Method Article

Kwaliteitsgecontroleerde sputumanalyse door flowcytometrie

DOI:

10.3791/62785

⸱

August 9th, 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1bioAffinity Technologies, 2Department of Cell Systems & Anatomy, The University of Texas Health Science Center at San Antonio

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol beschrijft een efficiënte methode voor het dissociëren van sputum in een enkele celsuspensie en de daaropvolgende karakterisering van cellulaire subsets op standaard flowcytometrische platforms.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sputum, veel gebruikt om de cellulaire inhoud en andere micro-omgevingskenmerken te bestuderen om de gezondheid van de long te begrijpen, wordt traditioneel geanalyseerd met behulp van cytologie-gebaseerde methodologieën. Het nut ervan is beperkt omdat het lezen van de dia's tijdrovend is en zeer gespecialiseerd personeel vereist. Bovendien maakt uitgebreid puin en de aanwezigheid van te veel plaveiselepitheelcellen (SECs), of wangcellen, een monster vaak ongeschikt voor diagnose. Flowcytometrie daarentegen maakt fenotypering met hoge doorvoer van cellulaire populaties mogelijk, terwijl tegelijkertijd puin en SECs worden uitgesloten.

Het hier gepresenteerde protocol beschrijft een efficiënte methode om sputum te dissociëren in een enkele celsuspensie, antilichaamkleuring en cellulaire populaties te fixeren en monsters te verkrijgen op een flowcytometrisch platform. Een gating-strategie die de uitsluiting van puin, dode cellen (inclusief SECs) en celdubbelts beschrijft, wordt hier gepresenteerd. Verder legt dit werk ook uit hoe levensvatbare, enkele sputumcellen kunnen worden geanalyseerd op basis van een cluster van differentiatie (CD)45 positieve en negatieve populaties om hematopoëtische en epitheliale afstammingssubsets te karakteriseren. Een kwaliteitscontrolemaatregel wordt ook geleverd door longspecifieke macrofagen te identificeren als bewijs dat een monster is afgeleid van de long en geen speeksel is. Ten slotte is aangetoond dat deze methode kan worden toegepast op verschillende cytometrische platforms door sputumprofielen van dezelfde patiënt te verstrekken die op drie flowcytometers zijn geanalyseerd; Navios EX, LSR II en Lyric. Bovendien kan dit protocol worden gewijzigd om extra cellulaire markers van belang op te nemen. Een methode om een volledig sputummonster te analyseren op een flowcytometrisch platform wordt hier gepresenteerd dat sputum geschikt maakt voor het ontwikkelen van high-throughput diagnostiek van longziekte.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Technische vooruitgang in de hardware en software van flowcytometers heeft het mogelijk gemaakt om veel verschillende celpopulaties tegelijkertijd te identificeren1,2,3,4. Het gebruik van de flowcytometer in hematopoëtisch celonderzoek heeft bijvoorbeeld geleid tot een veel beter begrip van het immuunsysteem2 en de cellulaire hiërarchie van het hematopoëtische systeem5, evenals het diagnostische onderscheid van een veelheid aan verschillende bloedkankers6,7,8. Hoewel de meeste sputumcellen van hematopoëtische oorsprong zijn9,10,11, is flowcytometrie niet op grote schaal toegepast op sputumanalyse voor diagnostische doeleinden. Verschillende studies suggereren echter dat de evaluatie van immuuncelpopulaties in sputum (de belangrijkste subset van cellen) van grote hulp kan zijn bij het diagnosticeren en / of monitoren van ziekten zoals astma en chronische obstructieve longziekte (COPD)12,13,14,15. Bovendien maakt het bestaan van epitheliale specifieke markers die kunnen worden gebruikt in flowcytometrie de ondervraging van de volgende belangrijkste subset van cellen in sputum, longepitheelcellen mogelijk.

Naast het vermogen om veel verschillende celpopulaties van verschillende weefseloorsprongen te analyseren, kan een flowcytometer grote aantallen cellen in een relatief korte periode evalueren. Ter vergelijking: op dia's gebaseerde, cytologische soorten analyses vereisen vaak zeer gespecialiseerd personeel en / of apparatuur. Deze analyses kunnen arbeidsintensief zijn, wat ertoe leidt dat slechts een deel van het sputummonster wordt geanalyseerd16.

