Methodenartikel

Een intact pericardium ischemisch knaagdiermodel

DOI:

10.3791/62720

⸱

2 september 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Section of Cardiac Surgery, Department of Cardiac Sciences, Libin Cardiovascular Institute, Cumming School of Medicine, 2Department of Pharmacology and Physiology, University of Calgary

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol schetst de stappen voor het induceren van een hartinfarct bij muizen met behoud van het hartzakje en de inhoud ervan.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol heeft aangetoond dat het pericardium en de inhoud ervan een essentiële anti-fibrotische rol spelen in het ischemische knaagdiermodel (coronaire ligatie om myocardinfarct te induceren). De meeste preklinische myocardinfarctmodellen vereisen de verstoring van de pericardiale integriteit met verlies van het homeostatische cellulaire milieu. Onlangs is er echter een methodologie door ons ontwikkeld om een hartinfarct te induceren, dat pericardiale schade minimaliseert en de inwonende immuuncelpopulatie van het hart behoudt. Een verbeterd cardiaal functioneel herstel bij muizen met een intacte pericardiale ruimte na coronaire ligatie is waargenomen. Deze methode biedt de mogelijkheid om ontstekingsreacties in de pericardiale ruimte na een hartinfarct te bestuderen. Verdere ontwikkeling van de etiketteringstechnieken kan worden gecombineerd met dit model om het lot en de functie van pericardiale immuuncellen te begrijpen bij het reguleren van de ontstekingsmechanismen die remodellering in het hart stimuleren, waaronder fibrose.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tot op de dag van vandaag wordt hart- en vaatziekten (CVD) wereldwijd erkend als de belangrijkste doodsoorzaak, wat resulteert in een aanzienlijke financiële last en een vermindering van de kwaliteit van leven van de patiënt1. Coronaire hartziekte (CAD) is een subtype van CVD en speelt een essentiële rol bij de ontwikkeling van een hartinfarct (MI), dat een belangrijke bijdrage levert aan de mortaliteit. Per definitie is MI het gevolg van onomkeerbaar letsel aan het myocardiale weefsel als gevolg van langdurige aandoeningen van ischemie en hypoxie. Myocardinaal weefsel mist regeneratiecapaciteit, dus verwondingen zijn permanent en resulteren in de vervanging van de hartspier door een fibrotisch litteken dat in eerste instantie beschermend kan zijn, maar uiteindelijk bijdraagt aan nadelige hartremodellering en uiteindelijk hartfalen2.

Hoewel het beheer van patiënten met CAD de afgelopen decennia dramatisch is verbeterd, treft chronisch hartfalen (CHF) secundair aan ischemie veel patiënten wereldwijd. Om deze epidemie te voorkomen en te beheersen, is het noodzakelijk om de onderliggende mechanismen uitgebreider te begrijpen en nieuwe therapeutische benaderingen te ontwikkelen. Bovendien benadrukken bevindingen uit het verleden de beperkingen van systemische therapie en de noodzaak om precieze alternatieven te ontwikkelen. Gezien het onderzoek naar de moleculaire gevolgen van MI bij mensen wordt beïnvloed door het vermogen om toegang te krijgen tot infarcted weefsel, zijn diermodellen die de kenmerken en ontwikkeling van menselijke MI en CHF met betrekking tot HVZ samenvatten onmisbaar.

Omdat ideale diermodellen qua structurele en functionele kenmerken sterk lijken op een menselijke aandoening, zou ziekte-etiologie hun conceptie moeten leiden. In CAD is het de chronische atherosclerotische stenose van kransslagaders of acute trombotische occlusie. Verschillende methoden zijn ontwikkeld en toegepast in verschillende soorten proefdieren om kransslagadervernauwing of occlusie te induceren. Dergelijke strategieën kunnen grofweg worden ingedeeld in twee groepen: (1) mechanische manipulatie van een kransslagader om een MI te induceren en (2) het versnellen van atherosclerose om coronaire vernauwing te vergemakkelijken die leidt tot een MI. De eerste strategie omvat meestal de ligatie van een kransslagader of de plaatsing van een stent in de slagader. De tweede benadering heeft de neiging om te vertrouwen op het aanpassen van het dieet van het dier om voedsel met een hoog vetgehalte / cholesterolgehalte op te nemen. Enkele van de beperkingen van deze laatste benadering zijn het gebrek aan controle over de timing en plaats van coronaire occlusies.

