Methodenartikel

Decellularisatie voor de bereiding van sterk geconserveerde menselijke acellulaire huidmatrix voor regeneratieve geneeskunde

DOI:

10.3791/62935

⸱

8 september 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Public Health, University of Naples Federico II, Naples, Italy, 2Department of Medicine, Surgery and Dentistry, Scuola Medica Salernitana, University of Salerno, Baronissi, Italy

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gedecellulariseerde menselijke huid is geschikt voor weefselregeneratie. Een belangrijk probleem van decellularisatie is het behoud van de inheemse architectuur, samen met het juiste gehalte aan structurele eiwitten, glycosaminoglycanen (GAG's) en groeifactoren. De voorgestelde methode maakt snelle en effectieve decellularisatie mogelijk, waardoor een gedecellulariseerde huid ontstaat met goed bewaarde inheemse kenmerken.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Extracellulaire matrix (ECM) biedt biofysische en biochemische stimuli ter ondersteuning van zelfvernieuwing, proliferatie, overleving en differentiatie van omliggende cellen vanwege het gehalte aan diverse bioactieve moleculen. Vanwege deze kenmerken wordt de ECM onlangs beschouwd als een veelbelovende kandidaat voor het creëren van biologische steigers om weefselregeneratie te stimuleren. Opkomende studies hebben aangetoond dat gedecellulariseerde menselijke weefsels qua structurele en biochemische profielen kunnen lijken op de natuurlijke ECM, waardoor de driedimensionale (3D) architectuur en de inhoud van fundamentele biologische moleculen behouden blijven. Daarom kan gedecellulariseerde ECM worden gebruikt om weefselremodellering, herstel en functionele reconstructie van veel organen te bevorderen. Het selecteren van de juiste decellularisatieprocedure is cruciaal om acellulaire weefsels te verkrijgen die de kenmerken van de ideale micro-omgeving voor cellen behouden.

Het hier beschreven protocol geeft een gedetailleerde stap-voor-stap beschrijving van de decellularisatiemethode om een reproduceerbare en effectieve celvrije biologische ECM te verkrijgen. Huidfragmenten van patiënten die plastische chirurgie ondergingen, werden verkleind en gedecellulariseerd met behulp van een combinatie van natriumdodecylsulfaat (SDS), Triton X-100 en antibiotica. Om het regelmatige en homogene transport van de oplossing door de monsters te bevorderen, werden ze ingesloten in inbeddingscassettes om bescherming tegen mechanische beledigingen te garanderen. Na de decellularisatieprocedure duidde de sneeuwwitte kleur van huidfragmenten op volledige en succesvolle decellularisatie. Bovendien toonden gedecellulariseerde monsters een intacte en goed bewaarde architectuur. De resultaten suggereren dat de voorgestelde decellularisatiemethode effectief, snel en reproduceerbaar was en monsters beschermde tegen architecturale schade.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De ECM dient als een steiger voor cellen en ondersteunt ze door middel van een ingewikkelde architectuur die wordt onderhouden door verschillende componenten, en het is een van de belangrijkste factoren die verantwoordelijk zijn voor de mechanische eigenschappen van de hart- en hartweefselfunctie 1,2. Toenemend bewijs suggereert dat ECM een actieve rol speelt bij weefselremodellering, waardoor de conventionele veronderstelling dat de ECM een passieve component is, achterhaald is 3,4,5,6. De rol van de ECM is om biofysische en biochemische signalen te geven aan residente cellen. Het is algemeen bekend dat deze signalen veel fundamenteel celgedrag kunnen beïnvloeden, wat van invloed is op hun contractiele functie, proliferatie, migratie en differentiatiepotentieel 7,8,9. ECM wordt dus steeds vaker gebruikt in weefselmanipulatie en regeneratieve geneeskunde als een therapeutisch ondersteunend hulpmiddel 9,10,11,12,13.