Drie kritieke problemen beperken het wijdverbreide gebruik van sputum in flowcytometrie. Het eerste probleem heeft betrekking op het verzamelen van sputum. Sputum wordt verzameld door middel van een hoest die slijm uit de longen in de mondholte verdrijft en vervolgens in een verzamelbeker spuugt. Omdat het slijm door de mondholte reist, is er een grote kans op SEC-besmetting. Deze verontreiniging bemoeilijkt de monsteranalyse, maar het probleem kan gemakkelijk worden verholpen op een flowcytometrisch platform, zoals blijkt uit deze studie.

Niet iedereen kan spontaan sputum produceren; daarom zijn er verschillende apparaten ontwikkeld om te helpen bij het verzamelen van sputum op een niet-invasieve manier17. De vernevelaar is zo'n apparaat en er is aangetoond dat het betrouwbare sputummonsters produceert18,19,20. Hoewel de vernevelaar een zeer effectieve manier is om sputum niet-invasief te verzamelen, vereist het gebruik ervan nog steeds een instelling in een medische faciliteit met gespecialiseerd personeel21. Handheld-apparaten zoals de longfluit22,23,24 en de acapella16,25 kunnen daarentegen thuis worden gebruikt omdat ze zeer gebruiksvriendelijk zijn. Deze hulpmiddelen zijn zowel veilig als kosteneffectief.

Voor ons gaf de acapella consistent betere resultaten dan de longfluit16, en daarom is het acapella-apparaat gekozen voor sputumcollecties. Er werd besloten tot een 3-daags verzamelmonster omdat het primaire doel voor het gebruik van sputum het ontwikkelen van een longkankerdetectietest16 is. Het is aangetoond dat een 3-daagse steekproef de kans op detectie van longkanker verhoogt in vergelijking met een 1- of 2-daagse steekproef26,27,28. Andere methoden voor het verzamelen van sputum kunnen echter de voorkeur hebben voor verschillende doeleinden. Als een andere sputumverzamelingsmethode wordt gebruikt dan de hier beschreven methode, wordt aanbevolen om elk antilichaam of kleurstof dat wordt gebruikt voor flowcytometrische analyse zorgvuldig te titreren; er zijn zeer weinig gegevens beschikbaar over hoe verschillende sputumverzamelingsmethoden de beoogde eiwitten voor flowcytometrie beïnvloeden.

Het tweede probleem dat het enthousiasme voor het gebruik van sputum voor diagnostiek, voornamelijk gerelateerd aan flowcytometrie, dempt, is het celnummer. Het probleem is het verzamelen van voldoende levensvatbare cellen voor een betrouwbare analyse. Twee studies toonden aan dat sputummonsters verzameld door niet-invasieve methoden, met behulp van een hulpmiddel, voldoende levensvatbare cellen bevatten die kunnen worden gebruikt in klinische diagnose- of onderzoeksstudies16,24. Geen van deze studies ging echter in op de kwestie van celaantallen met betrekking tot flowcytometrie.

Voor de studies die de basis vormen voor dit protocol, werden sputummonsters verzameld van deelnemers met een hoog risico op het ontwikkelen van longkanker volgens goedgekeurde institutionele richtlijnen voor elke onderzoekslocatie. Deelnemers met een hoog risico werden gedefinieerd als tussen 55-75 jaar, 30 pakjaren gerookt en niet gestopt met roken in de afgelopen 15 jaar. Patiënten kregen te zien hoe ze het acapella-apparaat moesten gebruiken volgens de instructies van de fabrikant29 en verzamelden sputum gedurende drie opeenvolgende dagen thuis. Het monster werd tot de laatste verzameling in de koelkast bewaard. Op de laatste ophaaldag werd het monster 's nachts met een bevroren coldpack naar het laboratorium verscheept. De monsters werden verwerkt tot een enkele celsuspensie op de dag dat ze werden ontvangen. Met deze methode van sputumverzameling worden meer dan voldoende levensvatbare cellen verkregen voor een betrouwbare flowcytometrische analyse.

Ten slotte, en gerelateerd aan de vorige kwestie van het celnummer, is de vraag hoe de sputumcellen uit zijn mucineuze omgeving kunnen worden bevrijd. Hoe kunnen de cellen levensvatbaar worden gehouden en een enkele celsuspensie creëren die de flowcytometer niet verstopt? Gebaseerd op het eerste werk van Pizzichini et al.30 en Miller et al.31, beschrijft dit protocol een eenvoudige en betrouwbare methode voor sputumverwerking tot een enkele celsuspensie die geschikt is voor flowcytometrische analyse. Deze methode heeft gevestigde richtlijnen in flowcytometrie32,33,34 gebruikt om een efficiënte antilichaametiketteringsstrategie te ontwikkelen om hematopoëtische en epitheelcellen in sputum te identificeren en instrumentinstellingen, kwaliteitscontrolemaatregelen en analyserichtlijnen te bieden die sputumanalyse standaardiseren op een flowcytometrisch platform.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle stappen van de sputumverwerking worden uitgevoerd in een biologische veiligheidskast met geschikte persoonlijke beschermingsmiddelen.

