Methodenartikel

Spatio-temporale in vivo beeldvorming van oculaire medicijnafgiftesystemen met behulp van fiberoptische confocale lasermicro-endoscopie

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62685

⸱

27 september 2021

 ,  ,  , 
1Laboratory for Translational and Molecular Imaging, Cancer and Stem Cell Biology Programme, Duke-NUS Medical School, 2School of Materials Science and Engineering, Nanyang Technological University, 3Singapore National Eye Centre, 4Singapore Eye Research Institute, 5Material Science & Engineering, National University of Singapore

In dit artikel

Samenvatting

We presenteren een protocol voor het gebruik van fiberoptische confocale lasermicro-endoscopie (CLM) om de spatio-temporele verdeling van liposomen in het oog na subconjunctivale injectie niet-invasief te bestuderen.

Samenvatting

Subconjunctivale injectie is een aantrekkelijke route om oculaire geneesmiddelen toe te dienen vanwege de gemakkelijke transsclerale toegang die anterieure oculaire barrières omzeilt, zoals het hoornvlies en het bindvlies. Hoewel therapeutische effecten en farmacokinetiek van de geneesmiddelen bij subconjunctivale injectie in sommige studies zijn beschreven, beoordelen zeer weinigen de oculaire distributie van geneesmiddelen of medicijnafgiftesystemen (DDS). Dit laatste is van cruciaal belang voor de optimalisatie van het intraoculaire DDS-ontwerp en de biologische beschikbaarheid van geneesmiddelen om de gewenste oculaire lokalisatie en werkingsduur te bereiken (bijv. Acuut versus langdurig). Deze studie stelt het gebruik van fiberoptische confocale lasermicro-endoscopie (CLM) vast om de oculaire verdeling van fluorescerende liposomen in realtime in levende muizen na sub-conjunctivale injectie kwalitatief te bestuderen. Omdat dit is ontworpen voor in vivo visuele inspectie van weefsels op microscopisch niveau, is dit ook de eerste volledige beschrijving van de CLM-beeldvormingsmethode om de spatio-temporele verdeling van injectables in het oog na subconjunctivale injectie te bestuderen.

Inleiding

De bloedklaring, weefselverdeling en doelbezetting van geneesmiddelen in levende systemen zijn pijlers voor het begrijpen van in vivo medicijndispositie. In preklinische diermodellen worden deze parameters meestal beoordeeld door frequente bloed- en weefselbemonstering op bepaalde tijdstippen na toediening van het geneesmiddel. Deze procedures zijn echter over het algemeen invasief, omvatten vaak niet-overlevingsmetingen en vereisen grote diercohorten voor statistische macht. Er kunnen extra kosten en tijd worden gemaakt, samen met ethische zorgen voor overmatig gebruik van dieren. Als gevolg hiervan is niet-invasieve beeldvorming hard op weg een integrale stap te worden in biodistributiestudies. Confocale lasermicro-endoscopie (CLM1,2) is zeer geschikt voor oculaire toepassingen om de spatio-temporele verdeling van therapeutica in de ogen van levende dieren met een hoge gevoeligheid en hoge resolutie niet-invasief in beeld te brengen1,3,4.

CLM heeft het potentieel om robuuste screening van oculaire medicijnafgiftesystemen (DDS), zoals liposomen, te vergemakkelijken voorafgaand aan uitgebreide kwantificering van de DDS en de biologische beschikbaarheid van geneesmiddelen. Liposomen zijn aantrekkelijk vanwege hun flexibiliteit bij het afstemmen van hun fysisch-chemische en biofysische eigenschappen5,6,7,8,9,10,11 om een grote verscheidenheid aan therapeutische lading in te kapselen en de weefselplaats van medicijnafgifte en werkingsduur te beheersen. Liposomen zijn gebruikt in oculaire toepassingen voor de afgifte van grote moleculen, zoals het monoklonale antilichaam bevacizumab12, en kleine moleculen zoals ciclosporine13 en ganciclovir14. Geneesmiddel-geladen liposomen hebben langere biologische halfwaardetijden en langdurige therapeutische effecten in vergelijking met niet-liposomale "vrije drug" formuleringen. De distributie van geneesmiddelen in oogweefsel wordt echter meestal geëxtrapoleerd uit geneesmiddelconcentraties in vloeibare componenten van het oog (d.w.z. bloed, waterige humor en glasvochthumor15,16,17). Aangezien het initiële in vivo lot van de geladen medicijnlading wordt bepaald door de eigenschappen van de nanodrager zelf, kan CLM-beeldvorming van de fluorescerende liposomen dienen als een surrogaat voor het medicijn om weefseltargeting en in situ weefselresidentietijden te onthullen. Bovendien kan visueel bewijs van toediening met CLM het herontwerp van DDS sturen, de therapeutische voordelen van het medicijn evalueren en misschien zelfs nadelige biologische gebeurtenissen voorspellen (bijv. Weefseltoxiciteit als gevolg van ongewenste lokalisatie van DDS gedurende langere tijd).

