Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een groot diermodel voor pulmonale hypertensie en rechterventrikelfalen: linker pulmonale arterieligatie en progressieve hoofdlongslagaderbanding bij schapen

3.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62694

⸱

15 juli 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Thoracic Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Carnegie Mellon University, 3Department of Pediatrics, Columbia University Medical Center, Columbia University Irving Medical Center, 4Department of Medicine, Columbia University Medical Center, Columbia University Irving Medical Center, 5Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 6Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University

In dit artikel

Samenvatting

Dit manuscript beschrijft de chirurgische techniek en experimentele benadering om ernstige overbelasting van de rechterventrikeldruk te ontwikkelen om hun adaptieve en onaangepaste fenotypen te modelleren.

Samenvatting

Gedecompenseerd rechterventrikelfalen (RVF) bij pulmonale hypertensie (PH) is fataal, met beperkte medische behandelingsopties. Het ontwikkelen en testen van nieuwe therapieën voor PH vereist een klinisch relevant groot diermodel van verhoogde pulmonale vasculaire weerstand en RVF. Dit manuscript bespreekt de nieuwste ontwikkeling van het eerder gepubliceerde PH-RVF-model voor schapen dat gebruik maakt van linker pulmonale arterie (PA) ligatie en hoofd PA-occlusie. Dit model van PH-RVF is een veelzijdig platform om niet alleen de ernst van de ziekte te beheersen, maar ook de fenotypische respons van de RV.

Volwassen schapen (60-80 kg) ondergingen linker PA (LPA) ligatie, plaatsing van de belangrijkste PA-manchet en het inbrengen van rv-drukmonitor. PA manchet en RV drukmonitor waren aangesloten op onderhuidse poorten. Proefpersonen ondergingen tweemaal per week gedurende 9 weken progressieve PA-banding met sequentiële metingen van RV-druk, PA-manchetdrukken en gemengd veneus bloedgas (SvO2). Bij de start en het eindpunt van dit model werden de ventriculaire functie en afmetingen beoordeeld met behulp van echocardiografie. In een representatieve groep van 12 proefpersonen stegen de rv-gemiddelde en systolische druk van respectievelijk 28 ± 5 en 57 ± 7 mmHg in week 1 tot 44 ± 7 en 93 ± 18 mmHg (gemiddelde ± standaardafwijking) in week 9. Echocardiografie toonde karakteristieke bevindingen van PH-RVF, met name RV-verwijding, verhoogde wanddikte en septumbuiging. De longitudinale trend van SvO2 en PA manchetdruk toont aan dat de snelheid van PA-banding kan worden getitreerd om verschillende RV-fenotypen op te wekken. Een snellere PA-bandingstrategie leidde tot een snelle daling van de SvO2 -< 65%, wat wijst op RV-decompensatie, terwijl een langzamere, meer tempostrategie leidde tot het behoud van fysiologisch SvO2 op 70% -80%. Een dier dat de versnelde strategie ondervond, ontwikkelde in week 9 enkele liters pleurale effusie en ascites. Dit chronische PH-RVF-model biedt een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van moleculaire mechanismen, het ontwikkelen van diagnostische biomarkers en het mogelijk maken van therapeutische innovatie om RV-aanpassing en maladaptatie van PH te beheren.

Inleiding

Gedecompenseerd rechterventrikel (RV) falen is de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit voor patiënten met pulmonale hypertensie (PH). RV-falen is verantwoordelijk voor meer dan 50% van de ziekenhuisopnames bij patiënten met PH en is een veel voorkomende doodsoorzaak in deze patiëntenpopulatie1,2. Hoewel de huidige medische behandelingen voor PH temporiserende maatregelen kunnen bieden, keren ze de progressie van de ziekte niet om. Als zodanig is de enige langdurige behandeling longtransplantatie. Om nieuwe medische behandelingen en interventies voor PH en RVF te onderzoeken en te testen, is een klinisch relevant diermodel nodig om de complexe pathofysiologie van de ziekte samen te vatten. In het bijzonder is er een grote klinische behoefte om RV-gerichte therapieën voor PH-patiënten te ontwikkelen om de RV-functie te verbeteren. Tot op heden hebben de meeste gepubliceerde dierstudies van PH- en RV-disfunctie vertrouwd op kleine zoogdieren zoals muizen en ratten3. Aan de andere kant zijn er slechts een handvol grote diermodellen geweest om de ziekte en RV-pathofysiologie van abnormale afterload4,5,6,7 te bestuderen. Bovendien bevat geen van de eerder gepubliceerde grote diermodellen beschrijvingen van experimentele procedures voor gecontroleerde titratie van de ernst van de ziekte die differentieel leidt tot gecompenseerde versus gedecompenseerde RV-faalfenotypen. Een diermodel van PH dat kan worden getitreerd om acuut en chronisch RV-falen met verschillende mate van compensatie te induceren, is nodig om ziektemechanismen te bestuderen en om nieuwe diagnostiek en therapieën voor PH en RVF te ontwikkelen, testen en vertalen naar de klinische praktijk. Een dergelijk model bij een groot dier is vooral waardevol voor de ontwikkeling van mechanische circulatieondersteuningsapparaten8.