1. Reagensvoorbereiding voordat met sputumdissociatie wordt begonnen

  1. Ontdooi 1% paraformaldehyde (PFA), 25 ml per monster op ijs en houd koud tot gebruik.
    LET OP: PFA is giftig bij inademing en huidcontact. Bereid het fixeermiddel volgens de instructies van de fabrikant en vries het tot gebruik in bij -20 °C in 25 ml aliquots.
  2. Benader het gewicht van het monster en ontdooi voldoende 0,1% Dithiothreitol (DTT) voor stap 2.2 en breng het op 37 °C. (Aliquots van DTT moeten vóór gebruik bij -20 °C worden bewaard.)
  3. Breng voldoende 0,5% N-acetyl- L-cysteïne (NAC) tot 37 °C voor stap 2.2. (NAC moet wekelijks vers worden gemaakt en vóór gebruik bij 4 °C worden bewaard.)

2. Sputumdissociatie

  1. Weeg het sputummonster om de volumes dissociatiereagentia te bepalen.
    OPMERKING: Een monster wordt als klein beschouwd als het begingewicht ≤3 g is, gemiddeld als >3 g maar ≤8 g, groot als >8 maar ≤16 g, en extra groot als een monster >16 g weegt. De indicaties small, medium, large en extra-large worden in het hele protocol gebruikt. De hoeveelheid reagentia die nodig is voor dissociatie en etikettering verschilt afhankelijk van de grootte van het sputummonster.
  2. Breng een klein monster over naar een schone conische buis van 50 ml, een medium monster naar een schone plastic wegwerpfles van 250 ml of een groot en extra groot monster naar een schone plastic wegwerpfles van 500 ml. Voeg 1 ml/g monstergewicht van 0,5% NAC en 4 ml/g monstergewicht van 0,1% DTT toe.
  3. Vortex op maximale snelheid (gedurende 15 s) en vervolgens rocken bij kamertemperatuur (op maximale snelheid) gedurende 15 minuten.
  4. Verdun het monster met vier volumes Hank's Balanced Salt Solution (HBSS) (gebaseerd op het totale volume monster + reagentia) om de NAC en DTT te neutraliseren; vortex snel op maximale snelheid en gesteente bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten op maximale snelheid.
  5. Filtreer de celsuspensie door 100 μm nylon mesh celzeef(en) in een of meer conische centrifugebuizen van 50 ml om een eencellige suspensie te creëren.
  6. Centrifugeer de cellen bij 800 x g gedurende 10 minuten bij 4 °C. Zuig het supernatant op, combineer alle pellets in één conische buis van 15 ml en was de pellets vervolgens met HBSS onder dezelfde omstandigheden.
  7. Resuspend de celkorrel in een volume buffer dat wordt bepaald door het begingewicht van het sputummonster.
    OPMERKING: Een klein monster wordt geresuspendeerd in 250 μL HBSS. Een mediummonster wordt geresuspendeerd in 760 μL HBSS. Grote en extra grote monsters worden geresuspendeerd in 1460 μL HBSS.
  8. Neem een aliquot van de celsuspensie voor een levend/dood celgetal met Trypan Blue.
    OPMERKING: Gebruik voor een klein monster 5 μL. Gebruik voor een medium, groot of extra groot monster 10 μL. Verdun 1:10 met HBSS.
    1. Meng 10 μL van de sputumverdunning met 30 μL 0,4% Trypan Blue om een uiteindelijke monsterverdunning van 1:40 te bereiken. Laad in de telkamers van een hemocytometer voor een celtelling.
      OPMERKING: Het kan nodig zijn om de uiteindelijke verdunning aan te passen als de celaantallen te laag of te hoog zijn om een nauwkeurige telling te bereiken. Het raadplegen van Guiot et al.20 voor het correct onderscheiden van sputumcellen van SECs en puin wordt hier sterk aanbevolen. Dit is essentieel voor een nauwkeurig celgetal.
  9. Verwijder uit het extra grote monster 50 x 106 cellen uit het totaal en voeg toe aan een nieuwe buis met voldoende toegevoegde HBSS om een totaal volume van 1700 μL te creëren.
    OPMERKING: Beschouw dit als een grote steekproef voor de rest van het protocol. Overgebleven monsters kunnen worden weggegooid of voor andere doeleinden worden gebruikt.

