Methodenartikel

Micro-elektrode array-opname van de vuursnelheid van de sinoatriale knoop om intrinsieke cardiale pacemakingdefecten bij muizen te identificeren

DOI:

10.3791/62735

⸱

5 juli 2021

 ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, Southern Methodist University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol heeft tot doel een nieuwe methodologie te beschrijven om de intrinsieke cardiale vuursnelheid te meten met behulp van micro-elektrode array-registratie van het hele sinoatriale knoopweefsel om pacemaking-defecten bij muizen te identificeren. Farmacologische middelen kunnen ook in deze methode worden geïntroduceerd om hun effecten op intrinsieke pacemaking te bestuderen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De sinoatriale knoop (SAN), gelegen in het rechter atrium, bevat de pacemakercellen van het hart en disfunctie van dit gebied kan tachycardie of bradycardie veroorzaken. Betrouwbare identificatie van cardiale pacemakingdefecten vereist de meting van intrinsieke hartslagen door grotendeels de invloed van het autonome zenuwstelsel te voorkomen, wat snelheidstekorten kan maskeren. Traditionele methoden om de intrinsieke pacemakerfunctie te analyseren, omvatten door geneesmiddelen geïnduceerde autonome blokkade om in vivo hartslagen te meten, geïsoleerde hartopnamen om intrinsieke hartslagen te meten en sinoatriale strip of eencellige patch-clamp-opnames van sinoatriale pacemakercellen om spontane actiepotentiaalvuursnelheden te meten. Deze meer traditionele technieken kunnen echter technisch uitdagend en moeilijk uit te voeren zijn. Hier presenteren we een nieuwe methodologie om de intrinsieke cardiale vuursnelheid te meten door micro-elektrode array (MEA) opnames uit te voeren van whole-mount sinoatriale knooppreparaten van muizen. MEAs zijn samengesteld uit meerdere micro-elektroden gerangschikt in een rasterachtig patroon voor het registreren van in vitro extracellulaire veldpotentiaalen. De hierin beschreven methode heeft het gecombineerde voordeel dat het relatief sneller, eenvoudiger en nauwkeuriger is dan eerdere benaderingen voor het registreren van intrinsieke hartslagen, terwijl het ook eenvoudige farmacologische ondervraging mogelijk maakt.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het hart is een complex orgaan dat wordt bestuurd door zowel cardiale intrinsieke als extrinsieke invloeden zoals die afkomstig zijn uit de hersenen. De sinoatriale knoop (SAN) is een gedefinieerd gebied in het hart dat de pacemakercellen (ook wel sinoatriale cellen of SA-cellen genoemd) herbergt die verantwoordelijk zijn voor het initiëren en bestendigen van de hartslag van zoogdieren1,2. De intrinsieke hartslag is de snelheid die wordt aangedreven door de pacemakercellen zonder invloed van andere cardiale of neurohumorale invloeden, maar traditionele metingen van de hartslag bij mensen en levende dieren, zoals elektrocardiogrammen, weerspiegelen zowel de pacemaker als neurale invloeden op het hart. De meest opvallende neurale invloed op SA-cellen is afkomstig van het autonome zenuwstelsel, dat voortdurend vuurpatronen moduleert om aan de fysiologische vereisten van het lichaam te voldoen3. Ter ondersteuning van dit idee zijn zowel sympathische als parasympathische projecties te vinden in de buurt van de SAN4. Het intrinsieke hart-zenuwstelsel (ICNS) is een andere belangrijke neurale invloed waarbij ganglionated plexi, met name in de rechter boezems, de activiteit van de SAN innerveert en reguleert5,6.

Het begrijpen van tempomakende tekorten is klinisch belangrijk, omdat disfunctie ten grondslag kan liggen aan veel hartaandoeningen en kan bijdragen aan het risico op andere complicaties. Sick sinus syndrome (SSS) is een categorie ziekten die wordt gekenmerkt door disfunctie van de sinoatriale knoop die een goede pacemaking belemmert7,8. SSS kan zich presenteren met sinus bradycardie, sinuspauzes, sinusstilstand, sinoatriale uitgangsblok en afwisselend bradyarrythmieën en tachyaritmieën9 en kan leiden tot complicaties, waaronder een verhoogd risico op embolische beroerte en plotselinge dood8,10. Degenen met het Brugada-syndroom, een hartaandoening gekenmerkt door ventriculaire fibrillatie met een verhoogd risico op plotselinge hartdood, lopen een groter risico op aritmogene gebeurtenissen als ze ook comorbide SAN-disfunctie hebben11,12. Sinoatriale disfunctie kan ook fysiologische gevolgen hebben buiten het hart. Er is bijvoorbeeld waargenomen dat SSS epileptische aanvallen bij een patiënt veroorzaakt als gevolg van cerebrale hypoperfusie13.

Om sinoatriale tempotekorten te identificeren, moeten intrinsieke hartslagen worden bepaald door de activiteit van de SAN te meten zonder de invloed van het autonome zenuwstelsel of humorale factoren. Klinisch kan dit worden benaderd door farmacologische autonome blokkade14, maar dezelfde techniek kan ook worden toegepast in zoogdiermodellen om de intrinsieke hartfunctie te bestuderen15,16. Hoewel deze aanpak een groot deel van de bijdragende neurale invloeden blokkeert en in vivo cardiaal onderzoek mogelijk maakt, elimineert het niet alle extrinsieke invloeden op het hart volledig. Een andere onderzoekstechniek die wordt gebruikt om de intrinsieke hartfunctie in diermodellen te bestuderen, is geïsoleerde hartopnamen met behulp van Langendorff-geperfuseerde harten, die meestal metingen omvatten met behulp van elektrogrammen, pacing of epicardiale multi-elektrode arrays17,18,19,20. Hoewel deze techniek specifieker is voor de hartfunctie, omdat het gaat om het verwijderen van het hart uit het lichaam, kunnen de metingen nog steeds worden beïnvloed door mechanisch-elektrische autoregulatoriemechanismen die intrinsieke hartslagmetingen kunnen beïnvloeden21. De geïsoleerde hartopnamen kunnen ook nog steeds worden beïnvloed door autonome regulatie via de ICNS5,6,22,23. Bovendien kan het handhaven van een fysiologisch relevante temperatuur van het hart, die van cruciaal belang is voor hartfunctiemetingen, moeilijk zijn in geïsoleerde hartbenaderingen20. Een meer directe methode om de SAN-functie te bestuderen, is om SAN-weefsel specifiek te isoleren en de activiteit ervan te meten. Dit kan worden bereikt door SAN-strips (geïsoleerd SAN-weefsel) of geïsoleerde SAN-pacemakercellen24,25. Beide vereisen een hoge mate van technische training, omdat het SAN een zeer klein en sterk gedefinieerd gebied is, en celisolatie vormt een nog grotere uitdaging omdat dissociatie de algehele gezondheid van de cel kan schaden als het niet correct wordt uitgevoerd. Bovendien vereisen deze technieken deskundige elektrofysiologische vaardigheden om met succes van het weefsel of de cellen te registreren met behulp van individuele registrerende micro-elektroden.