Hier wordt een chronisch PH-RVF-model van grote dieren gepresenteerd met behulp van linker pulmonale arterie (PA) ligatie en progressieve hoofd-PA-banding bij volwassen schapen9,10. De ligatie van de linker PA (LPA) verhoogt de pulmonale vasculaire weerstand en vermindert de PA-capaciteit11,12. De progressieve PA-bandingbenadering maakt een nauwkeurige titratie van de ernst van de ziekte en RV-aanpassing mogelijk. Dit platform kan ook gemakkelijk worden gebruikt voor longitudinaal onderzoek naar ziekteprogressie naar RV-decompensatie. De procedures en processen die nodig zijn om dit model uit te voeren, worden gepresenteerd als een hulpmiddel voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in een groot dierenplatform om nieuwe behandelingen voor PH en RVF te ontwikkelen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De Institutional Animal Care and Use Committee van het Vanderbilt University Medical Center keurde het protocol goed. De beschreven procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals van de Amerikaanse National Research Council, 8e editie. Het overzicht en de tijdlijn van de experimentele procedure zijn weergegeven in figuur 1. Aanvullende tabel 1 beschrijft het geslacht, het gewicht, het ras, de herkomst van het schaap en andere relevante informatie die nuttig kan zijn voor de reproduceerbaarheid.

1. Een dag voor de operatie, voorbereiding van het dier

  1. Houd voedsel 24-40 uur achter voorafgaand aan de chirurgische procedure om de pens van het dier te decomprimeren.
  2. Breng 12 uur voor de procedure een fentanylpleister van 50 μg/h aan op een geschoren gebied op de dorsum van het schaap. Reinig het gebied met chloorhexidine om lanolineolieresten te verwijderen voordat de pleister wordt aangebracht. Dek de pleister af en bescherm deze met een elastisch buisverband.

2. Dag van de operatie, pre-operatieve stappen in de voorbereidingsruimte

  1. Dien tiletamine/zolazepam intramusculair toe (2,2-5 mg/kg) en lever 1%-3% isofluraan gemengd met 80%-100% zuurstof via een gezichtsmasker om anesthesie te induceren.
  2. Leg het schaap in rug op de bereidingstafel en zet de poten vast.
  3. Intubeer met een endotracheale buis van 10 mm en start mechanische ventilatie onder volumeregelingsmodus (getijdenvolume, TV = 10 ml / kg, ademhalingsfrequentie, RR = 15 ademhalingen per minuut).
  4. Scheer het chirurgische veld van de nek van het schaap naar de bovenbuik, zoals hieronder beschreven.
    1. Scheer de voorste hals van het schaap om de huid boven de halsaderen bloot te leggen voor centraal veneuze katheterisatie (zie stap 3.7).
    2. Scheer de anterolaterale thorax bilateraal ter voorbereiding op thoracotomie (zie stap 4.1).
    3. Scheer de linkerkant van de romp van de borst naar de rug (d.w.z. zo dorsaal als de tafel toestaat met het onderwerp in rugligging) en van borst naar achterflank caudaal, ter voorbereiding op implantatie van subcutane poorten (zie stappen 4.12-4.15).
  5. Plaats een angiocatheter van 20 G in de auriculaire slagader voor arteriële drukcontrole en bloedgasbemonstering.
  6. Plaats een siliconen buis met een binnendiameter van 3/8"-1/2" voor pensdecompressie. De orgastrische buis blijft gedurende de hele procedure in de pens.
  7. Vervoer het dier van de preoperatieve voorbereidingsruimte naar de chirurgische suite.