3. Antilichaam en levensvatbaarheid kleurstof kleuring

  1. Keuze van antilichaam en kleurstof
    OPMERKING: Tabel 1 toont de antilichamen en levensvatbaarheidskleurstof die in dit protocol worden gebruikt en de celpopulaties die zij identificeren.
    1. Label de buisjes met de sputumcellen (zie tabel 2 voor etiketten).
    2. Gebruik 5 ml flowcytometriebuizen (compatibel met de gebruikte flowcytometer) voor de monsterbuis met de niet-gekleurde cellen en de buis met de isotypecontrole. Gebruik 15 ml conische buizen voor de bloed- en epitheliale buismonsters.
      OPMERKING: Deze monsters worden overgebracht naar flowcytometriebuizen na antilichaamkleuring en -fixatie.
  2. Label de compensatiebuizen (tabel 3).
    OPMERKING: Gebruik 5 ml flowcytometriebuizen die compatibel zijn met de gebruikte flowcytometer.
  3. Voeg de hoeveelheid HBSS, antilichaam en/of kleurstof toe aan elk van de sputumcelbuizen en compensatiebuizen zoals aangegeven in respectievelijk tabel 2 en tabel 3.
    OPMERKING: Voeg buffer (HBBS), antilichamen en kleurstof toe aan alle buizen voordat u cellen of compensatieparels toevoegt om ervoor te zorgen dat de kleuringstijd van alle buizen consistent is.
  4. Voeg de in tabel 2 vermelde hoeveelheden sputumcelvolume toe aan de testbuizen.
  5. Voeg compensatieparels toe aan de compensatiebuizen zoals vermeld in tabel 3.
  6. Incubeer alle buizen (assay- en compensatiebuizen) op ijs, beschermd tegen licht, gedurende 35 minuten. Vul vervolgens de buizen met ijskoud HBSS en centrifugeer bij 4 °C gedurende 10 minuten bij 800 x g.
  7. Zuig voor de compensatiebuizen het supernatant zo dicht mogelijk bij de pellets aan en veeg de pellets los om los te maken.
  8. Voeg 0,5 ml koude HBSS toe aan de compensatiebuizen, bewaar ze op het ijs bij 4 °C en bescherm ze tegen licht totdat ze nodig zijn voor flowcytometrie-analyse.
  9. Zuig het supernatant na centrifugering (stap 3.6 van de antilichaamkleuringssectie) uit de onbevlekte isotype-, bloed- en epitheelbuizen en maak de pellets los door de buizen te vegen.

4. Fixatie met 1% paraformaldehyde (PFA)

  1. Voeg koude 1% PFA (die inmiddels ontdooid zou moeten zijn) toe aan de onbevlekte, isotype-, bloed- en epitheliale buizen; 2 ml naar de onbevlekte en isotypebuizen en 10 ml naar de bloed- en epitheelbuizen.
  2. Incubeer de buizen op ijs, beschermd tegen licht gedurende 1 uur. Vortex snel op maximale snelheid na 30 min.
  3. Vul de tubes met ijskoude HBSS. Centrifugeer vervolgens buizen bij 4 °C gedurende 10 minuten bij 1600 x g.
  4. Adem zoveel mogelijk bovennatuurlijk mogelijk op zonder de celkorrel te verstoren en veeg met de vingers over de buis om de cellen los te maken.
  5. Voeg 200 μL koude HBSS toe aan de ongevlekte en isotypebuizen.
  6. Bereken het volume HBSS voor resuspensie van het bloed en de epitheelbuis volgens het totale celgetal.
    OPMERKING: Resuspensievolume = 0,15 x [totaal celgetal (stap 8 van sputumdissociatie) / 106]. Gebruik 50 x 106 als celgetal voor een extra groot monster.
  7. Bewaar alle monsters en compensatiebuizen, beschermd tegen licht op het ijs bij 4 °C totdat de flowcytometrieanalyse is uitgevoerd.
    OPMERKING: Dit protocol is niet langer dan 24 uur getest voor opslag.