In dit protocol beschrijven we een techniek om het SAN in vitro vast te leggen met behulp van een micro-elektrode array (MEA) om intrinsieke hartslagmetingen te verkrijgen. Deze aanpak heeft het voordeel dat zeer specifieke elektrofysiologische opnames toegankelijk zijn voor onderzoekers zonder intensieve elektrofysiologische vaardigheden. MEA's zijn eerder gebruikt om de cardiomyocytenfunctie in primaire cardiomyocytenculturen26,27,28,29,30,31,32,cardiale vellen33,34,35,36,37,38,39en weefsel hele mounts40tebestuderen, 41,42,43,44,45,46,47. Eerder werk is ook gedaan om veldpotentiaal in SAN-weefsel41,42te onderzoeken. Hier bieden we een methodologie om de MEA te gebruiken om murine intrinsieke SAN-vuursnelheden vast te leggen en te analyseren. We beschrijven ook hoe deze techniek kan worden gebruikt om farmacologische effecten van geneesmiddelen op san intrinsieke vuursnelheden te testen door een monsterexperiment te leveren dat de effecten van 4-aminopyridine (4-AP), een voltage-gated K+ kanaalblokker, laat zien. Met behulp van gedefinieerde anatomische oriëntatiepunten kunnen we het SAN nauwkeurig registreren zonder de uitgebreide weefseldissecties of celisolaties uit te voeren die bij andere methoden vereist zijn. Hoewel de MEA onbetaalbaar kan zijn, bieden de opnames zeer specifieke en betrouwbare metingen van pacemaking die kunnen worden gebruikt in een breed scala aan klinische en fysiologische onderzoekstoepassingen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle experimentele procedures die hier worden beschreven, zijn uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health (NIH), zoals goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) aan de Southern Methodist University.

1. Coating van de multi-elektrode array (MEA) voor opname

  1. Maak 25 mM boraatbuffer.
    1. Los 0,953 g Na2B4O7·10 H2O op in 80 ml gedestilleerd water.
    2. Stel de pH met HCl in op 8,4 en voeg vervolgens gedestilleerd water toe aan een eindvolume van 100 ml.
  2. Maak een 0,1% stockoplossing van polyethyleenimine (PEI).
    1. Voeg 100 μL van 50% (w/v) PEI toe aan 4,9 ml gedestilleerd water om een 1% PEI-oplossing te maken.
    2. Verdun de 1% PEI-oplossing tot 0,1% in boraatbuffer door 1 ml van de 1% PEI-oplossing toe te voegen aan 9 ml van de boraatbuffer van 25 mM.
  3. Pipetteer ~ 1 ml van de 0,1% PEI-oplossing in de micro-elektrode-array (MEA) schotel, zodat de elektroden volledig bedekt zijn(figuur 1A en 1B).
    OPMERKING: De micro-elektroden van de MEA zijn meestal samengesteld uit platinazwart of koolstofnanobuisje en geïsoleerd met polyimide (of acryl); beide materialen zijn hydrofoob. Door de MEA te coaten met een kationisch polymeer zoals PEI, wordt het hydrofobe MEA-oppervlak hydrofiel gemaakt, waardoor weefselmonsters beter contact kunnen maken met het MEA-oppervlak(figuur 1A1).
  4. Dek de MEA-schaal af met thermoplastische film om verdamping te verminderen en laat de MEA een nacht op kamertemperatuur staan(figuur 1C).
  5. Aspirateer de PEI-oplossing uit de MEA-schotel met behulp van een pipet, zorg ervoor dat u het elektroderooster niet aanraakt dat de elektroden kan beschadigen en spoel vervolgens ≥4 keer met gedestilleerd water(figuur 1D).
  6. Bewaar de MET PEI gecoate MEA onder 1-2 ml ultrapuur water en verzegeld met thermoplastische film bij 4 °C totdat het nodig is. U kunt de gecoate MEA ook bewaren door deze onder te dompelen in een bekerglas gevuld met ultrapuur water(figuur 1E).
    OPMERKING: Het PEI-coatingproces hoeft slechts één keer te worden uitgevoerd voor de MEA voordat deze voor het eerst wordt gebruikt, en na elke opnamesessie moet de MEA worden ondergedompeld in ultrapuur water.

2. Volledige Tyrode-oplossing bereiden voor weefseldissectie

  1. Maak 1.000 ml complete Tyrode's oplossing voor dissectie; voeg eerst 8,1816 g NaCl toe aan 800 ml ultrapruim water.
  2. Voeg de volgende hoeveelheid chemicaliën toe aan de oplossing: 0,4025 g KCl; 0,1633 g KH2PO4; 1.1915 g HEPES; 0,9999 g glucose; 0,0952 g MgCl2; 0,2646 g CaCl2·2H2O.
  3. Stel de pH in op 7,4 met NaOH en voeg vervolgens ultrapuur water toe tot het totale volume 1.000 ml is.
    OPMERKING: De uiteindelijke samenstelling van de oplossing van Complete Tyrode is de volgende (in mM): 140 NaCl, 5,4 KCl, 1,2 KH2PO4,5 HEPES, 5,55 glucose, 1 MgCl2,1,8 CaCl2.