De ECM bestaat uit verschillende eiwitten zoals collageen, elastine, fibronectine, proteoglycaan en laminine, samen met ECM-gebonden groeifactoren, die allemaal betrokken zijn bij regeneratiemechanismen, zoals celrekrutering, migratie en differentiatie, evenals celuitlijning en proliferatie14. De mechanische eigenschappen van de weefsels zijn ook van groot belang voor de fysiopathologie van de organen. Veranderingen in mechanische eigenschappen worden inderdaad vaak geassocieerd met het ontstaan en de evolutie van verschillende ziekten. De reden ligt in het feit dat wanneer de ECM wordt gewijzigd, signalen uit de omgeving veranderingen in gen- en eiwitexpressie veroorzaken, wat leidt tot functionele beperkingen15,16.

Regeneratieve therapieën voor orgaanherstel zijn momenteel gericht op het repliceren van de geavanceerde micro-omgeving van het natuurlijke weefsel om het orgaan te genezen waar het lichaam faalt. Ondanks het snelle tempo van veel benaderingen van weefselmanipulatie, kunnen de weefsels nog steeds niet nauwkeurig in hun geheel en complexiteit worden gereproduceerd door kunstmatige procedures. Synthetische materialen zijn tot nu toe op grote schaal gebruikt, omdat ze op de juiste manier kunnen worden afgesteld om de mechanische en biochemische eigenschappen van de cellulaire micro-omgeving te simuleren. Desalniettemin hebben ze beperkingen, zoals het onvermogen om de talrijke interacties in het natuurlijke weefsel na te bootsen, de kosten van technologieën om ze te produceren en het feit dat ze minder natuurlijk en biocompatibel zijn dan natuurlijk weefsel 17,18,19. Bovendien verschilt hun samenstelling, voornamelijk in termen van eiwitten en oplosbare factoren, sterk van de natuurlijke, die buitengewoon moeilijk te repliceren is20.

De allernieuwste benadering in de regeneratieve geneeskunde om de kloof tussen de patiënten in nood en orgaantransplantaties te verkleinen, is het produceren van steigers gemaakt van gedecellulariseerde extracellulaire matrix (d-ECM) en deze opnieuw te bevolken met de juiste celtypen om de beschadigde organen te regenereren. Decellularisatie is het proces waarbij de ECM wordt geïsoleerd van zijn natuurlijke cellen en genetisch materiaal om een natuurlijke en biomimetische steiger te produceren, die in staat is om de immuunrespons en afstoting te vermijden zodra deze bij de patiënten is geïmplanteerd 21,22,23. De aldus verkregen ECM kan vervolgens opnieuw worden bevolkt om functioneel weefsel te produceren. Het grote probleem bij het ontwikkelen van een d-ECM is de methode. Voor elke decellularisatietechniek blijft het primaire doel het behoud van de oorspronkelijke ECM-samenstelling, stijfheid en 3D-structuur, en alle strategieën hebben zowel voor- als nadelen. Omdat de eliminatie van cellulaire inhoud en DNA uit het weefsel het gebruik van chemische of fysische agentia vereist, of de combinatie van beide, veroorzaakt elke decellularisatieprocedure, in verschillende mate, de verstoring van de ECM. Daarom is het van cruciaal belang om de schade aan de ECM 24,25,26 tot een minimum te beperken.

Het gebruik van native ECM als platform voor de reconstitutie van native ECM in vitro is zeer wenselijk. Voor dit doel zijn verschillende decellularisatieprotocollen toegepast op een breed scala aan weefsels 27,28,29,30. Sinds de vroege stadia van decellularisatieonderzoek en ECM-ontwikkeling zijn verschillende weefsels, zoals slagaders, aortakleppen en perifere zenuwen van zowel dieren als mensen, gedecellulariseerd, en sommige d-ECM's zijn nog steeds in de handel verkrijgbaar en worden gebruikt voor weefselvervanging of wondgenezing 31,32,33. Onlangs is de menselijke huid ook naar voren gekomen als een geschikte kandidaat om gedecellulariseerde steigers te produceren voor hartherstel vanwege zijn samenstelling en mechanische eigenschappen die in staat zijn om het regeneratieve potentieel van cardiale voorlopercellen (CPC's) te stimuleren en zich aan te passen aan cardiale contractiliteit34. Dit artikel beschrijft een eenvoudig en snel protocol om gedecellulariseerde steigers te produceren van volwassen menselijke huid, waardoor de ontwikkeling van een d-ECM met goed bewaarde architectuur mogelijk wordt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De monsters van menselijk weefsel werden verzameld volgens de principes van de Verklaring van Helsinki en met inachtneming van de richtlijnen van het Universitair Ziekenhuis "Federico II". Alle patiënten die bij dit onderzoek betrokken waren, hebben schriftelijke toestemmingsformulieren verstrekt.