Hierin wordt een stapsgewijze procedure beschreven over het bestuderen van de oculaire biodistributie van liposomen in levende muizen met een dual-band CLM-systeem. Dit specifieke CLM-systeem kan tweekleurenfluorescentie (met groene en rode excitatielasers bij 488 nm en 660 nm) in realtime detecteren, met een frequentie van 8 frames / s. Door de detectiesonde fysiek op het oog te plaatsen, demonstreert het protocol beeldacquisitie en analyse van groen-fluorescerende liposomen bij subconjunctivale toediening bij muizen die intraveneus (IV) worden geïnjecteerd met 2% Evans Blue (EB) kleurstof. EB-kleurstof helpt bij het visualiseren van de gevasculariseerde structuren in het rode fluorescentiekanaal. We tonen representatieve resultaten van een studie ter beoordeling van 100 nm neutrale liposomen bestaande uit het fosfolipide POPC (d.w.z. 1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-fosfocholine) en gedopeerd met fluoresceïne-gelabeld fosfolipide Fl-DHPE (d.w.z. N-(fluoresceïne-5-thiocarbamoyl)-1,2-dihexa-decanoylsn-glycero-3-fosfoethanolamine) in een verhouding van 95% POPC: 5% Fl-DHPE (figuur 1B ). CLM is in staat om de groene fluoresceïne-gelabelde liposomen te vangen bij 15 μm axiale en 3,30 μm laterale resolutie door afbakening van EB-gekleurde oculaire weefselgrenzen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van SingHealth (Singapore). Vrouwelijke C57BL/6 J-muizen (6- 8 weken oud; 18-20 g) werden verkregen uit InVivos, Singapore, en gehuisvest in een temperatuur- en lichtgestuurd vivarium van Duke-NUS Medical School, Singapore. Dieren werden behandeld volgens de richtlijnen van de Verklaring van de Vereniging voor Onderzoek in Visie en Oogheelkunde (ARVO) voor het gebruik van dieren in oogheelkundig en visieonderzoek.

OPMERKING: Een stroomdiagram met de belangrijkste procedures wordt weergegeven in figuur 2.

1. Bereiding van contrastmiddelen: Evans Blue (EB) en liposomen

  1. Los voor 2% EB-kleurstofoplossing 1 g EB op in 50 ml steriele zoutoplossing. Filtreer de oplossing met behulp van 0,22 μm filters in steriele buizen van 1,5 ml en bewaar ze bij kamertemperatuur voor later gebruik.
  2. Voeg voor groen fluorescerende liposomen POPC/Fl-DHPE (95:5), chloroform/methanol (2:1) toe aan een kolf met ronde bodem van 100 ml. Gebruik een roterende verdamper bij 150 tpm bij 40 °C gedurende 1 uur, met vacuüm gehandhaafd op 0 mbar1 om een dunne lipidefilm te creëren.
    OPMERKING: Bij het vergelijken van effecten van liposomale eigenschappen (bijv. Grootte, lading, lipidenverzadiging, lipidenketenlengte) op distributie, handhaaf een vast percentage Fl-DHPE of andere fluorescerende lipiden om te bevestigen dat de waargenomen resultaten te wijten zijn aan het effect van de geteste eigenschappen, en niet aan de variabele belasting van grote hydrofobe kleurstoffen.
  3. Hydrateer de lipidenfilm met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (om 26,3 mM fluorescerende liposomen te bereiken) bij 40 °C om multi-lamellaire blaasjes (MLV) te vormen. Laad de MLV's in een glazen spuit voor handmatige extrusie (30 keer met behulp van een polycarbonaatfilter van 0,08 μm poriegrootte) om de gewenste grootte van 100 nm te bereiken.
    OPMERKING: De temperatuur voor hydratatie moet hoger zijn dan de overgangstemperatuur van de lipiden.
  4. Filter de liposomen door ze door een steriel spuitfilter van 0,22 μm te laten gaan. Bevestig de hydrodynamische diameter (DH) van de liposomen met behulp van een dynamisch lichtverstrooiingssysteem.