3. Dag van de operatie, pre-operatieve stappen in de operatiekamer

  1. Sluit de schapen opnieuw aan op de ventilator in de operatiekamer en blijf beademen in dezelfde stand in stap 2.3 (isofluraan 1%-3%, TV = 10 ml/kg, RR = 15 ademhalingen per minuut)
  2. Sluit de sensoren voor pulsoximetrie (SpO2), arteriële bloeddruk, temperatuur, eindgetijdencapnograaf en elektrocardiogram (ECG) aan op de anesthesiemonitor.
  3. Verbind de sensoren voor vitale functies met het dier.
    1. Plaats de pulsoximeter op de tong van het dier.
    2. Plaats de temperatuursonde in het rectum.
    3. Sluit elektrocardiogramsondes met 3 lood aan: plaats de rode kabel op het linkerachterbeen, de witte lood op het rechtervoorbeen en het zwarte lood op het linker voorste been.
    4. Sluit het mannelijke lueruiteinde van de driewegstopkraan aan op de angiokatheter van de auriculaire slagader en sluit het tegenoverliggende vrouwelijke lueruiteinde aan op de drukomvormer voor arteriële lijnbewaking met behulp van een drukbuis van de juiste grootte.
      1. Lijn de transducer uit op het niveau van de operatietafel.
      2. Open de driewegstopkraan op de transducer.
      3. Schuif over de hoofdknop van de vitals-monitor om het arteriële bloeddrukkanaal te markeren en druk vervolgens op de knop om het kanaal te selecteren.
      4. Selecteer ZERO IBP om de transducer op nul te zetten.
    5. Sluit de mannelijke lueraansluiting van de capnografiemonitorlijn aan op de vrouwelijke lueraansluiting op de ventilatorbuis om eindgetijden-CO2 te bewaken.
  4. Stel de IV-pompen in voor continue vloeistoftoediening en inotrope of vasopressorondersteuning.
    1. Perforeer het septum op de zoutzak met de iv-toedieningsset. Zorg ervoor dat de infuusbuis is geklemd voordat u de zak perforeert om morsen te voorkomen.
    2. Lijn de iv-toedieningsset uit en monteer deze in de infuusrolpomp en controleer of de op de pomp opgegeven richting overeenkomt met de richting van de vloeistoftoediening.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat de IV-toedieningsset compatibel is met de IV-pomp.
    3. Schakel de pomp in en geef PRIME op om alle lucht in de lijn te verwijderen.
  5. Plaats de schapen voor de operatieve procedure.
    1. Draai het schaap vanuit rugligging naar een gedeeltelijke rechter laterale decubituspositie.
    2. Zet de rechter voorvoet naar beneden vast en zet de linkervoorvoet vast terwijl je deze cefalade en lateraal intrekt met touw of atraumatische riemen.
    3. Voer transthoracale echocardiografie uit voor baselinebeoordeling van de ventriculaire anatomie en functie. Echografie is ook nuttig om de optimale intercostale ruimte te bepalen die chirurgische toegang tot zowel de hoofdlongslagader als de linker longslagader vergemakkelijkt.
  6. Reinig het operatieveld vrij van vuil en andere verontreinigingen met zeep of schrobborstel. Bereid de nek en de borst voor met chloorhexidine of betadine-oplossing en drapeer het chirurgische veld op een steriele manier.
  7. Met behulp van ultrasone begeleiding of anatomische oriëntatiepunten, toegang tot de linker of rechter interne halsader met behulp van een finder naald of angiocath. Gebruik seldinger techniek, breng een 7-Franse triple-lumen centrale veneuze katheter in de interne halsader voor intraveneuze toegang en centrale veneuze drukbewaking.
    1. Gebruik de proximale poort voor drukbewaking en distale poort voor vloeistof- en medicijntoediening.
  8. Dien 20 mg/kg cefazoline en 5 mg/kg enrofloxacine intraveneus toe. Herhaal de dosering van cefazoline elke 2-4 uur tijdens de procedure.
  9. Dien een bolus van 500 ml normale zoutoplossing toe om de voorspanning vóór de operatie te vergroten. Begin met een onderhoudssnelheid van intraveneuze vloeistof van 15 ml / kg / h.