Daarentegen heeft de chirurgische inductie van MI of ischemie in een diermodel verschillende voordelen, zoals locatie, precieze timing en omvang van de coronaire gebeurtenis, wat leidt tot meer reproduceerbare resultaten. De meest gebruikte methode is chirurgische ligatie van de linker anterieure dalende kransslagader (LAD). Dergelijke modellen recapituleren menselijke reacties op acuut ischemisch letsel, evenals de progressie naar CHF3. Aanvankelijk ontwikkeld bij grotere dieren, is LAD-chirurgie op kleine dieren zoals knaagdieren haalbaarder geworden met de vooruitgang in technologie4. Bij het opzetten van dergelijke modellen zijn muizen om verschillende redenen begunstigd, waaronder hun relatieve beschikbaarheid, lage kosten voor huisvesting en hun vermogen tot genetische manipulatie.

Hedendaagse chirurgische modellen van ischemische hartziekte met behulp van LAD-occlusie vereisen dat de onderzoeker het pericardium opent om de slagader tijdelijk of permanent teligateeren 5. Dergelijke strategieën resulteren in de verstoring van de pericardiale ruimte, die een in wezen mechanische en smerende functie speelt om een goede hartfunctie te garanderen. Een ander nadeel van het openen van het hartzakje is het verliezen van de inheemse pericardvloeistof van het dier met zijn verschillende cellulaire en eiwitcomponenten 6,7. Als reactie hierop werd door ons een methode ontwikkeld om MI te induceren terwijl het hartzakje intact bleef. Naast het minimaliseren van de verstoring van deze homeostatische omgeving, maakt deze aanpak het mogelijk om specifieke cellen te taggen en te traceren na het veroorzaken van een MI. Bovendien vertegenwoordigt deze aanpak beter myocardiale ischemische schade in de menselijke omgeving.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mannelijke en vrouwelijke C57BL/6J muizen tussen de 8-14 weken oud werden gebruikt voor deze experimenten. Dit protocol heeft ethische goedkeuring gekregen van het Animal Care Committee van de Universiteit van Calgary en volgt alle richtlijnen voor dierverzorging.