2. Toediening van EB en liposomen bij levende muizen

  1. Injecteer de muis met EB IV (intraveneus) via de staartader (2,5 mg/kg), 2 uur vóór subconjunctivale injectie.
  2. Voor subconjunctivale injectie, eerst, verdoof de muis met behulp van 5% isofluraan via inhalatie in een inductiekamer om een adequaat niveau van anesthesie te bereiken. Breng de muis over naar een neuskegel en handhaaf de sedatie op 2% -2,5% isofluraan terwijl u gedurende de hele procedure op een verwarmingskussen zit.
  3. Trim de snorharen in de buurt van het oog om te worden geïnjecteerd en breng een druppel plaatselijke verdoving 0,5% proxymetacaine hydrochloride-oplossing direct op het oog.
  4. Laad een glazen spuit van 10 μL (met 32 G naald) met fluorescerende liposomen (Fl-DHPE: 0,78 mg/kg) en verwijder alle luchtbellen in de spuit voorafgaand aan de injectie.
    OPMERKING: Tot 20 μL injectaat kan worden ondergebracht in de subconjunctivale ruimte van muizen18,19.
  5. Til met een pincet het bindvlies iets op en injecteer langzaam in de subconjunctivale ruimte (figuur 1A). Trek de naald langzaam terug om terugstroming te voorkomen. Zorg ervoor dat er een zichtbare bleb gevuld met fluorescerende liposomen wordt gevormd (figuur 1C).
  6. Dien na de injectie een druppel antibioticum 1% fusidinezuur op het oog toe en controleer de muis totdat deze weer bij bewustzijn komt.