4. Werkwijze

  1. Voer een spiersparende mini-thoracotomie uit (lengte < 8 cm) in de linker vierde intercostale ruimte om mediastinale blootstelling te verkrijgen. Kies mini-thoracotomie om postoperatief herstel te versnellen.
    1. Na het verdelen van de huid, splitst u de onderliggende spier (pectoralis major) in de lengterichting langs de vezels, die enigszins schuin naar de intercostale ruimte lopen. Plaats een zelfklevend retractor om de spierlaag te spreiden en de borstwand bloot te leggen.
    2. Verdeel de serratus anterieure en de onderliggende intercostale spier in de geselecteerde intercostale ruimte en zorg ervoor dat de cefalade onmiddellijk in de rib blijft.
    3. Betreed de pleurale ruimte en ga dan verder met het volledig loslaten van de intercostale spieren achteraan naar de wervelkolom en anteromedieel naar het borstbeen om onbedoelde ribfracturen of dislocatie aan het borstbeen te voorkomen. Vermijd letsel aan de borstvaten mediaal.
    4. Plaats de zelfklevende retractors om de ribruimte en het bovenliggende zachte weefsel te openen. Gebruik een klein of middelgroot Finochietto-oprolmechanisme om de ribben te scheiden en een Tuffier-oprolmechanisme (5 cm oprolblad) om loodrecht op de Finochietto in de intercostale ruimte te zitten, waardoor het zachte weefsel in de intercostale ruimte wordt ingetrokken om de blootstelling te verbeteren.
  2. Snijd het pericardium anterieur aan de phrenische zenuw zonder het te verwonden en creëer een pericardiale put met 2-0 zijdenaden om de belangrijkste PA en RV bloot te leggen. Identificeer het linker atriale aanhangsel binnen de blootstelling als een oriëntatiepunt voor het niveau van de PA-bifurcatie.
    1. Beoordeel de blootstelling en zorg ervoor dat de juiste intercostale ruimte is betreden. Idealiter zijn de proximale PA en het linker atriale aanhangsel direct onder de incisie goed zichtbaar, wat suggereert dat de optimale intercostale ruimte is geselecteerd om blootstelling aan zowel de hoofd-PA als de LPA te bieden.
    2. Als blootstelling onvoldoende wordt geacht om zowel de hoofd-PA als de LPA veilig te bereiken, aarzel dan niet om een extra intercostale ruimte te openen om alle noodzakelijke stappen van de operatie uit te voeren; dit zal echter niet nodig zijn met de juiste incisieselectie.
  3. Ontleed rond de hoofd-PA en isoleer deze met een navelstrengband. Zorg voor een adequate posterieure dissectie voor de uiteindelijke occluderplaatsing en PA-stroomsonde zo distaal mogelijk op de hoofd-PA.
    1. Plaats een steriele flowsonde in een kom met water of zoutoplossing op het steriele veld om de software voor gegevensverzameling te kalibreren. Geef de elektrische stekker aan de andere kant af aan een niet-steriele aangewezen persoon om de sonde op de meter aan te sluiten.
      1. Raadpleeg de aanvullende documenten voor details over het aansluiten en kalibreren van PA-flowsonde en -meter.
    2. Breng een royale hoeveelheid steriele ultrasone gel aan in de groef van de PA-stroomsonde.
    3. Plaats de siliconen voering in de groef van de PA flow probe en breng een extra laag ultrasone gel aan op de liner.
    4. Plaats de PA-stroomsonde op de PA en verkrijg PA-stroommetingen op de flowmeter en de interface voor gegevensverzameling.
      1. Plaatsing van de PA-stroomsonde kan gedeeltelijke occlusie van de PA veroorzaken die de linkerventrikelvoorspanning en de gemiddelde arteriële druk kan verminderen. Besteed zorgvuldig aandacht aan de hemodynamiek tijdens pa-stroomverwerving.
      2. Controleer het scherm van de flowmeter om er zeker van te zijn dat de PA-stroomsignaalsterkte 5 bar is. Als de meter minder dan 5 bar aangeeft, zorg dan voor voldoende contact tussen de stroomsonde en de hoofd-PA. Breng indien nodig extra ultrasone gel aan.
  4. Voltooi intra-pericardiale dissectie van LPA en omring het met een navelstrengband.
    1. Gebruik een kleine sponsstok of een dun kneedbaar oprolmechanisme voor caudale terugtrekking van het linker atriumaanhangsel.
      OPMERKING: Blootstelling aan de LPA wordt vergemakkelijkt door caudale terugtrekking van het linker atriale aanhangsel, cefalad terugtrekking van de belangrijkste PA en laterale terugtrekking van het pericardium net voor waar de LPA het pericard verlaat.
  5. Plaats een heavy-duty siliconen vasculaire occluder rond de hoofd PA (figuur 2A, B, cirkel). Occluder grootte kan worden aangepast op basis van PA diameter; zorg ervoor dat de pasvorm goed zit. Gebruik een 0 zijden hechtdraad op een Keith naald om de uiteinden van de vasculaire occluder samen met een U-steek vast te zetten. Eenmaal bevestigd rond de hoofd-PA, schuift u de occluder distaal langs de hoofd-PA.
  6. Omcirkel de proximale hoofd-PA met een 1/2 " Penrose-drain om dissectie te vergemakkelijken en reserveer ruimte om een stroomsonde te plaatsen bij een volgende re-operatieve operatie. Knip de Penrose-afvoer om losjes rond de PA te passen en bevestig de Penrose aan zichzelf met een lopende 4-0 Prolene-hechting (figuur 2B).
  7. Stel een RV-drukleiding in voor de bewaking van rv-drukken (figuur 2B, witte pijl).
    1. Selecteer een locatie voor de RV-drukleiding in de rv-uitstroomkanaalvrije wand. Plaats een 5-0 monofilament, niet-absorbeerbare polypropyleen purse-string hechting met pledgets rond de geselecteerde locatie en plaats een vasculaire snare. Maak de pledgets van een steriele chirurgische handschoen.