5. Gegevensverzameling op de flowcytometer

  1. Pas de juiste opstartprocedures toe voor de gebruikte flowcytometer.
    OPMERKING: Dit gedeelte van het protocol gaat ervan uit dat de persoon die de flowcytometer bedient, is getraind in het gebruik van het instrument dat voor hen beschikbaar is, met name met betrekking tot dagelijkse procedures, waaronder het controleren van de stabiliteit van de optica- en fluidics-systemen, technieken voor het standaardiseren van lichtverstrooiing en fluorescentie-intensiteit, evenals het berekenen en toepassen van de juiste compensatiematrix.
  2. Gebruik het mengsel van NIST-kralen (National Institute of Standards and Technology) om ervoor te zorgen dat voorwaartse verstrooiings- en zijverstrooiingsspanningen zijn ingesteld om de NIST-kralen te plaatsen om het hele perceel te overspannen zonder de kralen te dicht bij de assen te plaatsen.
    OPMERKING: Deze stap is cruciaal om ervoor te zorgen dat vuil kleiner dan 5 μm kan worden geëlimineerd door gating post-acquisitie analyse. Afhankelijk van de gebruikte flowcytometer, moet u er rekening mee houden dat de kleinste kralen niet worden uitgesloten met de drempel (bij gebruik van de LSR II of de Lyric) of met de hoge discriminator (met behulp van de Navios EX flowcytometer). Voor de Navios EX werd een versterking van 2 gebruikt voor de voorwaartse en zijverstrooiing, een spanning van 236 voor voorwaartse spreiding en 250 voor zijverstrooiing. Voor de LSR II werd een voorwaartse verstrooiingsspanning van 165 en een zijdelingse verstrooiingsspanning van 190 gebruikt.
  3. Stel het debiet in op gemiddeld (LSR II) of hoog (Navios EX).
    OPMERKING: Het gemiddelde of hoge debiet voor de meeste instrumenten kan worden gebruikt om de sputumbuizen te verkrijgen. Het is belangrijk op te merken dat het gebruik van een te lage stroomsnelheid of te verdunning van het monster ertoe kan leiden dat de cellen bezinken, wat resulteert in verhoogde vortexing die niet gewenst is. Daarom moet het vasthouden aan het berekende resuspensievolume in stap 4.6 resulteren in cellulaire dichtheid die snel kan worden verkregen, maar de machine niet verstoppen.
  4. Pas de spanningen aan voor elke parameter die wordt gebruikt voor de scatter- en fluorescentieparameters om de celpopulaties op de schaal te plaatsen. Gebruik de cijfers met de gating-strategie als leidraad voor het aanpassen van de spanningen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat alle benodigde parameters vóór de acquisitie zijn geselecteerd in het parameterselectievenster, anders worden er geen gegevens verzameld.
  5. Verkrijg eerst gegevens voor het niet-gekleurde sputummonster, gevolgd door het isotype-gekleurde monster en vervolgens de bloedbuis en de epitheelbuis.
    OPMERKING: Als de celsuspensie te geconcentreerd is om de flowcytometer in staat te stellen de monsters zonder verstopping uit te voeren, kunnen de monsters verder worden verdund met HBSS.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit protocol is ontwikkeld met een klinische laboratoriumomgeving in het achterhoofd. De focus tijdens de ontwikkeling van het protocol lag op eenvoud, efficiëntie en reproduceerbaarheid. Het bleek dat de meest tijdrovende stap in de verwerking van sputum het tellen van de cellen was. Daarom is het protocol zo opgezet dat sputumverwerking en celetikettering onafhankelijk van het tellen van cellen kunnen worden uitgevoerd zonder tijdverlies. Een nauwkeurig celgetal, dat nog steeds nodig is om het monster op de juiste mani...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De cellulaire inhoud van sputum omvat een grote verscheidenheid aan brede cellen, vaak vergezeld van veel puin37. Bovendien vereist sputumanalyse een kwaliteitscontrole die bevestigt dat het monster wordt verzameld uit de long in plaats van de mondholte38. Daarom is het niet zo eenvoudig om sputum te analyseren door flowcytometrie als voor bijvoorbeeld bloed, dat een veel schonere en homogene celsuspensie vrijgeeft. Dit protocol heeft al deze problemen aangepakt: het bieden...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle auteurs zijn voormalige of huidige medewerkers van bioAffinity Technologies.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We willen David Rodriguez bedanken voor zijn hulp bij de figuurvoorbereiding. Sputummonsters werden uitgevoerd op de BD LSR II in de UT Health San Antonio Flow Cytometry Shared Resource Facility, ondersteund door UT Health, NIH-NCI P30 CA054174-20 (CTRC bij UT Health) en UL1 TR001120 (CTSA-subsidie).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1% Paraformaldehyde Flow-FixPolysciences25037
100 µM nylon cell strainers, Falcon #352360Fisher Scientific08-771-19
3 M NaOHEMDSX0593-1
50 mL conische falconbuisFisher Scientific14-432-22
Alexa488 anti-human CD19BioLegend302219
Alexa488 anti-human CD3BioLegend300415
Alexa488 anti-human cytokeratineBioLegend628608
Alexa488 PanCK, CD3 en CD19 IsotypeBioLegend400129
BV510 anti-human CD45BioLegend304036
CD66b FITC isotypeBD Biosciences555748
CompBead Plus CompensatiekralenBD Biosciences560497
Corning Polystyrene wegwerpbare steriele fles 250 mLFisher Scientific09-761-4
Corning Polystyrene wegwerpbare steriele fles 500 mLFisher Scientific09-761-10
CS&T kralenBD Biosciences655051
DTTFisher ScientificBP172-5
FITC anti-human CD66bGeneTexGTX75907
Fixable Viability StainBD Biosciences564406
FlowCheckBeckman CoulterA69183
FlowSetBeckman CoulterA69184
HBSSFisher Scientific14-175-095
NACSigma-AldrichA9165
NIST Beads, 05 μMPolysciences64080
NIST Beads, 20 μMPolysciences64160
NIST Beads, 30 μMPolysciences64170
PE anti-human CD45BioLegend304039
PE-CF594 anti-human EpCAMBD Biosciences565399
PE-CF594 CD206/EpCAM IsotypeBD Biosciences562292
PE-CR594 anti-human CD206BD Biosciences564063
Natriumcitraat dihydraatEMDSX0445-1
Trypan Blauw oplossing, 0,4%Fisher Scientific15250061