3. Het bereiden van zuurstofrijke Tyrode's oplossing voor opname

  1. Maak 500 ml van tyrode's oplossing; voeg 4,003 g NaCl toe aan 400 ml ultrapruimend water.
  2. Voeg de volgende hoeveelheden chemicaliën toe aan de oplossing: 0,651 g NaHCO3; 0,042 g NaH2PO4; 0,132 g CaCl2·2H2O; 0,149 g KCl; 0,0476 g MgCl2; 0,999 g glucose.
  3. Stel de pH met HCl in op 7,4 en voeg vervolgens ultrapuur water toe tot het totale volume 500 ml is.
  4. Oxygeneer de oplossing met carbogen gedurende ten minste 30 minuten bij kamertemperatuur voordat de opname wordt gestart.
    OPMERKING: De uiteindelijke samenstelling van de Oplossing van Tyrode is de volgende (in mM): 137 NaCl, 15,5 NaHCO3, 0,7 NaH2PO4, 1,8 CaCl2, 4 KCl, 1 MgCl2, 11,1 glucose. Deze Tyrode-oplossing heeft een iets andere samenstelling dan de complete Tyrode-oplossing die wordt gebruikt voor dissectie.

4. Bereiding van 4-aminopyridine (4-AP) oplossing voor farmacologische modulatie

  1. Maak een 1 mM werkende oplossing van 4-AP; voeg 18,82 mg 4-AP toe aan 200 ml van de Tyrode-oplossing uit stap 3.
  2. Oxygeneer de 4-AP-oplossing gedurende ten minste 30 minuten vóór het experiment.

5. De petrischaal klaarmaken voor dissectie

  1. Meng siliconenelastomeercomponenten in een 10:1-verhouding (per gewicht) van de basis tot het uithardingsmiddel.
  2. Giet ~ 15 ml siliconenelastomeermengsel in een petrischaal met een diameter van 60 mm.
  3. Laat elastomeer voor gebruik 48 uur uitharden bij kamertemperatuur.
    OPMERKING: De gesiliconiseerde petrischaal kan worden hergebruikt voor toekomstige dissecties.

6. Het ontleden van de sinoatriale knoop (SAN)

  1. Bereid de oplossing van heparinized Complete Tyrode voor SAN-dissectie voor.
    1. Voeg 400 μL heparine (1.000 USP/ml) toe aan 40 ml oplossing van Complete Tyrode en verwarm in een waterbad van 37 °C.
  2. Injecteer de muis intraperitoneaal met 200-300 μL heparine (1000 USP/ml) en laat het dier 10 minuten zitten.
  3. Euthanaseer de heparinized muis door een overdosis isofluraan.
    1. Plaats de muis in een kleine glazen kamer die isofluraandampen bevat die worden gegenereerd door 200-300 μL vloeibaar isofluraan toe te voegen aan een filterpapier in een geperforeerde plastic buis.
      OPMERKING: Omdat isofluraan huidirritatie kan veroorzaken en ook door de huid kan worden opgenomen, mag de vloeistof niet rechtstreeks in contact komen met de muis. Daarom wordt het met isofluraan doordrenkte doekje voor toediening in een geperforeerde buis geplaatst.
    2. Controleer de dood door het staken van beweging en ademhalingsinspanning en door de afwezigheid van een teenknijperreflex. De dood duurt meestal ongeveer 1-2 minuten na plaatsing in de kamer.
      OPMERKING: De dood gaat meestal gepaard met urineren.
  4. Plaats de muis in rugligging op een dissectieplank met uitgestrekte poten en bevestig de poten aan het bord met behulp van 1 inch lange, 23-gauge spuitnaalden. Verwijder vervolgens de vacht in de buurt van de onderkant van de ribbenkast met behulp van een chirurgische schaar en knip de vacht bij de wortels.
    OPMERKING: Voor een dissectieplaat kunnen polystyreen koeldeksels worden gebruikt.
  5. Gebruik tijdens het vasthouden van de huid met een hemostaat een chirurgische schaar om een dwarse incisie in de huid te maken net onder de onderkant van de ribbenkast van ongeveer de linker ribbenboog naar de rechter ribbenboog(figuur 3A).
  6. Knip het peritoneum open met een chirurgische schaar en scheid de lever zorgvuldig van het diafragma, waarbij u voorzichtig bent om de lever niet te snijden, wat overmatig bloeden zal veroorzaken(figuur 3B). Insnijden van het diafragma langs de thorax om de thoracale holte bloot te leggen (Figuur 3C-D).
  7. Knip met behulp van een chirurgische schaar de zijwanden van de ribbenkast van de randen van de ribbenbogen tot aan de sleutelbeenderen om het hart bloot te leggen, waarbij u voorzichtig bent om te voorkomen dat het hart wordt beschadigd(Figuur 3D). Gebruik vervolgens een 23-gauge spuitnaald om de ribbenkast over de schouder vast te pinnen, op zijn plaats en uit de weg van het operatieveld te houden.
  8. Gebruik een transferpipet om de oplossing van Heparinized Complete Tyrode warm (37 °C) op het hart te druppelen om het vochtig te houden.
    OPMERKING: Laat het hart niet uitdrogen.
  9. Verwijder de longen door ze vast te houden met een extra fijne Graefe-tang en de luchtpijp te snijden met een chirurgische schaar(figuur 3E).
  10. Houd de apex van het hart vast met een extra fijne Graefe tang en verwijder deze door de aorta en venae cavae met een chirurgische schaar te knippen. Breng het hart over naar een petrischaal met uitgehard siliconenelastomeer(figuur 4A)en gebruik een transferpipet om het hart te baden met 2-3 ml warme (37 °C) gehepariniseerde complete tyrode-oplossing.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de delicate achterwand van de rechter atria, die de SAN bevat, en de aangesloten rechter atriumaders niet beschadigt. Het baden van het hart met de oplossing van Complete Tyrode voorkomt dat het hart uitdroogt, maar dompel het hart niet volledig onder in oplossing, omdat dit het zicht tijdens dissectie zal belemmeren.
  11. Oriënteer het hart met het rechteratrium van de experimentator rechts en het linkeratrium links van de experimentator.
    OPMERKING: Dissectie van het SAN-weefsel moet snel worden uitgevoerd om ischemie-gerelateerd letsel te voorkomen.
  12. Bevestig de top van het hart aan de schaal met een dissectiepen. Breng vervolgens, terwijl u de inferieure vena cava met Dumont #2 laminectomie tang vasthoudt, een 22 G spuitnaald door de inferieure en superieure vena cava om hun positie in het rechteratrium te lokaliseren, die ook de geschatte positie van de SAN identificeert (gelegen in het weefsel tussen de inferieure en superieure vena cava (figuur 4B).
  13. Pin met behulp van kleine dissectiespelden de linker en rechter atriumaanhangsels op de schaal.
    1. Terwijl u het linker atriumaanhangsel met Dumont #2 laminectomie tang vasthoudt, plaatst u een dissectiepen door het linker atriumaanhangsel om het op zijn plaats te houden.
    2. Terwijl u het rechter atriumaanhangsel met Dumont #55 tang vasthoudt, plaatst u een dissectiespeld door het rechter atriumaanhangsel om het op zijn plaats te houden.
      OPMERKING: Hetzelfde type tang kan worden gebruikt om de linker en rechter atrium aanhangsels vast te houden indien gewenst.
  14. Verwijder de naald van de spuit die de venae cavae overspant.
  15. Om bloed uit het hart vrij te maken, gebruikt u een Castroviejo-schaar om de top van het hart (d.w.z. de onderste helft) te verwijderen door een dwarse incisie over de ventrikels te maken(figuur 4C). Was vervolgens het hart door warme (37 °C) gehepariniseerde Complete Tyrode's oplossing toe te voegen met een transferpipet.
  16. Gebruik de Castroviejo-schaar om langs het atrioventriculaire septum te knippen en houd de incisie dichter bij de ventrikel dan de atria. Blijf snijden langs het atrioventriculaire septum totdat de boezems zijn gescheiden van de ventrikels.
  17. Snijd langs het interatriumtussenschot om het linkeratrium te verwijderen.
  18. Plaats dissectiepennen in de periferie van het rechter atrium om het plat te laten liggen(figuur 4D). Verwijder eventueel achtergebleven vet, vaten of weefsel uit het atrium met de Castroviejo schaar.
  19. Lokaliseer de SAN in het rechteratrium, dat in deze oriëntatie ongeveer wordt begrensd door de superieure vena cava (aan de bovenkant), inferieure vena cava (aan de onderkant) en cristae terminalis (aan de linkerkant)(Figuur 4D).
    OPMERKING: De crista terminalis verschijnt als een donkere gespierde richel tussen het rechter atriumaanhangsel en de SAN. Vaak is de SAN-slagader ook te zien via de SAN(Figuur 4D).