    2. Bereid de RV-drukleiding voor: snijd het mannelijke uiteinde van de steriele 36'' drukbuis in een hoek van 30° af om het inbrengen door het myocard te vergemakkelijken. Gebruik een zijden stropdas van 2-0 om de druklijn op een optimale diepte te markeren voor plaatsing in de camper.
    3. Maak met behulp van een scalpel met 11 messen een kleine cardiotomie in de RVOT-vrije wand in de eerder geplaatste ringbandnaaddraad. Controleer het bloeden met handmatige druk of door de snare op de ringbandnaad aan te spannen.
      OPMERKING: Verkrijg bij deze stap een basisbiopsie van de RV-vrije wand door RV-weefsel in de hechtdraad van de portemonnee te bemonsteren. Deze biopsieplaats kan dan dienen als toegangspunt voor de RV-drukleiding.
    4. Plaats het gesneden uiteinde van de drukbuis in het RV-uitstroomkanaal (RVOT) en bevestig het. Bind de portemonnee-string vast en bevestig vervolgens de purse-string aan de drukbuis om de drukleiding vast te zetten.
  8. Breid de RVOT-slang uit door een extra drukbuis aan te sluiten op de RVOT-drukleiding.
  9. Draag de extra drukbuizen over aan een niet-steriele aangewezen persoon om de slang aan te sluiten op een drukomvormer en monitor voor de meting van de basis rv-druk. Stel de drukomvormer als volgt in.
    1. Sluit het mannelijke lueruiteinde van de IV-toedieningsset aan op het vrouwelijke lueruiteinde van de transducer.
    2. Sluit het vrouwelijke lueruiteinde van de drukbuis aan op het mannelijke lueruiteinde van de transducer.
    3. Spike de IV-toediening in een gehepariniseerde zoutoplossing zak (2 IE / ml).
    4. Plaats de zoutzak in een drukzak en pomp de drukzak tot 250-300 mmHg zoals aangegeven op de meter.
    5. Bereid de lijn volledig voor door de klep op de transducer los te laten, waardoor een goede ontluchting wordt gegarandeerd.
    6. Volg aanvullende methoden voor kalibratie van de transducer.
  10. Na zorgvuldig te hebben ontleed rond de LPA, omring je deze met een navelstrengband. Ligate de LPA door de navelstrengband vast te binden. Let op de hemodynamische reactie van het dier op ligatie indien relevant voor het onderzoek. Verhoog de minuutventilatie om de verhoogde ventilatie in dode ruimte te compenseren die wordt gecreëerd bij LPA-ligatie. Deze beademingsaanpassingen verminderen respiratoire acidose.
  11. Injecteer langzaam tot 3 ml zoutoplossing in de hoofd-PA-occluder om ervoor te zorgen dat er geen lekkage is tijdens het bewaken van de RVOT-druk van de RVOT-drukleiding. Zodra de RV-reactie is bevestigd, trekt u de ingeprent zoutoplossing in.
  12. Breng de RVOT-drukleiding en PA-occluderbuis uit de borst één intercostale ruimte onder de thoracotomie-incisie.
  13. Vorm twee subdermale pockets langs de fasciale laag op het linker dorsum van het schaap zo ver naar achteren naar de wervelkolom als haalbaar binnen het steriele veld. Deze dienen als de locaties voor inwoonhavens (figuur 2C).
  14. Tunnel met behulp van een borstbuistrekker de RVOT-drukleiding en occluderbuis van de borstincisie naar de linker dorsumpoortplaatsen.
  15. Bevestig zowel de occluderbuis als de RV-drukleiding aan de weerhaakaansluitingen van de poort. Veranker de occluder en drukbuizen rond de poortconnectoren met extra banden. Gebruik de meegeleverde prikkeldraadaansluiting om de verbinding te beschermen (figuur 1C). Plaats de poorten in de voorgevormde subdermale zakken.
  16. Veranker de poorten op drie locaties rond de rand aan de onderliggende fascia met 3-0 polypropyleen hechtingen om poortmigratie te voorkomen. Hersluit het onderhuidse weefsel, de dermis en de huid in lagen met polyglactine 910-hechtingen. Herbevestig de drukmetingen via percutane toegang tot de poorten. Spoel de RVOT-poort met 5 ml (1000 IE / ml, 5000 eenheden) heparinenatrium.
  17. Plaats een 16-Franse borstbuis in de linker pleuraholte via een aparte incisie, bevestig deze op de huid en sluit deze vervolgens aan op een gesloten borstbuisafvoereenheid met een druk van -20 cm·H2O. Plaats een ongebonden U-steek rond de buis om sluiting na verwijdering van de borstbuis te vergemakkelijken.
  18. Dien een intercostale zenuwblokkade (0,5-1 mg/kg bupivacaïne) toe voor postoperatieve analgesie.
  19. Sluit de thoracotomie met figuur-van-acht, #2 polyglactine 910 hechtingen. Sluit de borstspierlaag met running #0 polyglactine 910. Sluit het onderhuidse weefsel in lagen lopende #2-0 polyglactine 910 hechtingen en niet de huid.
  20. Verplaats het dier naar dorsale lighouding, verwijder de orogastrische buis en stop vervolgens met isofluraan.
  21. Ga door met mechanische beademing en ondersteunende zorg totdat de pH van het arteriële bloed > 7,35 en pCO2 < 55 mmHg.
  22. Extubeer zodra het dier spontaan ademt, zijn kop optilt en op de endotracheale buis kauwt. Verwijder de borstbuis voorafgaand aan volledig verdovingsherstel. Bind de U-steek om de incisie van de borstbuis te sluiten.
  23. Breng het dier over naar zijn kooi terwijl u het herstel van de anesthesie bewaakt. Zorg ervoor dat er te allen tijde extra zuurstof (3-5 L/min per mondkapje) beschikbaar is terwijl het schaap onbeweeglijk blijft. Controleer vitale functies elk uur gedurende de eerste 4 uur, elke 8 uur gedurende de volgende 24 uur en eenmaal daags daarna.