1. Muisvoorbereiding en chirurgie

  1. Steriliseer chirurgische hulpmiddelen (via kraalsterilisator of autoclaaf).
  2. Weeg de muis voor prechirurgisch gewicht en pijnstillende dosis.
  3. Plaats de muis in een inductiedoos met 4% isofluraan en 800 ml/min zuurstof. Bevestig het verdovingsvlak door in de tenen te knijpen en het dier te observeren bij gebrek aan reflex.
  4. Injecteer pijnstillend subcutaan (0,1 mg/kg buprenorfine) (zie materiaaltabel).
  5. Plaats de muis tijdens de operatie op een verwarmd chirurgisch pad en onderhoud de anesthesie met 3% isofluraan toegediend via neuskegel. Breng oogzalf aan om droge ogen op elk oog te voorkomen.
  6. Scheer het haar van de borst en nek chirurgische gebieden.
  7. Houd de poten van de muis vast en plaats ze op de operatietafel.
  8. Intubeer de muis door een gladde katheter van 23 G in de luchtpijp in te brengen via de mond en de keelholte.
    1. Ventileer de muis na intubatie met 2% isofluraan en 100% zuurstof als dragergas met behulp van een commerciële ventilator (zie materiaaltabel) ingesteld op een snelheid van 110 ademhalingen / min, een getijdenvolume van 250 μL en positieve eind-expiratoire druk (PEEP) van 4 mmHg.
  9. Rol de muis 30% aan de rechterkant om de linkerkant van de borstkas te positioneren voor een operatie.
  10. Reinig het operatiegebied met 3 afwisselende scrubs van 70% ethanol en betadine in een cirkelvormige beweging (zieMateriaaltabel). Plaats steriele chirurgische gordijnen rond het operatiegebied.
  11. Maak een laterale incisie van 2-3 cm in de huid van de borst om de borstspieren aan de linkerkant te visualiseren. Snijd de pectoralis major en minor met behulp van een incisie van 1 cm vanaf de middellijn naar buiten om de intercostale spieren tussen de derde en vierde rib te visualiseren.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat overmatig bloeden uit de borstspier wordt voorkomen door cauterisatie van bloedende bloedvaten.
  12. Maak een incisie van 2 cm in de linker intercostale spier om lucht (door passieve luchtbeweging) in de borstholte te brengen om het hart en de longen weg te laten vallen van de chirurgische incisie. Breid de opening verder uit met behulp van een cautery-apparaat (zie Materiaaltabel) om de intercostale in te snijden en bloedingen te voorkomen
    OPMERKING: De ventilator moet tijdelijk worden gestopt tijdens de cauterisatieperiode om explosieve reacties met zuurstof te voorkomen. Er wordt voor gezorgd dat de pericardiale zak niet wordt beschadigd.
  13. Trek met behulp van retractors de ribben in om het hart bloot te leggen.
  14. Observeer het hartzakje en het onderliggende hart onder een stereomicroscoop.
    OPMERKING: Het hartzakje van de muis is dun genoeg om de vasculatuur van het hart te visualiseren.
  15. Plaats voorzichtig een tang op het oppervlak van het hartzakje om de beweging en die van het onderliggende hart te verminderen.
  16. Visualiseer de linker anterieur dalende (LAD) kransslagader door de opkomst ervan onder het linker aanhangsel te traceren.
  17. Gebruik de micronaalddriver om een geschikte hechting (zie materiaaltabel) door het pericardium te leiden, onder de LAD, waarbij de hechting aan de andere kant van de LAD en het pericard ontstaat. Bind de hechting om de bloedstroom door de kransslagader te beperken en trim de overtollige hechting met behulp van een schaar (figuur 1A).
    OPMERKING: Bij het beperken van de bloedtoevoer naar de kransslagader, moet blancheren van het voorste deel van de linker ventrikel zichtbaar zijn. Deze procedure vertegenwoordigt een permanent ligatiemodel. In dit stadium kan echter ook een voorbijgaande ligatiebenadering met verschillende ischemieperioden worden toegepast.
  18. Breng onder de incisieplaats in het steriele gebied een katheter van 24 G percutaan in de borst (verwijder de geleidenaald na het betreden van de borstholte). Sluit vervolgens de ribben gevolgd door spierlagen en huid met behulp van een geschikte hechtdraad (een tapse naald voor spieren, conventionele snijnaald voor de huid).
  19. Zodra de borstkas gesloten is, evacueert u de resterende lucht uit de borstholte via de 24 G katheter met zachte zuigkracht met een spuit van 3 ml en borstcompressies. Zodra de lucht is verwijderd, trekt u de 24 G-katheter op.
  20. Verminder het isofluraan tot 1%.
  21. Schakel de isofluraan uit met behoud van ventilatie met zuurstof om de muis in staat te stellen te herstellen van de anesthesie. Zodra het dier tekenen van zelfstandig ademhaling vertoont, verwijdert u de tracheale buis van 23 G uit de mond en plaatst u de muis in een herstelkooi die moet worden gecontroleerd op hervatting van de normale ademhaling.
  22. Laat de muis herstellen in de kooi met een deel van de kooi op een opwarmpad om een externe warmtebron te bieden.
  23. Zorg voor onderhoudsinjecties van analgeticum (Buprenorfine 0,1 mg/kg, subcutaan) om de 12 uur gedurende 72 uur na de operatie.
  24. Controleer de gezondheidsstatus van muizen dagelijks gedurende 7 dagen, waaronder het evalueren van incisies en dierenongemakken.
    OPMERKING: Vanwege de invasiviteit van deze procedure (thoracotomie) kan de toediening van antibiotica noodzakelijk zijn.