7. Het MEA-systeem voorbereiden voor opname

  1. Voeg de oplossing van Tyrode (vanaf stap 3) toe aan de fles met de ingangsoplossing (figuur 5C) en zuurstof geef deze zuurstof door de stroom carbogengas (figuur 5A) aan het systeem aan te zetten.
    OPMERKING: De voor de opname gebruikte oplossing van Tyrode verschilt enigszins van samenstelling van de oplossing van Complete Tyrode die voor de dissectie wordt gebruikt.
  2. Controleer de stroom van carbogen door bellen in de erlenmeyer te observeren, die wordt gebruikt om het gas te bevochtigen (figuur 5B) en de fles met invoeroplossing (figuur 5C).
  3. Plaats de peristaltische pompinstroomslang (figuur 5D) in de opnameoplossing van Tyrode(figuur 5C). Steek vervolgens de uitstroombuis van de peristaltische pomp in de opvangfles(figuur 5I).
  4. Stel de peristaltische pomp in op 25 tpm, wat een debiet van 2 ml / min geeft en start de pomp. Controleer het systeem op bufferlekkage of overloop.
  5. Stel de temperatuurregelaar in op 37 °C, de fysiologische temperatuur van muizen(Figuur 5E).

8. Het hartweefsel op het MEA-rooster plaatsen

  1. Breng het ontleedde SAN-weefsel met behulp van een verfkwast (figuur 6A) van de ontleed petrischaal over op het MEA-raster (figuur 1A1).
    1. Terwijl u onder een omgekeerde microscoop kijkt, plaatst u het weefsel voorzichtig met een zachte verfkwast zodat het SAN-gebied het elektroderaster bedekt.
    2. Plaats het weefsel indien nodig opnieuw om ervoor te zorgen dat het plat op het elektroderooster ligt en goed contact maakt met de elektroden.
      OPMERKING: Een zachte verfkwast is vereist voor het verplaatsen van het weefsel om beschadiging van het elektroderooster te voorkomen.
  2. Zodra het weefsel correct is geplaatst, gebruikt u een botslot (of een gebogen tang) om het gaas over het weefsel te plaatsen(figuur 6A). Gebruik vervolgens de bothamer om het harpanker (Figuur 6A) op het gaas te plaatsen om alles op zijn plaats te houden (Figuur 6B).
  3. Maak een foto van de positionering van het weefsel op de MEA, zodat de activiteit van individuele elektroden kan worden gecorreleerd met hun anatomische locatie tijdens de opname. Dit kan door een smartphone tegen het omgekeerde microscoopobject objectief te houden of door gebruik te maken van een bijgevoegde microscoopcamera.
    OPMERKING: Als de oriëntatie van de MEA niet wordt gewijzigd na het maken van de foto, verschijnt de elektrode linksboven als het eerste kanaal (Ch1) tijdens de opname.
  4. Plaats de MEA-schaal op de verbindingsplaat (figuur 5F en 6C) en plaats de perfusiedop (figuur 6C) voorzichtig op de MEA-schaal zonder het anker van de harpschijf te verstoren. De perfusiedop kan verder worden vastgezet met behulp van een stuk laboratoriumtape(figuur 6C).
    OPMERKING: Naast instelbare in- en uitstroomleidingen heeft de dop ook een poort voor de levering van gas(figuur 6C). Bovendien loopt de referentie-elektrodering door de dop(figuur 6C).
  5. Laat het weefsel herstellen van de behandeling en acclimatiseren aan de kamer gedurende 15-20 minuten voorafgaand aan de opname.