5. Postoperatief herstel

  1. Controleer de thoracotomie- en poortimplantatieplaatsen dagelijks op tekenen van infectie. Dien langwerkend antibioticum (ceftiofur, 5 mg/kg intramusculair) toe binnen 24 uur na de ingreep en daarna om de 3-4 dagen gedurende 1 week.
  2. Zet de fentanylpleister postoperatief voort gedurende een totaal van 72 uur. Geef daarna extra analgesie (bijv. Meloxicam, 1 mg / kg eenmaal daags intramusculair) als het dier tekenen van pijn blijft vertonen (d.w.z. tandenknarsen, verhoogde hartslag).
  3. Verwijder de uitwendige hechtingen en huidnieten 10-14 dagen na de operatie of zoals aanbevolen door veterinair personeel.
  4. Zorg voor bescherming van de havenlocatie tegen het feit dat het dier de havenplaatsen tegen omliggende structuren wrijft of schraapt met behulp van een buisvormig verband (figuur 2D).

6. Chronische PA banding (9 - 10 weken)

  1. Breng de schapen over naar een klein verblijf. Knip de overtollige wol rond de geïmplanteerde poorten af.
  2. Reinig de geschoren gebieden met 70% isopropylalcohol. Breng actuele lidocaïnespray aan voor lokale verdoving.
  3. Bereid twee drukomvormers voor voor het bewaken van rv- en occludermanchetdrukken (figuur 3A).
    1. Voor beide transducers: Sluit het vrouwelijke lueruiteinde van de drukbuis (36 inch of langer) aan op het mannelijke lueruiteinde van de transducer. Sluit het mannelijke lueruiteinde van de drukbuis aan op een van de vrouwelijke luerverbindingen op een driewegstopkraan. Sluit ten slotte een Huber-naald van 22 G aan op het mannelijke lueruiteinde van die driewegstopkraan.
    2. Voor RV-drukomvormer: Hang een heparinized zoutzak (2 IE / ml), prik de zak door met de IV-toedieningsset en sluit de mannelijke luerverbinding van de IV-toedieningsset aan op de vrouwelijke lueraansluiting van de RV-drukomvormer. Zet vervolgens de zoutzak (bijv. drukzak) onder druk.
    3. Voor de occluder transducer: Primeer de transducer en de drukbuis volledig. Plaats een mannelijke luerdop op het vrouwelijke lueruiteinde van de drukomvormer om te voorkomen dat de manchetvloeistof teruglekt naar de transducer.
    4. Sluit beide transducers aan op de hardware voor gegevensverzameling met behulp van een geschikte kabel of adapter.
  4. Kalibreer de transducers zoals gespecificeerd in aanvullend bestand 1.
  5. Klik op Start in de rechterbovenhoek van het softwarevenster om te beginnen met het opnemen van de software voor gegevensverzameling om RV- en PA-manchetdrukgolfvormen bij 400 Hz vast te leggen.
  6. Laat een assistent het dier enigszins in bedwang houden voordat u de haven betreedt. Plaats de Huber-naald van de RV-drukomvormer naar de RV-poort. Bevestig een spuit van 10 ml aan de driewegstopkraan en probeer bloed terug te trekken in de spuit vanuit de RV-poort (figuur 3B).
    1. Als het moeilijk is om de spuit terug te trekken, injecteer dan eerst 5-10 ml zoutoplossing in de RV-poort om de bron van occlusie los te maken.
    2. Als de verstopping aanhoudt, breng dan 2 mg weefselplasminogeenactivator (tPA) in de haven in als fibrinolytisch middel en laat het een nacht staan. Controleer de volgende dag om de tPA op te zuigen.
  7. Zodra de RV-drukleiding is ingesteld, sluit u de Huber-naald aan op de PA-manchetomvormer.
  8. Leg de beginwaarden van rv- en PA-manchetdrukken vast (figuur 3C). Let op eventuele drastische veranderingen ten opzichte van eerdere metingen.
    1. Als de PA-manchet en /of RV-druk aanzienlijk is gedaald ten opzichte van de vorige meting, kan dit een teken zijn dat de PA-manchet lekt.
    2. Observeer een ander duidelijk teken van PA-manchetlekkage door de PA-manchetgolfvorm te bestuderen. Als de gemiddelde PA-manchetdruk met een waarneembare snelheid daalt, is de kans groot dat de manchet lekt.
      OPMERKING: Controleer opnieuw of alle lueraansluitingen op de drukomvormer, de slang en de stopkraan zijn aangedraaid. De vloeistofinhoud onder hoge druk van de PA-manchet kan terugstromen en lekken uit losse luerverbindingen.
      1. Als de PA-manchet lekt, bepaal dan de mate van lekkage. Als de lekkagesnelheid traag is, kan een frequentere bandingstrategie de lekkage overwinnen om het ziektemodel nog steeds effectief te maken.
  9. Injecteer langzaam 3% hypertone zoutoplossing in de occluderpoort terwijl u let op rv- en manchetdrukken.
    1. Pas de hoeveelheid injectie aan op basis van de gewenste ernst van de PH-ziekte en het RV-fenotype. Een wekelijkse verhoging van de manchetdruk met 100-150 mmHg is een redelijk doel om een adaptief compenserend RV-fenotype te ontwikkelen.
    2. Snellere verhogingen van de manchetdruk (>250 mmHg per week) zullen waarschijnlijk een decompenserend RV-fenotype produceren.
  10. Zodra de PA-manchet tot de gewenste hoeveelheid is opgeblazen, verwijdert u de Huber-naald uit de manchetpoort.
  11. Verkrijg een bloedmonster van de RV-poort.
    1. Zuig 10 ml bloed op een steriele manier uit de RV-poort en zet apart.
    2. Plaats een nieuwe spuit in plaats van de aspiratiespuit en zuig zoveel bloed op als nodig is zonder de wekelijkse bloedafnamelimiet van 7,5% van het totale bloedvolume te overschrijden.
    3. Sluit de originele spuit opnieuw aan met aangezogen bloed en retourneer deze via de RV-poort.
    4. Trek aan de klephendel van de drukomvormer om heparinized zoutoplossing uit de zoutzak in de RV-poort te spoelen. Ga door met spoelen totdat de hele lijn helder en kleurloos wordt.
  12. Spoel de RV-poort door met 10 ml zoutoplossing. Spoel vervolgens de poort verder met 5 ml 1000 E / ml heparinenatrium.