2. Functionele beoordeling van de hartfunctie door echocardiografie (ECG)

  1. Induceer en onderhoud de muis onder algemene anesthesie met 1,5-2% isofluraan en 800 ml / min zuurstof.
  2. Plaats de muis in rugligging op een verwarmd podiumplatform en bevestig de poten aan de ECG-kabels.
  3. Scheer de borst van de muis.
  4. Verkrijg echocardiografiebeelden met behulp van een 40 MHz lineaire transducersonde en contactgel en analyseer met de juiste software (zie Materiaaltabel).
  5. Schakel de isofluraan uit en laat de muis herstellen op het verwarmingsplatform voordat de kooi in een actieve toestand wordt teruggebracht.
    OPMERKING: Echocardiografiebeoordeling is niet-invasief en kan daarom longitudinaal worden uitgevoerd tijdens het experiment om veranderingen voor en na coronaire ligatie te bepalen.

3. Hartweefselverzameling voor fibrosekleuring

  1. Offer de muizen op met inademing van 100% CO2 en ontleed het hart zorgvuldig.
    OPMERKING: Met behulp van een schaar en tang wordt dit bereikt door de grote bloedvaten die het hart binnenkomen (vena cava, longader) en verlaten (longslagader, aorta) door te snijden om het vrij te maken van de bloedsomloop in de thoracale holte.
  2. Fix het hart in 10% formaline gedurende ten minste 24 uur.
  3. Snijd monsters met behulp van een recht scheermesje door de rechter ventrikel, het interventriculaire septum en de linker ventrikel, zodat de incisie door het midden van de infarctzone ging. Monsters worden vervolgens naar de kernfaciliteit gestuurd voor paraffine-inbedding.
  4. Snijd weefselsecties van 5 μm dikte met een microtoom en plaats ze op glasglaasjes voor kleuring.
  5. Deparaffineer met behulp van commercieel xyleen en gesorteerde alcoholwassingen (2x 99%, 1x 95%, 1x 70%) met gedeïoniseerd water en rehydrateer vervolgens.
  6. Beits met 0,1% Sirius rood in picrinezuur gedurende 2 uur bij kamertemperatuur.
  7. Was secties met 0,5% azijnzuur gedurende 3 min en spoel met 70% ethanol gedurende 1 min.
  8. Droog de secties uit in de omgekeerde volgorde van wasbeurten zoals beschreven in 3.4, met toenemende en gesorteerde ethanolconcentraties en vervolgens xyleen.
  9. Monteer weefselsecties met een montageoplossing (zie Materiaaltabel) voor microscopische evaluatie.

4. Flowcytometrie van hart- en pericardholtespoeling

  1. Offer de muizen op met inademing van 100% CO2 om effect te hebben.
  2. Plaats de muis op zijn rug en bevestig de armen en benen met tape op een operatiebord.
  3. Open voorzichtig de linkerkant (rechterkant van de experimentatorweergave) van de thoracale holte, te beginnen met het snijden van het diafragma tot ongeveer het middelpunt en vervolgens doorsnijden van de buitenste ribben naar het borstbeen.
    OPMERKING: Vermijd het inknijpen van grote bloedvaten, met name die welke parallel aan het borstbeen lopen.
  4. Trek de ribben in met behulp van een hemostat om het onderliggende hart en pericardium bloot te leggen.
    OPMERKING: Het pericardium is erg kwetsbaar, dus zorg ervoor dat je het niet met een schaar vangt tijdens het knippen.
  5. Injecteer met behulp van een PE-10-katheter (zie Materiaaltabel) die in de pericardruimte wordt ingebracht nabij de kruising van het linkeratrium en de linker ventrikel 100 μL steriele zoutoplossing in de pericardholte.
    1. Laat zoutoplossing zich verzamelen en verzamelen vanaf de achterste kant van het hart, en pas op dat u het pericardium niet doorboort of scheurt tijdens het proces. Herhaal deze stap twee keer en plaats lavagevloeistof op ijs tijdens het verwerken van het hart.
  6. Snijd het hart door de belangrijkste bloedvaten (aorta, longslagader, ader en vena cava) die het hart binnenkomen en verlaten te snijden. Verwijder de rechter- en linkerboezems en weeg het ventriculaire hartweefsel.
  7. Gehakt het weefsel in kleine stukjes van 1 mm2 met een schaar en plaats het in 10 ml digestiebuffer met 450 U/ml collagenase I, 125 U/ml collagenase XI, 60 U/ml DNase I en 60 U/ml hyaluronidase in PBS gedurende 1 uur bij 37 °C op een orbitale shaker.
  8. Laat hartweefselhomogenaten door een celzeef van 70 μm gaan (zie Materiaaltabel) en draai gedurende 5 minuten bij 4 °C bij 60 x g om cardiale parenchymale cellen te verwijderen.
  9. Verzamel het supernatant, ga door een celzeef van 40 μm (zie Materiaaltabel) voor een suspensie met één cel en draai gedurende 5 minuten bij 4 °C bij 400 x g naar beneden om de cellen te pelleteren.
  10. Voer fragment kristalliseerbare (Fc) receptorblokkering en kleuring van cellulaire markers op pericard- en hartcellen uit zoals eerder beschreven8.
  11. Voer monsters uit op een flowcytometer.