9. Het instellen van het data-acquisitieprotocol voor opname

OPMERKING: De volgende stappen beschrijven het openen van het softwareprotocol voor spontane beat-opname en het definiëren van de opnameomstandigheden. De details van deze stappen kunnen variëren afhankelijk van de specifieke software die wordt gebruikt, maar het algemene overzicht moet hetzelfde blijven.

  1. Schakel de versterker in(Figuur 5G)en stel een workflow in voor de opname in de software op de computer(Figuur 5H).
    1. Open de software en klik op de Workflow.
    2. Selecteer Nieuwe map openen.
    3. Open de map Van sjablonen.
    4. Selecteer 64MD1-1920X1080 (afhankelijk van de resolutie van uw bureaublad).
    5. Open de QT-map.
    6. Open de map Spontane opname.
    7. Selecteer Beat_recording.moflo template en open deze (Figuur 7A).
  2. Stel de opnameparameters in om het aantal sporen, traceerduur, spoorinterval, ingangsspanning, bemonsteringsfrequentie, enz. op te geven, afhankelijk van de gewenste opnameomstandigheden(figuur 7B).
    OPMERKING: Gebruik voor beatfrequentie- en interspike-gegevensacquisitie meestal een ingangsbereikspanning van 2,9 mV, een 1-Hz hoogdoorlaatfilter, een 1000-Hz laagdoorlaatfilter en een bemonsteringsfrequentie van 20 kHz.
  3. Om verschillende fasen of omstandigheden van het experiment te markeren, zoals voor en na toediening van het geneesmiddel, klikt u op het tabblad Annotaties om de gewenste notaties toe te voegen(Figuur 7C).
  4. Als u de bestandsbestemming voor de te verzamelen gegevens wilt opgeven, schakelt u het vak Opslag inschakelen in en voert u de gewenste bestandsnaam in het vak Bestandsnaam wijzigen in.

10. Het uitvoeren van de registratie en het verzamelen van gegevens

  1. Klik op de knop Opnemen en afspelen in de bovenste menubalk van de acquisitiesoftware om de opname te starten. Verkrijg gegevens voor 10 sporen van 1 min duur met intervallen van 2 minuten tussen sporen.
  2. Controleer aan de hand van deze eerste sporen of de opgenomen golfvormen consistent zijn met een gezond en hoogwaardig weefselpreparaat door te bevestigen dat de meerderheid van de opnamekanalen signaalamplitudes van ≥ 0,5 mV en identieke interpiene intervallen vertoont(figuur 8).
    OPMERKING: Een eerste beoordeling van de activiteit en golfvormen van de afzonderlijke micro-elektroden die overeenkomen met hun anatomische locaties kan worden uitgevoerd door te verwijzen naar het beeld dat is verkregen na het plaatsen van het weefsel op de MEA.
  3. Om de effecten van geneesmiddelen op het weefsel te meten, pauzeert u de opname na het verkrijgen van de eerste basislijngegevens door op de pauzeknop op de bovenste menubalk te klikken.
    OPMERKING: De geneesmiddelresponsfase van het experiment kan in de opname worden vermeld door op het tabblad Annotaties te klikken en de gewenste notatie toe te voegen zoals hierboven beschreven(Figuur 7C).
  4. Pauzeer de pomp en schakel de instroomslang van de pomp over van de normale opnameoplossing naar de oplossing van Tyrode met het gewenste geneesmiddel naar keuze.
    OPMERKING: In het voorbeeldexperiment werd de oplossing van Tyrode gebruikt met 1 mM 4-aminopyridine (4-AP).
  5. Start de pomp opnieuw op en maak de opname ongedaan om opnieuw te beginnen met het verzamelen van gegevens.
  6. Zodra de met het geneesmiddel geïnfundeerde Tyrode-oplossing het weefsel heeft bereikt, registreert u 10 sporen op dezelfde manier als eerder is gedaan voor de baseline-opnames.
    OPMERKING: Het duurt enige tijd voor tijd om de sporen te stabiliseren terwijl het medicijn in de opnamekamer wordt toegediend. Het werkingsmechanisme van het medicijn kan ook van invloed zijn op de opnamestabiliteit. Voor geneesmiddelen met omkeerbare werkingsmechanismen moet ook een uitwasperiode worden geregistreerd om het herstel van de activiteit tot de uitgangswaarden te bevestigen, wat een indicator is van gezond weefsel.
  7. Klik op Stoppen om de opnames af te ronden.
  8. Maak een laatste foto van de positionering van het weefsel op de MEA onder de microscoop voor het geval het weefsel is verschoven na de eerste opname-installatieprocedure.

11. De installatie schoonmaken na de opname

  1. Maak de MEA schoon.
    1. Verwijder na het voltooien van de opname voorzichtig de opnameoplossing uit de MEA-schotel met behulp van een micropipette van 1 ml.
      OPMERKING: Zorg ervoor dat u niet in contact komt met de MEA-elektroden die ze kunnen beschadigen.
    2. Verwijder het gaas en het harpanker met een beenhamer (of een gebogen tang). Gebruik vervolgens een verfkwast om het weefsel van het MEA-oppervlak los te maken, waarbij u altijd voorzichtig bent om de afzonderlijke micro-elektroden niet aan te raken.
    3. Spoel de MEA-schaal met ultrapijns met ultrapijns water ongeveer 3 tot 4 keer af met ultrapijns water.
    4. Bewaar de gereinigde MEA ondergedompeld in ultrapijn water bij 4 °C.
  2. Spoel de systeembuizen door er gedurende ten minste 5 minuten ultrapruim water doorheen te laten lopen met behulp van de maximale snelheidsinstelling op de peristaltische pomp.
    OPMERKING: Om schimmelgroei te voorkomen, mag er na het reinigen geen water of bufferoplossing in de slang worden achtergelaten.