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lugli, E., Roederer, M., Cossarizza, A. Data analysis in flow cytometry: the future just started. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (7), 705-713 (2010).
  2. Perfetto, S. P., Chattopadhyay, P. K., Roederer, M. Seventeen-colour flow cytometry: unravelling the immune system. Nature Reviews. Immunology. 4 (8), 648-655 (2004).
  3. Chattopadhyay, P. K., Roederer, M. Cytometry: today's technology and tomorrow's horizons. Methods. 57 (3), San Diego, Calif. 251-258 (2012).
  4. Robinson, J. P., Roederer, M. History of science. Flow cytometry strikes gold. Science. 350 (6262), New York, N.Y. 739-740 (2015).
  5. Orfao, A., et al. Immunophenotypic dissection of normal hematopoiesis. Journal of Immunological Methods. 475, 112684(2019).
  6. Craig, F. E., Foon, K. A. Flow cytometric immunophenotyping for hematologic neoplasms. Blood. 111 (8), 3941-3967 (2008).
  7. Bento, L. C., et al. The use of flow cytometry in myelodysplastic syndromes: A review. Frontiers in Oncology. 7, 270(2017).
  8. Della Porta, M. G., Picone, C. Diagnostic utility of flow cytometry in myelodysplastic syndromes. Mediterranean Journal of Hematology and Infectious Diseases. 9 (1), 2017017(2017).
  9. Belda, J., et al. Induced sputum cell counts in healthy adults. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 161 (2), Pt 1 475-478 (2000).
  10. Spanevello, A., et al. Induced sputum cellularity. Reference values and distribution in normal volunteers. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 162 (3), Pt 1 1172-1174 (2000).
  11. Thomas, R. A., et al. The influence of age on induced sputum differential cell counts in normal subjects. Chest. 126 (6), 1811-1814 (2004).
  12. Hastie, A. T., et al. Mixed sputum granulocyte longitudinal impact on lung function in the severe asthma research program. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 203 (7), 882-892 (2021).
  13. Hastie, A. T., et al. Association of sputum and blood eosinophil concentrations with clinical measures of COPD severity: an analysis of the SPIROMICS cohort. The Lancet. Respiratory Medicine. 5 (12), 956-967 (2017).
  14. Kim, J., et al. Innate immune crosstalk in asthmatic airways: Innate lymphoid cells coordinate polarization of lung macrophages. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (5), 1769-1782 (2019).
  15. Bai, Y., Zhou, Q., Fang, Q., Song, L., Chen, K. Inflammatory cytokines and T-Lymphocyte subsets in serum and sputum in patients with bronchial asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Medical Science Monitor: International Medical Journal of Experimental and Clinical Research. 25, 2206-2210 (2019).
  16. Patriquin, L., et al. Early detection of lung cancer with meso tetra (4-Carboxyphenyl) porphyrin-labeled sputum. Journal of Thoracic Oncology. 10 (9), 1311-1318 (2015).
  17. Hristara-Papadopoulou, A., Tsanakas, J., Diomou, G., Papadopoulou, O. Current devices of respiratory physiotherapy. Hippokratia. 12 (4), 211-220 (2008).
  18. Fahy, J. V., Liu, J., Wong, H., Boushey, H. A. Cellular and biochemical analysis of induced sputum from asthmatic and from healthy subjects. The American Review of Respiratory Disease. 147 (5), 1126-1131 (1993).
  19. Alexis, N., Soukup, J., Ghio, A., Becker, S. Sputum phagocytes from healthy individuals are functional and activated: a flow cytometric comparison with cells in bronchoalveolar lavage and peripheral blood. Clinical Immunology. 97 (1), 21-32 (2000).
  20. Guiot, J., et al. Methodology for sputum induction and laboratory processing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (130), e56612(2017).
