Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Modellering beroerte bij muizen: transiënte middelste cerebrale arterie occlusie via de externe halsslagader

7.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62573

⸱

24 mei 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

In dit artikel

Samenvatting

Verschillende modellen van middelste cerebrale arterie occlusie (MCAo) worden gebruikt in experimenteel beroerteonderzoek. Hier wordt een experimenteel beroertemodel van voorbijgaande MCAo via de externe halsslagader (ECA) beschreven, dat tot doel heeft een menselijke beroerte na te bootsen, waarbij de cerebrovasculaire trombus wordt verwijderd als gevolg van spontane stolsellysis of therapie.

Samenvatting

Beroerte is de derde meest voorkomende oorzaak van sterfte en de belangrijkste oorzaak van verworven volwassen invaliditeit in ontwikkelde landen. Tot op heden zijn therapeutische opties beperkt tot een klein deel van de patiënten met een beroerte binnen de eerste uren na een beroerte. Nieuwe therapeutische strategieën worden uitgebreid onderzocht, vooral om het therapeutische tijdvenster te verlengen. Deze huidige onderzoeken omvatten de studie van belangrijke pathofysiologische routes na een beroerte, zoals ontsteking na een beroerte, angiogenese, neuronale plasticiteit en regeneratie. In het afgelopen decennium is er toenemende bezorgdheid over de slechte reproduceerbaarheid van experimentele resultaten en wetenschappelijke bevindingen bij onafhankelijke onderzoeksgroepen. Om de zogenaamde "replicatiecrisis" te overwinnen, zijn gedetailleerde gestandaardiseerde modellen voor alle procedures dringend nodig. Als een inspanning binnen het "ImmunoStroke" onderzoeksconsortium (https://immunostroke.de/), wordt een gestandaardiseerd muismodel van transiënte midden cerebrale arterie occlusie (MCAo) voorgesteld. Dit model maakt het volledige herstel van de bloedstroom mogelijk na verwijdering van het filament, waarbij de therapeutische of spontane stolsellysis wordt gesimuleerd die optreedt bij een groot deel van de menselijke beroertes. De chirurgische procedure van dit "filament" beroertemodel en hulpmiddelen voor de functionele analyse ervan worden gedemonstreerd in de bijbehorende video.

Inleiding

Beroerte is wereldwijd een van de meest voorkomende oorzaken van overlijden en invaliditeit. Hoewel er voornamelijk twee verschillende vormen van beroerte zijn, ischemisch en hemorragisch, is 80-85% van alle gevallen van beroerte ischemisch1. Momenteel zijn er slechts twee behandelingen beschikbaar voor patiënten met ischemische beroerte: farmacologische behandeling met recombinant weefselplasminogeenactivator (rtPA) of mechanische trombectomie. Vanwege het smalle therapeutische tijdvenster en de meervoudige exclusiecriteria kan echter slechts een select aantal patiënten profiteren van deze specifieke behandelingsopties. In de afgelopen twee decennia heeft preklinisch en translationeel beroerteonderzoek zich gericht op de studie van neuroprotectieve benaderingen. Alle verbindingen die klinische onderzoeken hebben bereikt, hebben tot nu toe echter geen verbeteringen voor de patiënt laten zien2.