12. Analyse van de MEA-opnames om de SAN-beatfrequentie te meten

  1. Open het opgeslagen geregistreerde gegevensbestand in de sjabloon "Beat_frequency_analysis" van de analysesoftware(Figuur 9).
  2. Klik op de knop Afspelen en laat de volledige opname uitvoeren om de dataset te visualiseren en de juiste analyseparameters toe te wijzen.
    1. Selecteer het binning-venster voor de gewenste weergave-indeling van de gegevens, ongeacht of deze wordt weergegeven als een gemiddelde per tracering of een gemiddelde per tijd(Figuur 10A).
    2. Selecteer de kanalen die in de analyse moeten worden opgenomen en stel de gewenste amplitudemamaxima of amplitudeminimadrempelwaarden in voor geautomatiseerde golfvormpiekidentificatie(figuur 10B).
      OPMERKING: Een afzonderlijk kanaal, een combinatie van kanalen of alle 64 kanalen kunnen in deze stap worden geselecteerd voor analyse(Figuur 9). Als de geselecteerde drempelwaarden te dicht bij de maxima en minimawaarden van de golfvorm liggen, worden sommige golfvormpieken mogelijk niet geïdentificeerd door de analysesoftware.
    3. Stel de hoeveelheid pre-spike en post-spike tijd in die in de analyse moet worden opgenomen.
      OPMERKING: Instellingen van 50 ms pre-spike en 100 ms post-spike werken meestal goed(Figuur 10B).
  3. Nadat u de analysevoorwaarden hebt ingesteld, klikt u nogmaals op de knop Afspelen om de gegevensset opnieuw uit te voeren en te bevestigen dat de analyseparameters geschikt zijn voor spike-extractie.
  4. Identificeer voor analyse de drie meest stabiele opeenvolgende sporen die een stabiele slagsnelheid vertonen voor elk spoor over de meeste kanalen, zowel tijdens de basislijnperiode van het experiment als nog eens drie opeenvolgende stabiele sporen tijdens de blootstellingsperiode van het geneesmiddel(figuur 10A).
  5. Specificeer de begin- en eindsporen voor analyse en voer de tijdsduur in van elk te analyseren spoor(figuur 9).
  6. Voordat u de analyse start, schakelt u de selectievakjes in voor zowel Beat per minuut opslaan als Interspike-interval opslaan (Figuur 10B).
  7. Voer de gewenste bestandsnaam in het vak Bestandsnaammodifier in (Afbeelding 10B). De geanalyseerde gegevens voor beatfrequentie en interspike-interval worden opgeslagen in de vorm van ASCII (tekst) formaat.
    OPMERKING: Om verschillende aandoeningen te analyseren (zoals baseline en geneesmiddelrespons), moet de analyse voor elke aandoening afzonderlijk worden uitgevoerd.
  8. Klik op de knop Afspelen en opnemen op de bovenste tabbladbalk om de analyse te starten.
  9. Als u de gegevens voor andere toepassingen wilt exporteren, schakelt u de selectievakjes beat per minuut opslaan en Interspike-interval opslaan (Figuur 10B) in. Voer de gewenste bestandsnaam in het vak Bestandsnaammodifier (Afbeelding 10B) in en klik op Opslaan om de geanalyseerde gegevens in ASCII-tekstindeling op te slaan in de geselecteerde map.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nadat het weefsel gedurende 15 minuten in de schaal is laten acclimatiseren, worden 10 sporen van één minuut geregistreerd. Ons huidige protocol registreert de activiteit gedurende meer dan een uur, maar we hebben stabiele vuurpatronen voor ≥4 uur vastgelegd in ongepubliceerde gegevens die hier niet worden weergegeven. Als een experimentele voorbereiding goed is voor het verzamelen van gegevens, moet elk opnamekanaal consistente en gelijkmatig verdeelde terugkerende golfvormen (d.w.z. pieken) van uniforme vorm voor een b...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het oefenen en beheersen van het SAN-dissectieproces is noodzakelijk omdat het weefsel kwetsbaar is en gezond weefsel noodzakelijk is voor een succesvolle opname. Tijdens de SAN-dissectie is de juiste oriëntatie essentieel om het juiste weefselgebied te verkrijgen. De oorspronkelijke oriëntatie van het hart kan echter gemakkelijk verloren gaan tijdens het dissectieproces, wat dit streven bemoeilijkt. Daarom moeten de atria visueel worden geïnspecteerd om de juiste oriëntatie links-rechts te garanderen. Meestal is het rec...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd gefinancierd door de National Institutes of Health, subsidienummers R01NS100954 en R01NS099188.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
4-AminopyridineSigmaA78403-25G
22 gauge syringe needleFisher Scientific14-826-5AGebazig voor dissectie
23 gauge syringe needleFisher Scientific14-826-6CGebazig voor dissectie
60mm Petri DishesGenesee Scientific32-105G
500mL Pyrex BottleFisher Scientific06-414-1CGebazig om oplossingen op te slaan
1000 mL Pyrex BottleFisher Scientific06-414-1DGebazig om oplossingen op te slaan
Bone ForcepsFine Science Tools16060-11
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O)Sigma-AldrichC5080-500G
Carbogen (95% O2, 5% CO2)
Castroviejo Scissors, 4"Fine Science Tools15024-10
D-(+)-GlucoseSigma-AldrichG7021-1KG
Data Acquisition PCCPU: Intel Xeon of Intel Core i7, Geheugen: 8GB, HDD: 1TB, Grafische kaart: NVIDIA of On-board, Scherm: 1920x1080
Dissection MicroscopeJenco
Dissecting PinsFine Science Tools26002-20
Dumont #2 Laminectomy ForcepsFine Science Tools11223-20
Dumont #55 ForcepsFine Science Tools11295-51
 Extra Fine Graefe ForcepsFine Science Tools11152-10
Glass ChamberGrainger49WF30Gebazig voor het euthanaseren van muizen
Harp Anchor KitWarner Instruments SHD-22CL/15 WI 64-0247
HClFisher ChemicalsSA48-4Gebazig voor pH-balans
HemostatFine Science Tools13013-14
HeparinAurobindo Pharma Limited IDA, PashamylaramNDC 63739-953-25
HEPESSigma-AldrichH3375-250G
Inverted MicroscopeMoticAE2000
IsofluranePatterson Veterinary07-893-1389
Lab TapeFisher Scientific15-950
Light for Dissection MicroscopeDolan-JennerMI150DG 660000391014
Magesium chloride (MgCl2)Sigma-Aldrich208337-100G
MED64 Head AmplifierMED64MED-A64HE1S
MED64 Main AmplifierMED64MED-A64MD1A
MED64 Perfusion CapMED64MED-KCAP01
MED64 Perfusion Pipe Holder KitMED64MED-KPK02
MED64 ThermoConnectorMED64MED-CP04
Mesh Warner Instruments640246
Microelectrode array (MEA)Alpha Med ScientificMED-R515A
Mobius SoftwareWitWerx Inc.Specifieke software voor de MED64
NaOHFisher ChemicalsS320-500Gebazig voor pH-balans
Normal SalineUltigieneNDC 50989-885-17
Paint BrushFisher ScientificNC1751733
ParafilmGenesee ScientificPM-996
Peristaltic PumpGilsonF155009
Peristaltic Pump TubingFisher Scientific14-171-2981/8'' binnendiameter
PolyethyleneimineSigmaP3143
Potassium chloride (KCl)Sigma-AldrichP9333-500G
Potassium phosphate monobasic (KH2PO4)Sigma-AldrichP5655-500G
Sodium BicarbonateSigmaS6297
Sodium chloride (NaCl)Fisher ScientificS671-3
Sylgruard Elastomer KitDow Corning184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Sodium Phosphate MonobasicSigmaS6566
Sodium tetraborateSigmaS9640
Surgical ScissorsFine Science Tools14074-09
Transfer Pipets (3mL graduated)Samco Scientific225