  21. Paggiaro, P. L., et al. Sputum induction. The European Respiratory Journal. Supplement. 37, 3-8 (2002).
  22. Anjuman, N., Li, N., Guarnera, M., Stass, S. A., Jiang, F. Evaluation of lung flute in sputum samples for molecular analysis of lung cancer. Clinical and Translational Medicine. 2, 15(2013).
  23. Sethi, S., Yin, J., Anderson, P. K. Lung flute improves symptoms and health status in COPD with chronic bronchitis: A 26 week randomized controlled trial. Clinical and Translational Medicine. 3, 29(2014).
  24. Su, J., et al. Analysis of lung flute-collected sputum for lung cancer diagnosis. Biomarker Insights. 10, 55-61 (2015).
  25. Naraparaju, S., Vaishali, K., Venkatesan, P., Acharya, V. A comparison of the Acapella and a threshold inspiratory muscle trainer for sputum clearance in bronchiectasis-A pilot study. Physiotherapy Theory and Practice. 26 (6), 353-357 (2010).
  26. Hinson, K. F., Kuper, S. W. The diagnosis of lung cancer by examination of sputum. Thorax. 18, 350-353 (1963).
  27. Johnston, W. W., Bossen, E. H. Ten years of respiratory cytopathology at Duke University Medical Center. I. The cytopathologic diagnosis of lung cancer during the years 1970 to 1974, noting the significance of specimen number and type. Acta Cytologica. 25 (2), 103-107 (1981).
  28. Ng, A. B., Horak, G. C. Factors significant in the diagnostic accuracy of lung cytology in bronchial washing and sputum samples. II. Sputum samples. Acta Cytologica. 27 (4), 397-402 (1983).
  29. Smiths Medical Videos. , Available from: https://videos.smiths-medical.com/search?q=acapella&page=1 (2021).
  30. Pizzichini, E., et al. Indices of airway inflammation in induced sputum: reproducibility and validity of cell and fluid-phase measurements. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 154 (2), 308-317 (1996).
  31. Miller, H. R., Phipps, P. H., Rossier, E. Reduction of nonspecific fluorescence in respiratory specimens by pretreatment with N-acetylcysteine. Journal of Clinical Microbiology. 24 (3), 470-471 (1986).
  32. Baumgarth, N., Roederer, M. A practical approach to multicolor flow cytometry for immunophenotyping. Journal of Immunological Methods. 243 (1-2), 77-97 (2000).
  33. Maecker, H. T., Trotter, J. Flow cytometry controls, instrument setup, and the determination of positivity. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 69 (9), 1037-1042 (2006).
  34. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). European Journal of Immunology. 49 (10), 1457(2019).
  35. Stewart, C. C., Stewart, S. J. Titering antibodies. Current Protocols in Cytometry. , Chapter 4, Unit 4.1 (2001).
  36. Kasai, Y., et al. biopsy of human oral mucosal epithelial cells as a quality control of the cell source for fabrication of transplantable epithelial cell sheets for regenerative medicine. Regenerative Therapy. 4, 71-77 (2016).
  37. Kini, S. R. Color Atlas of Pulmonary Cytopathology. , Springer-Verlag New York, Inc. (2002).
  38. Papanicolaou Society of Cytopathology Task Force on Standards of Practice. Guidelines of the Papanicolaou Society of Cytopathology for the examination of cytologic specimens obtained from the respiratory tract. Diagnostic Cytopathology. 21 (1), 61-69 (1999).
  39. Holmes, K. L., et al. International Society for the Advancement of Cytometry cell sorter biosafety standards. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 85 (5), 434-453 (2014).
  40. Datta, S., Shah, L., Gilman, R. H., Evans, C. A. Comparison of sputum collection methods for tuberculosis diagnosis: a systematic review and pairwise and network meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (8), 760-771 (2017).