  13. Herhaal de stappen 6.1-6.12 elke 1-4 dagen gedurende 9-10 weken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een representatieve groep van 12 schapen wordt gebruikt om de effectiviteit van dit model aan te tonen voor het ontwikkelen van verschillende gradaties van PH-RVF. Bij deze schapen steeg de gemiddelde PA-manchetdruk van 32 ± 20 mmHg in week 1 tot 1002 ± 429 mmHg in week 9. Dit resulteerde in een verhoging van de RV gemiddelde en systolische drukken van respectievelijk 28 ± 5 en 57 ± 7 mmHg in week 1 tot 44 ± 7 en 93 ± 18 mmHg in week 9. Bovendien werd het PA-manchetdrukprofiel gesuperponeerd op gemengde veneuze zuurstofv...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het gepresenteerde PH-RVF-model kan op betrouwbare wijze verschillende niveaus van ernst van de ziekte induceren om overeen te komen met de doelen van het onderzoek. Twee verschillende benaderingen worden in combinatie gebruikt om dit ziektemodel te induceren. Ten eerste dient de LPA-ligatie om de pulmonale vasculaire weerstand te verhogen en de PA-capaciteit te verlagen11,12, waardoor het startpunt van het chronische model wordt vastgesteld bij een reeds verhoog...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gefinancierd door de National Institutes of Health R01HL140231. Wij danken de afdeling Dierverzorging voor hun veehouderij en veterinaire zorg. We bedanken het SR Light Laboratory en zijn medewerkers, Jamie Adcock, Susan Fultz, Codi VanRooyen en José Diaz, voor hun toegewijde technische ondersteuning bij grote dierenoperaties.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html
Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
 0.9% Sodium Chloride Irrigation Pour Bottle by Baxter Healthcare, 1000 mLMedline BHL2F7124Chirurgisch wegwerpbaar
0.25% BupivacaineHospira Inc0409-1160-18Medicatie, Intra-operatief
0.9% Normal Saline, 1000 mLBaxter Healthcare Corp0338-0049-04Medicatie, Intra-operatief
0.9% Normal Saline, 500 mLBaxter Healthcare Corp., 0338-0049-03Medicatie, Chronische PH
16 mm Heavy Duty Occluder with actuating tubingAccess Technologies OC-16HDChirurgisch wegwerpbaar
3-mL Skin Prep ApplicatorMedline MDF260400Chirurgisch wegwerpbaar
70% isopropyl alcohol prep padsMedlineMDS090670Chronisch wegwerpbaar
Adhesive bandage tapePatterson Veterinary07-835-7776Chronisch wegwerpbaar
Adson forcepsV. MuellerNL1400Chirurgisch instrument
Allis tissue forcepsV. MuellerCH1560Chirurgisch instrument
Aortic clamp, straight (bainbridge forceps)V. MuellerSU6001Chirurgisch instrument
Backhaus towel forcepsV. MuellerSU2900Chirurgisch instrument
Bags, Infusion: Nonsterile Novaplus Infusion Bag, 500 mLMedlineTCV4005HChronisch wegwerpbaar
Berry sternal needle holderV. MuellerCH2540Chirurgisch instrument
Blades, Electrode: Electrode Blade, 6.5", with 0.24 cm ShaftMedline VALE15516Chirurgisch wegwerpbaar
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #10Medline B-D371210Chirurgisch wegwerpbaar
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #11Medline B-D371211Chirurgisch wegwerpbaar
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #15Medline B-D371215Chirurgisch wegwerpbaar
BNC Male to BNC Male CableDigi-Key415-0198-036Apparatuur
Castroviejo needle holderV. MuellerCH8589Chirurgisch instrument
CefazolinApotex Corp60505-6142-0Medicatie, Intra-operatief
Ceftiofur Crystalline Free AcidZoetis Inc54771-5223-1Medicatie, Post-operatief
Chest Drain, with Dry Suction, Adult-PediatricMedline DEKA6000LFHChirurgisch wegwerpbaar
Chest tube passerV. MuellerCH04189Chirurgisch instrument
COnfidence Flowprobes for Research (PAU-Series)Transonic24PAUApparatuur, Perivascular Flow Probe
Cooley tangential occlusion clampV. MuellerCH6572Chirurgisch instrument
Data Acquisition HardwareADInstruments PowerLab 16/30Apparatuur
DeBakey Aorta clampV. MuellerCH7247Chirurgisch instrument
DeBakey multi-purpose clampV. MuellerCH7276Chirurgisch instrument
Debakey tissue forceps, 12’’V. MuellerCH5906Chirurgisch instrument
Debakey vascular tissue forceps 7 3/4’’V. MuellerCH5902Chirurgisch instrument
Debakey vascular tissue forceps, 9’’V. MuellerCH5904Chirurgisch instrument
Electrosurgical GeneratorCovidien Force FX-CApparatuur
Endotracheal Tube, 10mmPatterson Veterinary07-882-9008Chirurgisch wegwerpbaar
EnrofloxacinNorbrook Laboratories Limited55529-152-05Medicatie, Intra-operatief
Fentanyl Transdermal PatchApotex Corp60505-7007-2Medicatie, Pre-operatief
Ferris smith tissue forcepsV. MuellerSU2510Chirurgisch instrument
Finochietto rib spreaders, largeV. MuellerCH1220-1Chirurgisch instrument
Finochietto rib spreaders, mediumV. MuellerCH1215-1Chirurgisch instrument
Flexsteel ribbon retractor, 1” x 13”V. MuellerSU3340Chirurgisch instrument
Flexsteel ribbon retractor, 2” x 13”V. MuellerSU3346Chirurgisch instrument
Foerster sponge forceps, curvedV. MuellerGL660Chirurgisch instrument
Gauze Sponges: Sterile X-ray Compatible Gauze Sponges, 16-Ply, 4" x 4"Medline PRM21430LFHChirurgisch wegwerpbaar
Gerald-DeBakey forcepsV. MuellerCH04242Chirurgisch instrument
Glassman AllisV. MuellerSU6152Chirurgisch instrument
Halsted mosquito forcepsV. MuellerSU2702Chirurgisch instrument
Harken clampV. MuellerCH6462Chirurgisch instrument
Heat Therapy PumpGaymar/Stryker TP-400Apparatuur
HeparinFresenius Kabi, 63323-540-31Medicatie, Chronische PH
Hospira Primary IV Sets, 80"Patterson Veterinary07-835-0123Chirurgisch wegwerpbaar
Hypertonic saline 3%Baxter Healthcare Corp., 0338-0054-03Medicatie, Chronische PH
Hypodermic Needle with Bevel and Regular Wall, 20 G x 1"MedlineB-D305175ZChronisch wegwerpbaar
Interface Cable, Edwards LifeScience Transducer to ADInstruments  Bridge AmplifierFogg System0395-2434Apparatuur
Intravenous Infusion