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Marionneau, C., et al. Specific pattern of ionic channel gene expression associated with pacemaker activity in the mouse heart. Journal of Physiology. 562 (1), 223-234 (2005).
  2. Josea, A. D., Collison, D. The normal range and determinants of the intrinsic heart rate in man. Cardiovascular Research. (4), 160-167 (1970).
  3. Peters, C. H., Sharpe, E. J., Proenza, C. Annual Review of Physiology Cardiac Pacemaker Activity and Aging. Annual Review of Physiology. 82, 21-43 (2019).
  4. Keith, A., Flack, M. The form and nature of the muscular connections between the primary divisions of the vertebrate heart. Journal of Anatomy and Physiology. 41 (3), 172-189 (1907).
  5. Wake, E., Brack, K. Characterization of the intrinsic cardiac nervous system. Autonomic Neuroscience. 199, (2016).
  6. Fedele, L., Brand, T. The intrinsic cardiac nervous system and its role in cardiac pacemaking and conduction. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 7 (4), 1-33 (2020).
  7. Mangrum, J. M., DiMarco, J. P. The evaluation and management of bradycardia. New England Journal of Medicine. 342 (10), 703-709 (2000).
  8. Adan, V., Crown, L. A. Diagnosis and treatment of Sick Sinus Syndrome. American Family Physician. 67 (8), 1725-1732 (2003).
  9. Semelka, M., Gera, J., Usman, S. Sick Sinus Syndrome: A Review. American Family Physician. 87 (10), 691-696 (2013).
  10. Zaragoza, M. V., et al. Exome sequencing identifies a novel LMNA splice-site mutation and multigenic heterozygosity of potential modifiers in a family with Sick Sinus Syndrome, dilated cardiomyopathy, and sudden cardiac death. PLoS ONE. 11 (5), 0155421(2016).
  11. Brugada, J., Campuzano, O., Arbelo, E., Sarquella-Brugada, G., Brugada, R. Present status of Brugada Syndrome: JACC State-of-the-Art Review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (9), 1046-1059 (2018).
  12. Rollin, A., et al. Prevalence, characteristics, and prognosis role of type 1 ST elevation in the peripheral ECG leads in patients with Brugada syndrome. Heart Rhythm. 10 (7), 1012-1018 (2013).
  13. Patel, N., Majeed, F., Sule, A. A. Seizure triggered by Sick Sinus Syndrome. BMJ case reports. 4, 2017222011(2017).
  14. Knecht, S., et al. Impact of pharmacological autonomic blockade on complex fractionated atrial electrograms. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 21 (7), 766-772 (2010).
  15. Saba, S., London, B., Ganz, L. Autonomic blockade unmasks maturational differences in rate-dependent atrioventricular nodal conduction and facilitation in the mouse. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 14 (2), 191-195 (2003).
  16. Shusterman, V., et al. Strain-specific patterns of autonomic nervous system activity and heart failure susceptibility in mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), 51-56 (2002).
  17. Tse, G., Tse, V., Yeo, J. M., Sun, B. Atrial anti-arrhythmic effects of heptanol in Langendorff-perfused mouse hearts. PLoS ONE. 11 (2), 0148858(2016).
  18. Tse, G., et al. Quantification of beat-to-beat variability of action potential durations in Langendorff-perfused mouse hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1578), 01578(2018).
  19. Avula, U. M. R., et al. Heterogeneity of the action potential duration is required for sustained atrial fibrillation. JCI Insight. 5 (11), 128765(2019).
  20. Jungen, C., et al. Impact of intracardiac neurons on cardiac electrophysiology and arrhythmogenesis in an ex vivo Langendorff system. Journal of Visualized Experiments. (135), e57617(2018).
  21. Quinn, A. T., Kohl, P. Cardiac mechano-electric coupling: Acute effects of mechanical stimulation on heart rate and rhythm. Physiological Reviews. 101 (1), 37-92 (2021).
  22. Ripplinger, C. M., Noujaim, S. F., Linz, D. The nervous heart. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 120 (1-3), 199-209 (2016).
  23. Pauza, D. H., Pauziene, N., Pakeltyte, G., Stropus, R. Comparative quantitative study of the intrinsic cardiac ganglia and neurons in the rat, guinea pig, dog and human as revealed by histochemical staining for acetylcholinesterase. Annals of Anatomy. 184, 125-136 (2002).
  24. Golovko, V., Gonotkov, M., Lebedeva, E. Effects of 4-aminopyridine on action potentials generation in mouse sinoauricular node strips. Physiological Reports. 3 (7), 12447(2015).
  25. Sharpe, E. J., St. Clair, J. R., Proenza, C. Methods for the isolation, culture, and functional characterization of sinoatrial node myocytes from adult mice. Journal of Visualized Experiments. (116), e54555(2016).
  26. Doi, M., Ogawa, E., Arai, T. Effect of a photosensitization reaction performed during the first 3 min after exposure of rat myocardial cells to talaporfin sodium in vitro. Lasers in Medical Science. 32 (8), 1873-1878 (2017).
  27. Takanari, H., et al. A new in vitro co-culture model using magnetic force-based nanotechnology. Journal of Cellular Physiology. 231 (10), 2249-2256 (2016).
  28. Nakashima, T., et al. Rapid electrical stimulation causes alterations in cardiac intercellular junction proteins of cardiomyocytes. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 306 (9), 1324-1333 (2014).
  29. Suzuki, S., et al. Effects of aldosterone on Cx43 gap junction expression in neonatal rat cultured cardiomyocytes. Circulation Journal. 73 (8), (2009).
