PET tracer; samen met Prohance: MRI/PET agent |
| Micro-PET | Molecubes | Beta-Cube | https://www.molecubes.com/b-cube/ |
| Klein dier MRI | |||
| Micro-MRI | Bruker Biospin | Pharmascan 70/16 | https://www.bruker.com/products/mr/preclinical-mri/pharmascan.html |
| 30 G naald voor IV injectie | Beckton-Dickinson | 305128 | |
| PE 10 Slang | Instech Laboratories Inc | BTPE-10 | BTPE-10, polyethyleen slang 0,011 x 0,024 in (0,28 x 60 mm), niet steriel, 30 m (98 ft) spoel, Instech Laboratories, Inc Plymouth Meeting PA USA- (800) 443-4227- http://www.instechlabs.com |
| Prohance contrastmiddel | Bracco Imaging | - | 279,3 mg/mL, gadolinium-contrastmiddel (samen met [18F]FET: MRI/PET agent) |
| Tx/Rx Rat Brain - Mouse Whole Body Volumecoil | Bruker Biospin | - | 40 mm diameter |
| Watergebaseerde verwarmingseenheid | Bruker Biospin | MT0125 | |
| Verbruiksartikelen | |||
| Isofluran | Zoetis | B506 | Anesthesie |
| Insulinspuit Microfine | Beckton-Dickinson | 320924 | 1 mL, 29 G |
| Beeldanalyse | |||
| MATLAB | Mathworks | - | Versie R2019b |
| PMOD | PMOD Technologies LLC | Preklinische en moleculaire beeldvormingssoftware |
Referenties
- Louis, D. N., et al. The 2016 World Health Organization classification of tumors of the central nervous system: a summary. Acta Neuropathologica. 131 (6), 803-820 (2016).
- Wadajkar, A. S., et al. Tumor-targeted nanotherapeutics: Overcoming treatment barriers for glioblastoma. Wiley Interdisciplinary Reviews. Nanomedicine & Nanobiotechnology. 9 (4), (2016).
- Lim, M., Xia, Y., Bettegowda, C., Weller, M. Current state of immunotherapy for glioblastoma. Nature Reviews. Clinical Oncology. 15 (7), 422(2018).
- McGranahan, T., Li, G., Nagpal, S. History and current state of immunotherapy in glioma and brain metastasis. Therapeutic Advances in Medical Oncology. 9 (5), 347-368 (2017).
- Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
- Von Neubeck, C., Seidlitz, A., Kitzler, H. H., Beuthien-Baumann, B., Krause, M. Glioblastoma multiforme: Emerging treatments and stratification markers beyond new drugs. The British Journal of Radiology. 88 (1053), 20150354(2015).
- Mann, J., Ramakrishna, R., Magge, R., Wernicke, A. G. Advances in radiotherapy for glioblastoma. Frontiers in Neurology. 8, 748(2018).
- Ling, C. C., et al. Towards multidimensional radiotherapy (MD-CRT): Biological imaging and biological conformality. International Journal of Radiation Oncolology, Biology, Physics. 47 (3), 551-560 (2000).
- Bentzen, S. M., Gregoire, V. Molecular imaging-based dose painting: a novel paradigm for radiation therapy prescription. Seminars in Radiation Oncology. 21 (2), 101-110 (2011).
- Bentzen, S. M. Theragnostic imaging for radiation oncology: Dose-painting by numbers. The Lancet. Oncology. 6 (2), 112-117 (2005).
- Wong, J., et al. High-resolution, small animal radiation research platform with X-ray tomographic guidance capabilities. International Journal of Radiation Oncolology, Biology, Physics. 71 (5), 1591-1599 (2008).
- Van Hoof, S. J., Granton, P. V., Verhaegen, F. Development and validation of a treatment planning system for small animal radiotherapy: SmART-Plan. Radiotherapy and Oncology. 109 (3), 361-366 (2013).
- Verhaegen, F., Granton, P., Tryggestad, E. Small animal radiotherapy research platforms. Physics in Medicine & Biology. 56 (12), 55-83 (2011).
- Butterworth, K. T., Prise, K. M., Verhaegen, F. Small animal image-guided radiotherapy: Status, considerations and potential for translational impact. The British Journal of Radiology. 88 (1045), 20140634(2015).
- Nasr, A., Habash, A. Dosimetric analytic comparison of inverse and forward planned IMRT techniques in the treatment of head and neck cancer. Journal of the Egyptian National Cancer Institute. 26 (3), 119-125 (2014).
- Matinfar, M., Iyer, S., Ford, E., Wong, J., Kazanzides, P. Image guided complex dose delivery for small animal radiotherapy. IEEE International Symposium on Biomedical Imaging: From Nano to Macro. , 1243-1246 (2009).
- Matinfar, M., Iordachita, I., Wong, J., Kazanzides, P. Robotic delivery of complex radiation volumes for small animal research. IEEE International Conference on Robotics and Automation. , 2056-2061 (2010).
- Balvert, M., et al. A framework for inverse planning of beam-on times for 3D small animal radiotherapy using interactive multi-objective optimisation. Physics in Medicine & Biology. 60 (14), 5681-5698 (2015).
- Cho, N. B., Wong, J., Kazanzides, P. Dose Painting with a Variable Collimator for the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). The Midas Journal. , 1-8 (2014).
- Bolcaen, J., et al. MRI-guided 3D conformal arc micro-irradiation of a F98 glioblastoma rat model using the Small Animal Radiation Research Platform (SARRP). Journal of Neuro-oncology. 120 (2), 257-266 (2014).
- Bolcaen, J., Descamps, B., Boterberg, T., Vanhove, C., Goethals, I. PET and MRI guided irradiation of a glioblastoma rat model using a micro-irradiator. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (130), e56601(2017).
- Verhoeven, J., et al. Technical feasibility of [18F]FET and [18F]FAZA PET guided radiotherapy in a F98 glioblastoma rat model. Radiation Oncology. 14 (1), 89(2019).
- Hutterer, M., et al. FET PET: a valuable diagnostic tool in neuro-oncology, but not all that glitters is glioma. Neuro-oncology. 15 (3), 341-351 (2013).
- Stockhammer, F., Plotkin, M., Amthauer, H., Landeghem, F. K. H., Woiciechowsky, C. Correlation of F-18-fluoro-ethyl-tyrosin uptake with vascular and cell density in non-contrast-enhancing gliomas. Journal of Neuro-oncology. 88 (2), 205-210 (2008).
- Rorden, C., Karnath, H. O., Bonhilha, L. Mricron dicom to nifti converter. neuroimaging informatics tools and resources clearinghouse (nitrc). , Available from: https://www.nitrc.org/projects/mricron (2015).
- Ashburner, J., et al. SPM12 Manual. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/doc/spm12_manual.pdf (2014).
- España, S., Marcinkowski, R., Keereman, V., Vandenberghe, S., Van Holen, R. DigiPET: Sub-millimeter spatial resolution small-animal PET imaging using thin monolithic scintillators. Physics in Medicine & Biology. 59 (13), 3405-3420 (2014).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