Referenties

  1. Campo, A., et al. Outcomes of hospitalization for right heart failure in pulmonary arterial hypertension. European Respiratory Journal. 38 (2), 359-367 (2011).
  2. Tonelli, A. R., et al. Causes and circumstances of death in pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 188 (3), 365-369 (2013).
  3. Urashima, T., et al. Molecular and physiological characterization of RV remodeling in a murine model of pulmonary stenosis. American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 295 (3), (2008).
  4. Sato, H., et al. Large animal model of chronic pulmonary hypertension. ASAIO Journal. 54 (4), 396-400 (2008).
  5. Pohlmann, J. R., et al. A low mortality model of chronic pulmonary hypertension in sheep. Journal of Surgical Research. 175 (1), 44-48 (2012).
  6. Noly, P. -E., Guihaire, J., Coblence, M., Dorfmuller, P., Fadel, E., Mercier, O. Chronic thromboembolic pulmonary hypertension and assessment of right ventricular function in the piglet. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (105), e53133(2015).
  7. Pereda, D., et al. Swine model of chronic postcapillary pulmonary hypertension with right ventricular remodeling: Long-term characterization by cardiac catheterization, magnetic resonance, and pathology. Journal of Cardiovascular Translational Research. 7 (5), 494-506 (2014).
  8. Silva, K. A. S., Emter, C. A. Large animal models of heart failure: A translational bridge to clinical success. JACC: Basic to Translational Science. 5 (8), 840-856 (2020).
  9. Ukita, R., et al. Left pulmonary artery ligation and chronic pulmonary artery banding model for inducing right ventricular - pulmonary hypertension in sheep. ASAIO Journal (American Society for Artificial Internal Organs: 1992. 67 (1), 44-48 (2020).
  10. Ukita, R., et al. Progression toward decompensated right ventricular failure in the ovine pulmonary hypertension model. ASAIO Journal (American Society for Artificial Internal Organs: 1992. , (2021).
  11. Mercier, O., et al. Piglet model of chronic pulmonary hypertension. Pulmonary Circulation. 3 (4), 908-915 (2013).
  12. Guihaire, J., et al. Right ventricular plasticity in a porcine model of chronic pressure overload. Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 194-202 (2014).
  13. Tang, K. J., Robbins, I. M., Light, R. W. Incidence of pleural effusions in idiopathic and familial pulmonary arterial hypertension patients. Chest. 136 (3), 688-693 (2009).
  14. Luo, Y. F., et al. Frequency of pleural effusions in patients with pulmonary arterial hypertension associated with connective tissue diseases. Chest. 140 (1), 42-47 (2011).
  15. Brixey, A. G., Light, R. W. Pleural effusions occurring with right heart failure. Current Opinion in Pulmonary Medicine. 17 (4), 226-231 (2011).
  16. Holt, T. N. Bovine High-mountain Disease. Merck and the Merck Veterinary Manual. , Available from: https://www.merckvetmanual.com/circulatory-system/bovine-high-mountain-disease/bovine-high-mountain-disease (2019).
  17. Van De Veerdonk, M. C., et al. Progressive right ventricular dysfunction in patients with pulmonary arterial hypertension responding to therapy. Journal of the American College of Cardiology. 58 (24), 2511-2519 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Schaapmodeldruk in de rechterventrikelechocardiografische beoordelingveneuze zuurstofsaturatiepulmonale vasculaire weerstand
Een groot diermodel voor pulmonale hypertensie en rechterventrikelfalen: linker pulmonale arterieligatie en progressieve hoofdlongslagaderbanding bij schapen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.