  30. Horiba, M., et al. T-type Ca2+ channel blockers prevent cardiac cell hypertrophy through an inhibition of calcineurin-NFAT3 activation as well as L-type Ca2+ channel blockers. Life Sciences. 82 (11-12), 554-560 (2008).
  31. Inoue, N., et al. Rapid electrical stimulation of contraction modulates gap junction protein in neonatal rat cultured cardiomyocytes: involvement of mitogen-activated protein kinases and effects of angiotensin II receptor agonist. Journal of the American College of Cardiology. 44 (4), 914-922 (2004).
  32. Aalders, J., et al. Effects of fibrillin mutations on the behavior of heart muscle cells in Marfan syndrome. Scientific Reports. 10 (16756), (2020).
  33. Matsuura, K., et al. Creation of mouse embryonic stem cell-derived cardiac cell sheets. Biomaterials. 32 (30), 7355-7362 (2011).
  34. Fujita, H., Shimizu, K., Nagamori, E. Application of a cell sheet-polymer film complex with temperature sensitivity for increased mechanical strength and cell alignment capability. Biotechnology and Bioengineering. 103 (2), 370-377 (2009).
  35. Baba, S., et al. Generation of cardiac and endothelial cells from neonatal mouse testis-derived multipotent germline stem cells. Stem Cells. 25 (6), 1375-1383 (2007).
  36. Baba, S., et al. Flk1+ cardiac stem/progenitor cells derived from embryonic stem cells improve cardiac function in a dilated cardiomyopathy mouse model. Cardiovascular Research. 76 (1), 119-131 (2007).
  37. Shimizu, K., et al. Construction of multi-layered cardiomyocyte sheets using magnetite nanoparticles and magnetic force. Biotechnology and Bioengineering. 96 (4), 803-809 (2007).
  38. Haraguchi, Y., Shimizu, T., Yamato, M., Kikuchi, A., Okano, T. Electrical coupling of cardiomyocyte sheets occurs rapidly via functional gap junction formation. Biomaterials. 27 (27), 4765-4774 (2006).
  39. Miyagawa, S., et al. Tissue cardiomyoplasty using bioengineered contractile cardiomyocyte sheets to repair damaged myocardium: Their integration with recipient myocardium. Transplantation. 80 (11), 1586-1595 (2005).
  40. Watts, M., et al. Decreased bioavailability of hydrogen sulfide links vascular endothelium and atrial remodeling in atrial fibrillation. Redox Biology. 38, 101817(2021).
  41. Feng, Y., Cao, H., Zhang, Y. Prediction model of sinoatrial node field potential using high order partial least squares. Bio-Medical Materials and Engineering. 26, 1805-1811 (2015).
  42. Feng, Y., Cao, H., Wang, Y., Zhang, Y. Fuzzy linguistic prediction model for sinoatrial node field potential analysis in acute hyperglycemia environment. Bio-Medical Materials and Engineering. 26, Suppl 1 881-887 (2015).
  43. Suzuki, K., Matsumoto, A., Nishida, H., Reien, Y., Maruyama, H., Nakaya, H. Termination of aconitine-induced atrial fibrillation by the KACh-channel blocker tertiapin: underlying electrophysiological mechanism. Journal of Pharmacological Sciences. 125 (4), 406-414 (2014).
  44. Chang, S. -L., et al. Heart failure enhances arrhythmogenesis in pulmonary veins. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 38 (10), 666-674 (2011).
  45. Wang, Y. -J., et al. Time-dependent block of ultrarapid-delayed rectifier K+ currents by aconitine, a potent cardiotoxin, in heart-derived H9c2 myoblasts and in neonatal rat ventricular myocytes. Toxicological Sciences. 106 (2), 454-463 (2008).
  46. Lai, Y. -J., Huang, E. Y. -K., Yeh, H. -I., Chen, Y. -L., Lin, J. J. -C., Lin, C. -I. On the mechanisms of arrhythmias in the myocardium of mXinα-deficient murine left atrial-pulmonary veins. Life Sciences. 83 (7-8), 272-283 (2008).
  47. Gustafson-Wagner, E. A., et al. Loss of mXinα, an intercalated disk protein, results in cardiac hypertrophy and cardiomyopathy with conduction defects. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (5), 2680-2692 (2007).
  48. Clark, R. B., et al. A rapidly activating delayed rectifier K+ current regulates pacemaker activity in adult mouse sinoatrial node cells. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286, 1757-1766 (2004).
  49. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  50. Nikmaram, M. R., et al. Characterization of the effects of Ryanodine, TTX, E-4031 and 4-AP on the sinoatrial and atrioventricular nodes. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 96 (1-3), 452-464 (2008).
  51. Fenske, S., et al. Comprehensive multilevel in vivo and in vitro analysis of heart rate fluctuations in mice by ECG telemetry and electrophysiology. Nature Protocols. 11 (1), 61-86 (2016).
  52. Masé, M., Glass, L., Ravelli, F. A model for mechano-electrical feedback effects on atrial flutter interval variability. Bulletin of Mathematical Biology. 70 (5), 1326-1347 (2008).
  53. Franz, M. R., Bode, F. Mechano-electrical feedback underlying arrhythmias: The atrial fibrillation case. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 82 (1-3), 163-174 (2003).
  54. Bucchi, A., Tognati, A., Milanesi, R., Baruscotti, M., DiFrancesco, D. Properties of ivabradine-induced block of HCN1 and HCN4 pacemaker channels. Journal of Physiology. 572 (2), 335-346 (2006).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Intrinsic Heart RateMouse Heart PreparationPacemaker CellsExtracellular Field PotentialsPharmacological InterrogationBeat Frequency AnalysisElectrophysiology Techniques

Gerelateerde artikelen