Omdat in vitro modellen niet alle herseninteracties en pathofysiologische mechanismen van beroerte nauwkeurig kunnen reproduceren, zijn diermodellen cruciaal voor preklinisch beroerteonderzoek. Het nabootsen van alle aspecten van menselijke ischemische beroerte in een enkel diermodel is echter niet haalbaar, omdat ischemische beroerte een zeer complexe en heterogene ziekte is. Om deze reden zijn er in de loop van de tijd verschillende ischemische beroertemodellen ontwikkeld bij verschillende soorten. Fototrombose van cerebrale arteriolen of permanente distale occlusie van de middelste hersenslagader (MCA) zijn veelgebruikte modellen die kleine en lokaal gedefinieerde laesies induceren in de neocortex3,4. Daarnaast is het meest gebruikte slagmodel waarschijnlijk het zogenaamde "filamentmodel", waarbij een voorbijgaande occlusie van MCA wordt bereikt. Dit model bestaat uit een voorbijgaande introductie van een hechtdraadfilament aan de oorsprong van de MCA, wat leidt tot een abrupte vermindering van de cerebrale bloedstroom en het daaropvolgende grote infarct van subcorticale en corticale hersengebieden5. Hoewel de meeste slagmodellen MCA-occlusies 6nabootsen, maakt het "filamentmodel" een nauwkeurige afbakening van de ischemische tijd mogelijk. Reperfusie door filamentverwijdering bootst het menselijke klinische scenario na van cerebrale bloedstroomherstel na spontane of therapeutische (rtPA of mechanische trombectomie) stolsellysis. Tot op heden zijn verschillende modificaties van dit "filamentmodel" beschreven. In de meest voorkomende benadering, voor het eerst beschreven door Longa et al. in 19895, wordt een met silicium gecoat filament via de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) geïntroduceerd bij de oorsprong van de MCA7. Hoewel het een veel gebruikte aanpak is, laat dit model geen volledig herstel van de bloedstroom toe tijdens reperfusie, omdat de CCA permanent wordt geligeerd na verwijdering van het filament.

In het afgelopen decennium zijn steeds meer onderzoeksgroepen geïnteresseerd in het modelleren van beroerte bij muizen met behulp van dit 'filamentmodel'. De aanzienlijke variabiliteit van dit model en het gebrek aan standaardisatie van de procedures zijn echter enkele van de redenen voor de hoge variabiliteit en slechte reproduceerbaarheid van de experimentele resultaten en wetenschappelijke bevindingen die tot nu toe zijn gerapporteerd2,8. Een mogelijke oorzaak van de huidige "replicatiecrisis", verwijzend naar de lage reproduceerbaarheid onder onderzoekslaboratoria, zijn de niet-vergelijkbare beroerte-infarctvolumes tussen onderzoeksgroepen die dezelfde experimentele methodologie gebruiken9. Na het uitvoeren van de eerste preklinische gerandomiseerde gecontroleerde multicenter studie10, konden we bevestigen dat het gebrek aan voldoende standaardisatie van dit experimentele beroertemodel en de daaropvolgende uitkomstparameters de belangrijkste redenen waren voor het falen van de reproduceerbaarheid in preklinische studies tussen onafhankelijke laboratoria11 . Deze drastische verschillen in de resulterende infarctgroottes vormen, ondanks het gebruik van hetzelfde beroertemodel, terecht niet alleen een bedreiging voor bevestigend onderzoek, maar ook voor wetenschappelijke samenwerkingen vanwege het gebrek aan robuuste en reproduceerbare modellen.

In het licht van deze uitdagingen wilden we de procedure voor een gestandaardiseerd transiënt MCAo-model ontwikkelen en in detail beschrijven, zoals gebruikt voor de gezamenlijke onderzoeksinspanningen binnen het onderzoeksconsortium "ImmunoStroke" (https://immunostroke.de/). Dit consortium heeft tot doel de hersen-immuuninteracties te begrijpen die ten grondslag liggen aan de mechanistische principes van beroerteherstel. Daarnaast worden histologische en gerelateerde functionele methoden voor de analyse van beroerte-uitkomsten gepresenteerd. Alle methoden zijn gebaseerd op vastgestelde standaard operationele procedures die worden gebruikt in alle onderzoekslaboratoria van het ImmunoStroke-consortium.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De experimenten die in deze video worden gerapporteerd, werden uitgevoerd volgens de nationale richtlijnen voor het gebruik van proefdieren en de protocollen werden goedgekeurd door de Duitse regeringscommissies (Regierung von Oberbayern, München, Duitsland). Tien weken oude mannelijke C57Bl/6J-muizen werden gebruikt en gehuisvest onder gecontroleerde temperatuur (22 ± 2 °C), met een licht-donkercyclusperiode van 12 uur en toegang tot gepelletiseerd voedsel en water ad libitum.