  41. Armstrong-Hough, M., et al. "Something so hard": a mixed-methods study of home sputum collection for tuberculosis contact investigation in Uganda. The International Journal of Tuberculosis and Lung Disease: The Official Journal of the International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 22 (10), 1152-1159 (2018).
  42. Freeman, C. M., et al. Design of a multi-center immunophenotyping analysis of peripheral blood, sputum and bronchoalveolar lavage fluid in the Subpopulations and Intermediate Outcome Measures in COPD Study (SPIROMICS). Journal of Translational Medicine. 13, 19(2015).
  43. Petsky, H. L., Li, A., Chang, A. B. Tailored interventions based on sputum eosinophils versus clinical symptoms for asthma in children and adults. The Cochrane Database of Systematic Reviews. 8, 005603(2017).
  44. Hisert, K. B., Liles, W. C., Manicone, A. M. A flow cytometric method for isolating cystic fibrosis airway macrophages from expectorated sputum. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 61 (1), 42-50 (2019).
  45. Duncan, G. A., et al. Microstructural alterations of sputum in cystic fibrosis lung disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (18), 88198(2016).
  46. Kemp, R. A., Reinders, D. M., Turic, B. Detection of lung cancer by automated sputum cytometry. Journal of Thoracic Oncology: Official Publication of the International Association for the Study of Lung Cancer. 2 (11), 993-1000 (2007).
  47. Blandin Knight, S., et al. Progress and prospects of early detection in lung cancer. Open Biology. 7 (9), (2017).
  48. Gomperts, B. N., Spira, A., Elashoff, D. E., Dubinett, S. M. Lung cancer biomarkers: FISHing in the sputum for risk assessment and early detection. Cancer Prevention Research. 3 (4), Philadelphia, Pa. 420-423 (2010).
  49. Demoruelle, M. K., et al. Antibody responses to citrullinated and noncitrullinated antigens in the sputum of subjects with rheumatoid arthritis and subjects at risk for development of rheumatoid arthritis. Arthritis & Rheumatology. 70 (4), Hoboken, N.J. 516-527 (2018).
  50. Wang, K., et al. Differences of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 shedding duration in sputum and nasopharyngeal swab specimens among adult inpatients with coronavirus disease 2019. Chest. 158 (5), 1876-1884 (2020).
  51. Chattopadhyay, P. K., Hogerkorp, C. -M., Roederer, M. A chromatic explosion: the development and future of multiparameter flow cytometry. Immunology. 125 (4), 441-449 (2008).
  52. Chattopadhyay, P. K., Gierahn, T. M., Roederer, M., Love, J. C. Single-cell technologies for monitoring immune systems. Nature Immunology. 15 (2), 128-135 (2014).
  53. Perfetto, S. P., et al. Amine-reactive dyes for dead cell discrimination in fixed samples. Current Protocols in Cytometry. , Chapter 9, Unit 9.34 (2010).
  54. Chattopadhyay, P. K., et al. Quantum dot semiconductor nanocrystals for immunophenotyping by polychromatic flow cytometry. Nature Medicine. 12 (8), 972-977 (2006).
  55. Duetz, C., Bachas, C., Westers, T. M., Avan de Loosdrecht, A. A. Computational analysis of flow cytometry data in hematological malignancies: future clinical practice. Current Opinion in Oncology. 32 (2), 162-169 (2020).
  56. Saeys, Y., Van Gassen, S., Lambrecht, B. N. Computational flow cytometry: helping to make sense of high-dimensional immunology data. Nature Reviews. Immunology. 16 (7), 449-462 (2016).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Sputum AnalysisFlow CytometrySingle Cell SuspensionGating StrategyCell ViabilityHematopoietic CellsEpithelial CellsLung MacrophagesHigh Throughput DiagnosticsCell Population Phenotyping

Related Articles