5. Etikettering van pericardiale macrofaag met behulp van de Intercostal Approach to the Pleural Space (ICAPS) methode9

  1. Steriliseer chirurgische hulpmiddelen (via kralensterilisator of autoclaaf) en spuit 70% ethanol voordat u begint.
  2. Induceer en onderhoud de muis onder algemene anesthesie met 1,5-2% isofluraan en 800 ml / min zuurstof. Bevestig het verdovingsvlak door in de tenen te knijpen en het dier te observeren bij gebrek aan reflex.
  3. Injecteer pijnstillend subcutaan (Buprenorfine 0,1 mg/Kg).
  4. Plaats de muis tijdens de operatie op een verwarmd chirurgisch kussen.
  5. Scheer het rechter anterolaterale thoracale gebied.
  6. Reinig het operatiegebied met ethanol en betadine.
  7. Maak een 3 cm lange incisie in de huid en leg met een tang de ribbenkast bloot.
  8. Laad 5 μL fluorescerende kralen (in de handel verkrijgbare fluorescerende microsferen, 1 μm, zie materiaaltabel) en 45 μL zoutoplossing in een PE-10 slangspuitkatheter met een afgeschuinde punt.
  9. Leid de katheter in de intercostale ruimte zoals eerder beschreven9, injecteer de kraaloplossing langzaam en verwijder de katheter in één beweging.
  10. Sluit de schil met nietjes.
    OPMERKING: Nietjes worden gebruikt in plaats van hechtingen om mogelijke heropening van de incisie te minimaliseren.
  11. Schakel de isofluraan uit, plaats de muis in de herstelkooi en controleer op complicaties gedurende de eerste 24 uur.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit gemodificeerde coronaire ligatiemodel is geoptimaliseerd om reproduceerbaarheid en overleving van dieren te bereiken. Vanwege het aanzienlijke letsel dat in het hart wordt veroorzaakt, zijn sommige verwachte intra-operatieve en postoperatieve mortaliteit echter geassocieerd met de procedure. De standaardsterfte is doorgaans hoger bij mannen (~25-35%) dan bij vrouwen (~ 10-15%).

Succesvolle inductie van een MI met de gemodificeerde coronaire ligatie moet duidelijk zijn door veranderingen in...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het induceren van een MI in een gesloten hartzakje bij knaagdieren is uniek en kan potentieel belangrijke toepassingen hebben. De procedure is sterk afhankelijk van de bekendheid van de chirurg met het knaagdiermodel en de hartanatomie van knaagdieren. Succes is ook afhankelijk van de zorg die wordt gegeven tijdens drie kritieke stappen: intercostale spierincisie en ribterugtrekking (stappen 1.11-1.13), het creëren van het infarct (stap 1.17) en herstel van dieren (stappen 1.22-1.24).