1. Voorbereiding van het materiaal en de instrumenten

  1. Sluit de warmtedeken aan om de temperatuur van het operatiegebied en de lichaamstemperatuur van de muis tijdens de anesthesie op 37 °C te houden.
  2. Autoclaaf schaar en tang, bereid 70% ethanol oplossing en houd beschikbare dexpanthenol oogzalf, verschillende stukken katoen, en 5-0 gecoate gevlochten polyester hechtdraad klaar voor gebruik. Bereid een spuit van 1 ml met 0,9% zoutoplossing (zonder naald) om de incisieplaats van het dier gehydrateerd te houden. Bereid het anesthesiegas voor (100% O2 + isofluraan).
  3. Bereid een houder voor de laser Doppler sonde door de punt van een 10 μL pipetpunt (3-5 mm lengte) te snijden.
    OPMERKING: Alle instrumenten worden gesteriliseerd met behulp van een hete kralensterilisator. Oppervlakken worden ook voor en na de operatie gedesinfecteerd met een microbiële desinfectiespray. Voorafgaand aan de operatie worden de gebieden rond het hoofd en de borst van muizen gedesinfecteerd met een wonddesinfectiespray.

2. Voorbereiding van de laser Doppler

  1. Injecteer analgesie bij de muis 30 minuten voor de operatie (4 mg/kg Carprofen en 0,1 mg/kg Buprenorfine, intraperitoneaal).
  2. Verdoof de muis door deze in de inductiekamer te plaatsen met een isofluraandebiet van 4% tot het stoppen van spontane lichaamsbeweging en vibrissae.
  3. Plaats de muis in een buikligging in het operatiegebied met zijn neus in het anesthesiemasker. Houd de isofluraanconcentratie nog een minuut op 4%, verlaag deze dan en houd deze op 2%.
  4. Stel het bijbehorende feedbackgestuurde verwarmingskussen in om de lichaamstemperatuur van de muis op 37 °C te houden en plaats voorzichtig de rectale sonde om de temperatuur tijdens de chirurgische ingrepen te controleren.
  5. Breng dexpanthenol oogzalf aan op beide ogen.
  6. Desinfecteer de huid en het haar rond het linkeroog en oor met 70% ethanol.
  7. Snijd de hoofdhuid tussen het linkeroor en het oog (1 cm lang) om het schedelbot bloot te leggen.
  8. Snijd en trek de tijdelijke spier terug om de MCA onder de schedel te visualiseren.
  9. Bevestig met lijm het buitenste deel van de punt met de laser Doppler sonde /vezel bovenop de linker MCA met lijm. Lijm vervolgens de huid om de wond rond de tiphouder te sluiten. Breng 2-3 druppels verharderlijm aan om het proces te versnellen. Zorg ervoor dat de laser Doppler vezel niet gelijmd is en op elk moment gemakkelijk uit de tiphouder kan worden verwijderd.