3. CLM opstelling

  1. Schakel het CLM-systeem in en zorg ervoor dat zowel de connector als de distale punt van de scansonde schoon zijn.
  2. Reinig de connector van de scansonde met behulp van een optische connectorreiniger door de instructies van de fabrikant te volgen.
    1. Druk op de haring (vaak gekleurd) van de optische connectorreiniger om een reinigingslint te onthullen.
    2. Plaats de connector in contact met het reinigingslint en schuif de connector langs het lint terwijl u contact houdt.
  3. Reinig de distale punt (ook bekend als de scanpunt) van de sonde door deze in de reinigingsoplossing te dompelen, gevolgd door de spoeloplossing die door de fabrikant is verstrekt. Een wattenstaafje-applicator kan ook worden gebruikt voor een grondigere reiniging als de punt erg vuil is.
  4. Sluit de sonde aan op het CLM-systeem. Kies op dit punt het gezichtsveld (FOV) en de locatie voor de acquisitiebestanden.
    OPMERKING: Pas de laserintensiteit bij deze stap aan om ervoor te zorgen dat fluorescentiedetectie voor Fl-DHPE zich in het lineaire bereik bevindt. De laserintensiteit moet consistent worden gehouden voor vergelijking tussen beelden die op verschillende tijdstippen zijn gemaakt.
  5. Laat het systeem 15 minuten opwarmen volgens de instructies en gebruik de kalibratiekit om het systeem te kalibreren volgens de instructies van de fabrikant.
    OPMERKING: In de kalibratiekit zitten drie injectieflacons voor elke laser met de volgende oplossingen: reinigingsoplossing, spoeloplossing en fluorofoor 488/660 nm-oplossing voor interne kalibratie. De kalibratiestappen worden door het systeem gevraagd en moeten dienovereenkomstig worden gevolgd.
    1. Dompel de punt onder in de reinigingsflacon gevolgd door de spoelflacon (5 s in elke injectieflacon). Laat het in de lucht voor achtergrondopname voor beide kanalen.
      OPMERKING: Deze stap is zeer cruciaal omdat het de achtergrondwaarden van verschillende vezels van de sonde normaliseert en zorgt voor beelduniformiteit.
    2. Dompel de punt onder in de reinigingsflacon gevolgd door de spoelflacon (5 s in elke injectieflacon). Dompel de tip gedurende 5 seconden onder in de injectieflacon met fluorofoor 488 nm om de signaalwaarden van verschillende vezels in de sonde te normaliseren.
    3. Dompel de punt onder in de reinigingsflacon gevolgd door de spoelflacon (5 s in elke injectieflacon). Dompel de punt onder in de spoelflacon tot het fluorescentiesignaal dat in punt 3.5.2 is geregistreerd. Verdwijnt. Dompel de tip onder in de injectieflacon met fluorofoor 660 nm om de signaalwaarden van verschillende vezels in de sonde te normaliseren.
      OPMERKING: Volg alle kalibratiestappen om de juiste kalibratie en optimale beeldkwaliteit te bereiken.
  6. Controleer na het kalibreren van de sonde of de achtergrondwaarden voor de sondes zo laag mogelijk zijn. Voor het gebruikte CLM-systeem houdt u de achtergrondwaarden onder de 100. Voer herhaalde reiniging van de sonde uit met een wattenstaafje en kalibratie als de waarden hoger zijn dan 100/gedefinieerde gebruikerswaarde of als de sonde vuil lijkt te zijn. Dit om ervoor te zorgen dat het achtergrondgeluid rond dezelfde waarde wordt gehouden.
    OPMERKING: Het is belangrijk om de maximale achtergrondwaarde te definiëren (bijvoorbeeld 100 zoals vermeld in stap 3.6) om ervoor te zorgen dat de omstandigheden van de sonde vergelijkbaar zijn. Dit maakt een goede kwantitatieve vergelijking mogelijk tussen foto's die op verschillende tijdstippen zijn gemaakt. De waarde kan verschillen in verschillende systemen en sondeomstandigheden.
  7. Schakel de dierlijke temperatuurregelaar (ATC) in. Stel de ATC in op 37 °C. Bedek het verwarmingskussen met een chirurgisch gordijn en bevestig de neuskegel op het verwarmingskussen.
    OPMERKING: ATC met een bevestigd verwarmingskussen is vereist om ervoor te zorgen dat het dier warm wordt gehouden gedurende de hele beeldvormingsduur.
  8. Klem de standaard van de ontleedmicroscoop vast aan het tafelblad om deze vast te zetten. Draai en pas het oculair van de microscoop aan om het muisoog ergonomisch door het oculair te bekijken wanneer de gebruiker zit (maak de aanpassingen na het plaatsen van het dier).
  9. Verdoof de muis met 5% isofluraan in een inductiekamer. Breng de muis over naar de neuskegel zodra het dier niet reageert en handhaaf de sedatie op 2% -2,5% isofluraan terwijl het gedurende de hele procedure op een verwarmingskussen zit.
  10. Trim de snorharen van de muis en breng een druppel verdovend 0,5% proxymetacaine hydrochloride-oplossing op het oog.
  11. Om ervoor te zorgen dat de ogen schoon zijn, laat u een paar druppels zoutoplossing vallen om het oogoppervlak te wassen.
  12. Stel de microscoop zo in dat het muisoog direct scherp is bij een vergroting van 0,67x.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de ogen smeert met zoutoplossing. Als de ogen tijdens de beeldvormingssessie niet worden gesmeerd, kunnen ze droog worden, waardoor de lens kristalliseert. Als gevolg hiervan kan de lens tijdens CLM-beeldvorming een achtergrondrode fluorescentie uitzenden.