De thora...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen conflicten te onthullen.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Steri-350 Bead SterilizerInotechNC9449759
10% FormalinMillipore SigmaHT501128-4L
40 µm Cell strainerVWRCA21008-949Falcon, 352340
70 µm Cell strainerVWRCA21008-952Falcon, 352350
ACK Lysis BufferThermo FisherA1049201
BD Insyte-W Catheter Needle 24 G X 3/4"CDMV Inc108778
Betadine (10% povidone-iodine topical solution)CDMV Inc104826
Blunt ForcepsFine Science ToolsFST 11000-12
BNP Ophthalmic OintmentCDMV Inc17909
Castroviejo Needle DriverFine Science ToolsFST 12061-01
Centrifuge 5810REppendorf22625101
Collagenase IMillipore SigmaSCR103
Collagenase XIMillipore SigmaC7657
Covidien 5-0 Polysorb Suture - CV-11 taper needleMedtronic CanadaGL-890
Covidien 5-0 Polysorb Suture - PC-13 cutting needleMedtronic CanadaSL-1659
Curved Blunt ForcepsFine Science ToolsFST 11009-13
Dako Mounting MediumAgilenCS70330-2
DNase IMillipore Sigma11284932001
Ethanol, 100%Millipore SigmaMFCD00003568
Ethicon 8-0 Ethilon Suture - BV-130-4 taper needleJohnson & Johnson Inc.2815G
Fiber-Optic LightNikon2208502
Fine ForcepsFine Science ToolsFST 11150-10
Fluoresbrite® YG Carboxylate Microspheres 1.00 µmPolysciences, Inc.15702
Geiger Thermal Cautery UnitWorld Precision Instruments501293Model 150-ST
HyaluronidaseMillipore SigmaH4272
Isofluorane VaporizerHarvard Apparatus75-0951
Isoflurane USP, 250 mLCDMV Inc108737
Magnetic Fixator Retraction SystemFine Science Tools18200-20
MX550D- 40 MHz probeFujifilm- Visual Sonics
Needle DriverFine Science ToolsFST 12002-12
PE-10 TubingBraintree Scienctific, Inc.PE10 50 FT
ScissorsFine Science ToolsFST 14184-09
SMZ-1B Stereo MicroscopeNikonSMZ1-PS
VentElite Small Animal VentilatorHarvard Apparatus55-7040
Vetergesic (10 mL, 0.3mg/mL buprenorphine))CDMV Inc124918controlled drug
Vevo 2100 SoftwareFujifilm-Visual Sonics
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2020 update: A report from the American Heart Association. Circulation. 141, 139(2020).
  2. Iismaa, S. E., et al. Comparative regenerative mechanisms across different mammalian tissues. NPJ Regenerative Medicine. 3 (6), eCollection 2018 (2018).
  3. Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Research in Cardiology. 97 (3), 206-213 (2002).
  4. Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. 52, 2581(2011).
  5. De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
  6. Borlaug, B. A., Reddy, Y. N. V. The role of the pericardium in heart failure: Implications for pathophysiology and treatment. JACC Heart Failure. 7 (7), 574-585 (2019).
  7. Pfaller, M. R., et al. The importance of the pericardium for cardiac biomechanics: from physiology to computational modeling. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 18 (2), 503-529 (2019).
  8. Deniset, J. F., et al. Gata6(+) Pericardial Cavity Macrophages Relocate to the Injured Heart and Prevent Cardiac Fibrosis. Immunity. 51 (1), 131-140 (2019).
  9. Weber, G. F. Immune targeting of the pleural space by intercostal approach. BMC Pulmonary Medicine. 15, 14(2015).
  10. Nakatani, T., Shinohara, H., Fukuo, Y., Morisawa, S., Matsuda, T. Pericardium of rodents: pores connect the pericardial and pleural cavities. The Anatomical Record. 220, 132-137 (1988).
  11. Tyberg, J. V., et al. The relationship between pericardial pressure and right atrial pressure: an intraoperative study. Circulation. 73, 428-432 (1986).
  12. Hamilton, D. R., Sas, R., Semlacher, R. A., Kieser Prieur, T. M., Tyberg, J. V. The relationship between left and right pericardial pressures in humans: an intraoperative study. The Canadian Journal of Cardiology. 27, 346-350 (2011).
  13. Park, D. S. J., et al. Human pericardial proteoglycan 4 (lubricin): Implications for postcardiotomy intrathoracic adhesion formation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (4), 1598-1608 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Intact pericardiummodelmyocardinfarctcoronaire ligatiecardiale fibrosepericardiale macrofagenflowcytometrieechocardiografische beoordelingpicrosiriusroodkleuringlineage tracingcardiale remodellering

Gerelateerde artikelen