3. Transiënt MCAo-model (occlusie)

  1. Zet de muis in rugligging. Plaats de snuit in de anesthesiekegel en bevestig de poten met tape.
  2. Desinfecteer de huid en het haar rond de borst en maak een 2 cm lange middellijnincisie in de nek.
  3. Gebruik een tang om de huid en de submandibulaire klieren uit elkaar te trekken. Gebruik retractors om de sternomastoïde spier vast te houden, het chirurgische veld bloot te leggen en de linker gemeenschappelijke halsslagader (CCA) te vinden. Ontleed de CCA vrij van bindweefsel en omliggende zenuwen (zonder de nervus vagus te beschadigen) en voer een voorbijgaande ligatie uit vóór de bifurcatie.
  4. Ontleed de uitwendige halsslagader (ECA) en knoop een permanente knoop op het meest distale zichtbare deel. Plaats een andere hechting onder de ECA, dicht bij de bifurcatie, en bereid een losse knoop voor om later te gebruiken.
  5. Ontleed de interne halsslagader (ICA) en plaats er een microvasculaire clip op, 5 mm over de bifurcatie. Zorg ervoor dat u de nervus vagus niet beschadigt.
  6. Knip een klein gaatje in de ECA tussen de strakke en de losse ligaties; pas op dat u niet de hele ERK inkort.
  7. Introduceer het filament en breng het naar het CCA. Span de losse ligatie in de ECA rond het lumen aan om het filament kort in die positie vast te zetten en bloedingen te voorkomen bij het verwijderen van de microvasculaire clip.
  8. Verwijder de microvasculaire clip en breng het filament door de ICA totdat de oorsprong van de MCA is bereikt door een scherpe reductie (>80%) in de cerebrale bloedstroom te detecteren zoals gemeten door de laser Doppler. Bevestig het filament in deze positie door de knoop rond de ECA verder aan te spannen.
    OPMERKING: Wanneer het filament in de juiste richting gaat, vordert het soepel en mag er geen weerstand worden waargenomen.
  9. Record laser Doppler waarden voor en na filament insertie.
  10. Verwijder het retractor en verplaats de sternomastoïde spier en de submandibulaire klieren voordat u de wond hecht. Verwijder de laser Doppler-sonde en plaats het dier gedurende 1 uur in een herstelkamer bij 37 °C (totdat de gloeidraad wordt verwijderd).

4. Transiënt MCAo-model (Reperfusie)

  1. Verdoof de muis door deze in de inductiekamer te plaatsen met een isofluraandebiet van 4% tot het stoppen van spontane lichaamsbeweging en vibrissae.
  2. Breng dexpanthenol oogzalf aan op beide ogen.
  3. Plaats de muis in een buikligging in het operatiegebied met zijn snuit in het anesthesiemasker. Houd de isofluraanconcentratie nog een minuut op 4%, verlaag deze dan en houd deze op 2%. Bevestig de poten van het dier met tape.
  4. Plaats de laser Doppler sonde in de sondehouder.
  5. Verwijder de wondnaad, gebruik een tang om de huid en de submandibulaire klieren uit elkaar te trekken. Gebruik retractors om voorzichtig aan de sternomastoïde spier te trekken en het chirurgische veld bloot te leggen.
  6. Maak de ECA-hechting los die de gloeidraad aanspant en trek voorzichtig aan de gloeidraad. Vermijd beschadiging van de siliconenrubberen coating van het filament tijdens het verwijderen.
  7. Bind de ECA-hechting stevig vast.
  8. Bevestig de toename van de cerebrale bloedstroom in het laser Doppler-apparaat (>80% van de initiële waarde vóór reperfusie).
  9. Neem laser Doppler waarden op voor en na het verwijderen van filamenten.
  10. Open de voorbijgaande ligatie vóór de bifurcatie van het CCA.
  11. Verwijder het terugtrekkingsmiddel en verplaats de sternomastoïde spier en de submandibulaire klieren voordat u de wond hecht. Plaats het dier gedurende 1 uur in een herstelkamer bij 37 °C om te herstellen van de anesthesie.
  12. Breng de muizen na herstel terug naar hun kooien in een temperatuurgecontroleerde kamer.
  13. Zorg voor de dieren door natte voedselkorrels en hydrogel toe te voegen in kleine petrischaaltjes op de kooivloer tot dag 3 na de operatie.
  14. Injecteer analgesie elke 12 uur gedurende 3 d na de operatie (4 mg/kg Carprofen en 0,1 mg/kg Buprenorfine).

5. Schijnoperatie

  1. Voer alle procedures uit zoals hierboven beschreven, inclusief de ligatie van de slagaders en de introductie van het filament (stappen 1-3.7).
  2. Verwijder het filament onmiddellijk na het inbrengen. Plaats het dier vervolgens gedurende 1 uur in de herstelkamer.
  3. Plaats het dier opnieuw in het operatiegebied en verwijder de voorbijgaande ligatie van het CCA om een volledig herstel van de hersenbloedstroom te garanderen.
  4. Hecht de wond en plaats het dier gedurende 1 uur in een herstelkamer bij 37 °C om te herstellen van de anesthesie. Breng de muizen na herstel terug naar hun kooien in een temperatuurgecontroleerde kamer.
  5. Verzorg de dieren door natvoerkorrels en hydrogel toe te voegen in kleine petrischaaltjes op de kooivloer tot dag 3 na de operatie.
  6. Injecteer analgesie elke 12 uur gedurende 3 d na de operatie (4 mg/kg Carprofen en 0,1 mg/kg Buprenorfine).