4. Live beeldvorming van muisogen met CLM en acquisitie

  1. Schakel de laser in, plaats de sonde op het oog en begin met het registreren van acquisitie om de fluorescentie in het oog te observeren op de gebieden die zijn aangegeven op de oogkaart in figuur 3.
    OPMERKING: Houd de sonde als een pen met het distale uiteinde van de sonde direct op het gebied dat moet worden afgebeeld.
  2. Stop de opname wanneer alle regio's zijn gemarkeerd en gelabeld. De acquisitiebestanden worden automatisch opgeslagen op de bestandslocatie die is gekozen in stap 3.4.
    OPMERKING: Het bestand wordt opgeslagen als een videobestand dat kan worden geëxporteerd naar afzonderlijke afbeeldingen. Label de vlag volgens de oogkaart om precies de locatie van de sonde te weten bij het exacte frame waarin de opname is gedaan.

5. Beeldanalyse

  1. Gebruik dezelfde CLM-acquisitiesoftware om de beeldacquisitiebestanden te exporteren voor verdere analyse. Klik op Bestand | Exporteer en kies de indeling waarnaar u wilt exporteren. Mkt-formaat bestanden maken aanpassingen van de opzoektabel (LUT) en verdere exports naar afbeeldingsbestandsindelingen mogelijk met behulp van de CLM-viewersoftware.
  2. Voor een nauwkeurige vergelijking van de fluorescentie-intensiteit gebruikt u dezelfde LUT die voor elk kanaal is aangepast bij het exporteren van alle afbeeldingsbestanden.
    OPMERKING: Kies de minimale en maximale LUT-drempel ten opzichte van die van de controlemuis (zonder geïnjecteerde liposomen) om achtergrondfluorescentiemetingen te minimaliseren.
  3. Open de afbeelding in een geschikt beeldverwerkingssoftware/freeware-programma (bijv. ImageJ). Teken de regio van belang (ROI).
    OPMERKING: ROI verwijst hier naar de regio van belang in het verwerkingsprogramma. In de meeste gevallen zal ROI de hele afbeelding gescand zijn. In het geval van het afbeelden van de limbus kan de sonde echter niet zomaar het beeld van de limbus afzonderlijk krijgen. Daarom moet een ROI worden getrokken om de fluorescentie in het limbusgebied te 'kwantificeren', zoals weergegeven in figuur 4. Om de ROI consistent te houden, gebruikt u dezelfde ROI voor alle afbeeldingen.
  4. Meet en noteer de ROI-waarden voor groene fluorescentie. Voer de waarden in een spreadsheet in. Tabelleer de gemiddelde en fluorescentie-intensiteit (a.u.) waarden van de ROI.