6. Neuroscore

  1. Voer de Neuroscore altijd op hetzelfde moment van de dag uit en gebruik chirurgische kleding om een "neutrale geur" tussen individuele chirurgen te behouden.
  2. Laat de muizen 30 minuten rusten in de kamer met een "open" kooi voor de test.
  3. Observeer elk item in tabel 1 en tabel 2 gedurende 30 s.

7. Intracardiale perfusie

  1. Bereid een spuit van 20 ml met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS)-heparine (2 E/ml) en plaats deze 1 m boven de bank om door zwaartekracht aangedreven perfusie te vergemakkelijken. (OPTIONEEL: Voer intracardiale perfusie uit met 4% paraformaldehyde (PFA) met behulp van een spuit van 20 ml met 4% PFA in PBS, pH 7,4).
  2. Injecteer intrperitoneaal 100 μL ketamine en xylazine (respectievelijk 120 en 16 mg/kg lichaamsgewicht). Wacht 5 minuten en bevestig het stoppen van spontane lichaamsbeweging en vibrissae.
  3. Fixeer het dier in rugligging en desinfecteer het buikoppervlak met 70% ethanol.
  4. Maak een 3 cm lange incisie in de buik; snijd het middenrif, de ribben en het borstbeen om het hart volledig te visualiseren.
  5. Maak een kleine incisie in het rechter atrium en breng de perfusiecanule in de linker ventrikel.
  6. Perfuseer met 20 ml PBS-heparine.
  7. Onthoofd na perfusie het dier en verwijder de hersenen.
  8. Vries de hersenen in op droogijspoeder en bewaar bij -80 °C tot verder gebruik.

8. Infarct volumetry

  1. Gebruik voor cryosectie een cryostaat om de hersenen om de 400 μm dikke secties in 20 μm dikke secties te snijden. Plaats de secties op dia's en bewaar de dia's bij −80 °C tot gebruik.
  2. Cresyl violet (CV) kleuring
    1. Bereid de kleuringsoplossing door 0,5 g CV-acetaat in 500 ml H 2 O te roeren en te verhitten(60°C) totdat de kristallen zijn opgelost. Nadat de oplossing is afgekoeld, bewaar je deze in een donkere fles. Verwarm opnieuw tot 60 °C en filtreer voor elk gebruik.
    2. Laat de glaasjes 30 min op kamertemperatuur drogen. Dompel ze 15 minuten onder in 95% ethanol, gedurende 1 min in 70% ethanol en vervolgens 1 min in 50% ethanol.
    3. Dompel de glijbanen gedurende 2 minuten onder in gedestilleerd water; ververs het gedestilleerde water en plaats de glijbanen gedurende 1 min in het water. Dompel de glaasjes daarna gedurende 10 minuten bij 60 °C onder in de voorverwarmde kleuroplossing. Was de glaasjes twee keer in gedestilleerd water gedurende 1 min.
    4. Dompel de dia's gedurende 2 minuten onder in 95% ethanol. Plaats ze in 100% ethanol gedurende 5 minuten; ververs de 100% ethanol en plaats de glaasjes opnieuw gedurende 2 min in de ethanol. Bedek daarna de dia's met een bevestigingsmedium.
    5. Analyse (Figuur 4C)
      1. Scan de dia's en analyseer het indirecte infarctvolume volgens de Swanson-methode12 om te corrigeren voor oedeem met behulp van de volgende vergelijking:
        (Ischemisch gebied) = (ischemisch gebied)-((ipsilaterale hemisfeer)-(contralaterale hemisfeer))