6. Histologische beoordeling

  1. Euthanaseer de muis met behulp van een methode die is goedgekeurd door de lokale IACUC.
  2. Enucleeer het oog en fixeer het oog in 1 ml 4% formaldehyde of 10% formaline-oplossing gedurende de nacht.
  3. Snijd overtollige vetten en sluit het oog in de optimale snijtemperatuur (OCT) verbinding en bewaar het bevroren in een vriezer van -80 °C gedurende ten minste één dag.
  4. Snijd secties van 5 μm dikte in de cryostaat met een snijtemperatuur van 20 °C. Breng de sectie over naar een poly-L-lysine-gecoat microscoopglaasje.
    OPMERKING: Histologie kan dienen als aanvullende validatie van de distributie van DDS. Het vereist echter extra optimalisatie, technische expertise en opoffering van dieren die de studie wil verminderen door CLM te gebruiken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het protocol toont het nut van CLM aan om de spatio-temporele oculaire verdeling van groene fluorescerende liposomen toegediend via subconjunctivale injectie te beoordelen. Om gebruik te maken van de dual-color capaciteit (488 nm en 660 nm excitatie golflengten) van het CLM-systeem, werden 100 nm neutrale POPC liposomen die moesten worden geïnjecteerd gedopeerd met 5% Fl-DHPE (samenstellings- en karakteriseringsgegevens zijn weergegeven in figuur 1B), en EB werd IV geïnjecteerd om oriëntatie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Zoals blijkt uit de resultaten, biedt CLM een eenvoudige en haalbare methode om de oculaire verdeling van liposomen in het oog in beeld te brengen. We hebben eerder het gebruik van CLM aangetoond om de lokalisatie van verschillende liposomale formuleringen in het muisoog in de loop van de tijd te karakteriseren1. Voor niet-invasieve toepassingen maakt CLM real-time beeldvorming van het voorste oculaire oppervlak mogelijk voor inzichten in hoe liposomen in het oog worden verdeeld van hetzelfde dier...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek werd gefinancierd door NTU-Northwestern Institute for Nanomedicine (NNIN) subsidie toegekend (aan SV) en gedeeltelijk door Singapore National Research Foundation Grant AG / CIV / GC70-C / NRF / 2013/2 en Singapore's Health and Biomedical Sciences (HBMS) Industry Alignment Fund Pre-Positioning (IAF-PP) subsidie H18/01/a0/018 beheerd door het Agentschap voor Wetenschap, Technologie en Onderzoek (A * STAR) (aan AMC). Met dank aan leden van Duke-NUS Laboratory for Translational and Molecular Imaging (LTMI) voor het faciliteren van de logistiek en uitvoering van de studies en training op apparatuur. Speciale dank aan mevrouw Wisna Novera voor haar redactionele hulp.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.08 µm polycarbonate filterWhatman, USA110604
0.22 µm spuitfilterFisherbrand, Ierland09-720-3
0.5% Proxymetacaine hydrochloride steriele oogdruppelsAlcon, Singapore
10 µL glazen spuitHamilton, USA65460-06
1-Palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-fosfocholine (POPC)Avanti, USA850457
32 G naald (Hamilton, 0.5” PT4)Hamilton, USA7803-04
Dierdier Temperatuur Controller met verwarmingsplaat (15 cm x 20 cm)WPI, USAATC 2000 & 61800
Cellvizio Dual Band, S1500 Sonde en Quantikit (Calibratiekit in stap 3.5)Mauna Kea Technologies, FrankrijkTip diameter: 1.5 mm, gezichtsveld: 600 µm x 500 µm, axiale resolutie: 15 µm, laterale resolutie: 3.3 µm
ChloroformSigma Aldrich, USA472476
Dumont Pincet #5, DumostarWPI, USA50023311 cm, Recht, 0.1 mm x 0.06 mm Tips
Evans BlueSigma Aldrich, USAE2129
Fusidic zuur oogdruppelsLEO Pharma, Denemarken
ImageJNational Institutes of Health, USAhttps://imagej.nih.gov/ij/
IsofluraanPiramal, USA
Malvern Zetasizer Nano ZSMalvern Panalytical, UK
MethanolSigma Aldrich, USA179337
Mini ExtruderAvanti, USA610020
N-(fluoresceine-5-thiocarbamoyl)-1,2-dihexadecanoylsn-glycero-3-fosfoethanolamine (triethlylammoniumzout) (FL-DHPE)Invitrogen, USAF362
Fosfaat Buffered SalineGibco, USA10010023
Stereomicroscoop Systeem met tafelklem standOlympus, Tokyo, JapanSZ51 & SZ2-STU3