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het hier beschreven model is een wijziging van het veelgebruikte "filament" -slagmodel, dat bestaat uit het introduceren van een met silicium gecoat filament door de ECA om de oorsprong van de MCA tijdelijk te blokkeren (figuur 1). Na het verwijderen van het filament wordt alleen de bloedstroom in de ECA permanent gestaakt, waardoor volledige rekanalisatie van het CCA en ICA mogelijk is. Dit maakt een adequate reperfusie van de hersenen mogelijk(figuur 2),vergel...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het huidige protocol beschrijft een experimenteel beroertemodel op basis van de consensusovereenkomst van een Duits multicenter onderzoeksconsortium ("ImmunoStroke") om een gestandaardiseerd transiënt MCAo-model vast te stellen. Het transiënte MCAo-model dat tot stand is gebracht door een met silicium gecoat filament via de ECA te introduceren bij de oorsprong van de MCA, is een van de meest gebruikte slagmodellen om arteriële reperfusie te bereiken na een afgebakende occlusieperiode. Daarom kan deze procedure worden bes...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen tegenstrijdige belangen om bekend te maken.

Dankbetuigingen

We danken al onze samenwerkingspartners van de ImmunoStroke Consortia (FOR 2879, From immune cells to stroke recovery) voor suggesties en discussies. Dit werk werd gefinancierd door de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) in het kader van de Duitse excellentiestrategie in het kader van de Münchense cluster voor systeemneurologie (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) en onder de subsidies LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 en LL-112/1-1.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
45° hellingH&S Kunststofftechnikhoogte: 18 cm
5/0 draadPearsalls10C103000
5 mL spuitBraun
AzijnzuurSigma Life Science695092
Anesthesiesysteem voor isofluraanDrager
Bepanthen pommadeBayer
C57Bl/6J muizenCharles River000664
KlemFST12500-12
ClipFST18055-04
Clip houderFST18057-14
WattenNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl violetSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
Ethanol 70%CLN Chemikalien Laborbedarf521005
Ethanol 96%CLN Chemikalien Laborbedarf522078
Ethanol 99%CLN Chemikalien LaborbedarfETO-5000-99-1
FilamentenDoccol602112PK5Re
Fijne 45 gebogen pincetFST11251-35
Fijn pincetFST11252-23
Fijne schaarFST14094-11
LijmOrechselnBSI-112
Verharder LijmDrechseln & MehrBSI-151
VerwarmingsdekenFHC DC Temperatuurregelaar
IsofluraanAbbotB506
IsopentaanFluka59070
KetamineInresa Arzneimittel GmbH
Laser DopplerPerimedPF 5010 LDPM, Periflux System 5000
Laser Doppler sondePerimed91-00123
Fosfaat Gebufferde Saline pH: 7.4Apotheke Innenstadt Uni MünchenP32799
Herstel kamerMediheat
Roti-Histokit montage mediumRoth6638.1
ZoutoplossingBraun131321
SchaarFeather02.001.30.011
Silicone gecoate filamentenDoccol602112PK5Re
StereomicroscoopLeicaM80
Superfrost Plus SlidesThermo ScientificJ1800AMNZ
Vannas Veer schaarFST15000-00
XylacineAlbrecht

Referenties

  1. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  2. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).
  3. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  4. Zhang, Z., et al. A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  7. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  8. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  12. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  13. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  14. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  15. Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. Modeling focal cerebral ischemia in vivo. Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).
  16. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  17. Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038(2012).
  18. Rha, J. H., Saver, J. L. The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis. Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).
  19. Liu, J., et al. Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion. BMC Neuroscience. 13, 154(2012).
  20. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
  21. Jones, B. J., Roberts, D. J. A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice. Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211(1968).
  22. Bouet, V., et al. The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice. Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).
  23. Zhang, L., et al. A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).
  24. Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
  25. Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Muismodel voor beroertetijdelijke MCA occlusielaser dopplerflowmetriecerebrale bloedstroomfilamentinsertieinfarctvolumeneurobehaviorale beoordelingcerebrale reperfusie
Modellering beroerte bij muizen: transiënte middelste cerebrale arterie occlusie via de externe halsslagader
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.