Referenties

  1. Chaw, S. Y., Novera, W., Chacko, A. -M., Wong, T. T. L., Venkatraman, S. In vivo fate of liposomes after subconjunctival ocular delivery. Journal of Controlled Release. 329, 162-174 (2021).
  2. Kuo, J. C. -H., et al. Detection of colorectal dysplasia using fluorescently labelled lectins. Scientific Reports. 6 (1), 24231(2016).
  3. Wu, Y. -F., et al. A custom multiphoton microscopy platform for live imaging of mouse cornea and conjunctiva. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e60944(2020).
  4. Zhivov, A., Stachs, O., Kraak, R., Stave, J., Guthoff, R. F. In vivo confocal microscopy of the ocular surface. The Ocular Surface. 4 (2), 81-93 (2006).
  5. Bassyouni, F., ElHalwany, N., Ab del Rehim, M., Neyfeh, M. Advances and new technologies applied in controlled drug delivery system. Research on Chemical Intermediates. 41 (4), 2165-2200 (2015).
  6. Sercombe, L., et al. Advances and challenges of liposome assisted drug delivery. Frontiers in Pharmacology. 6, (2015).
  7. Koning, G. A., Storm, G. Targeted drug delivery systems for the intracellular delivery of macromolecular drugs. Drug Discovery Today. 8 (11), 482-483 (2003).
  8. Metselaar, J. M., Storm, G. Liposomes in the treatment of inflammatory disorders. Expert Opinion on Drug Delivery. 2 (3), 465-476 (2005).
  9. Ding, B. S., Dziubla, T., Shuvaev, V. V., Muro, S., Muzykantov, V. R. Advanced drug delivery systems that target the vascular endothelium. Molecular Interventions. 6 (2), 98-112 (2006).
  10. Hua, S., Wu, S. Y. The use of lipid-based nanocarriers for targeted pain therapies. Frontiers in Pharmacology. 4, 143(2013).
  11. Sharma, A., Sharma, U. S. Liposomes in drug delivery: Progress and limitations. International Journal of Pharmaceutics. 154 (2), 123-140 (1997).
  12. Abrishami, M. M., et al. Preparation, characterization, and in vivo evaluation of nanoliposomes-encapsulated Bevacizumab (Avastin) for intravitreal administration. Retina. 29 (5), 699-703 (2009).
  13. Pleyer, U., et al. Ocular absorption of cyclosporine A from liposomes incorporated into collagen shields. Current Eye Research. 13 (3), 177-181 (1994).
  14. Shen, Y., Tu, J. Preparation and ocular pharmacokinetics of ganciclovir liposomes. The AAPS Journal. 9 (3), 371-377 (2007).
  15. Weijtens, O., et al. High concentration of dexamethasone in aqueous and vitreous after subconjunctival injection. American Journal of Ophthalmology. 128 (2), 192-197 (1999).
  16. Voss, K., et al. Development of a novel injectable drug delivery system for subconjunctival glaucoma treatment. Journal of Controlled Release. 214, 1-11 (2015).
  17. Giarmoukakis, A., et al. Biodegradable nanoparticles for controlled subconjunctival delivery of latanoprost acid: In vitro and in vivo evaluation. Preliminary results. Experimental Eye Research. 112, 29-36 (2013).
  18. Shah, N. V., et al. Intravitreal and subconjunctival melphalan for retinoblastoma in transgenic mice. Journal of Ophthalmology. 2014, 829879(2014).
  19. Dastjerdi, M. H., Sadrai, Z., Saban, D. R., Zhang, Q., Dana, R. Corneal Penetration of Topical and Subconjunctival Bevacizumab. Investigative ophthalmology & visual science. 52 (12), 8718-8723 (2011).
  20. Ezra-Elia, R., et al. Can an in vivo imaging system be used to determine localization and biodistribution of AAV5-mediated gene expression following subretinal and intravitreal delivery in mice. Experimental Eye Research. 176, 227-234 (2018).
  21. Movila, A., et al. Intravital endoscopic technology for real-time monitoring of inflammation caused in experimental periodontitis. Journal of Immunological Methods. 457, 26-29 (2018).
  22. Vanherp, L., et al. Bronchoscopic fibered confocal fluorescence microscopy for longitudinal in vivo assessment of pulmonary fungal infections in free-breathing mice. Scientific Reports. 8 (1), 3009(2018).
  23. Chagnon, F., et al. In vivo intravital endoscopic confocal fluorescence microscopy of normal and acutely injured rat lungs. Laboratory Investigation. 90 (6), 824-834 (2010).
  24. Yun, J. Y., et al. The effect of near-infrared fluorescence conjugation on the anti-cancer potential of cetuximab. Laboratory Animal Research. 34 (1), 30-36 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Subconjunctivale injectiefluorescente liposomenokulair distributiepatroonspatio temporele beeldvormingbiologische beschikbaarheid van geneesmiddelenfarmacokinetische studiesbiodistributie in het oog

Gerelateerde artikelen