1. Bereiding van oplossingen

  1. Bereiding van 1200 ml 1% decellulariserende oplossing
    1. Bereid 600 ml 2% Triton X-100-oplossing door 588 ml dubbel gedestilleerd water af te meten in een maatcilinder en dit over te brengen in een bekerglas van 1 l. Voeg met behulp van een serologische pipet 12 ml Triton X-100 en een roerstaaf toe aan het bekerglas. Plaats het bekerglas op een magneetroerder en meng de oplossing tot de Triton X-100 volledig is opgelost.
    2. Stop de opwinding. Verwijder de roerstaaf met behulp van een roerstaaf retriever. Bewaren bij kamertemperatuur.
    3. Bereid 600 ml 2% SDS-oplossing door 550 ml dubbel gedestilleerd water af te meten in een maatcilinder en dit over te brengen naar een bekerglas van 1 l.
    4. Weeg 12 g SDS-poeder af in een plastic weegboot en breng dit over in het bekerglas met het dubbel gedestilleerde water in stap 1.1.3.
      OPMERKING: Stap 1.1.4 moet worden uitgevoerd onder een chemische kap en de gebruiker moet persoonlijke beschermingsmiddelen dragen.
    5. Voeg een roerstaaf toe, plaats het bekerglas op een magnetische roerder en meng de oplossing tot het SDS volledig is opgelost.
    6. Stop het roerproces. Verwijder de roerstaaf met behulp van een roerstaaf retriever.
    7. Breng de oplossing over in een maatcilinder en stel het volume in op 600 ml door dubbel gedestilleerd water toe te voegen.
    8. Giet 2% Triton X-100 oplossing bereid in stap 1.1.1 in een cilinder van 2 l.
    9. Giet 2% SDS-oplossing bereid in de stappen 1.1.3-1.1.7 in dezelfde cilinder van 2 l om een totaal volume van 1200 ml te verkrijgen.
    10. Bedek met parafilm en meng voorzichtig door inversie om een homogene oplossing te verkrijgen.
    11. Breng de gemengde oplossing over in een fles van 2 liter met behulp van een trechter om schuimvorming te voorkomen. Bewaar de oplossing bij +4 °C.
  2. Bereiding van 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)
    1. Bereid 500 ml 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) voor door 0,1 g monobasisch kaliumfosfaat, 0,1 g kaliumchloride, 4,0 g natriumchloride en 0,575 g natriumfosfaat dibasisch op te lossen in steriel dubbel gedestilleerd water. Controleer de pH-waarde (7,4).
    2. Bewaren bij +4 °C tot gebruik.
  3. Bereiding van antibiotische oplossing
    1. Weeg 625 μg amfotericine B af in een plastic weegboot.
    2. Pipetteer 8 ml van een mengsel van penicilline en streptomycine (pen/streptokokken) in een tube van 15 ml.
    3. Voeg de gewogen amfotericine B toe aan het pen/streptokokkenmengsel en stel het volume in op 10 ml door het mengsel van penicilline en streptomycine (pen/streptokokken) toe te voegen. Sluit de tube af en los de amfotericine B op door krachtig te schudden.

2. Dag 1 - start de decellularisatieprocedure.

  1. Giet 400 ml van de decellularisatieoplossing in een bekerglas van 500 ml.
  2. Voeg 2,0 ml van de antibiotische oplossing toe.

3. Voorbereiding van huidmonsters

  1. Was het menselijke huidmonster van de buik van patiënten die een buikwandcorrectie ondergaan in een plastic bakje door het ondersteboven te snijden en te draaien in een 0,9% NaCl isotone fysiologische oplossing om overtollig bloed en andere biologische vloeistoffen te verwijderen.
  2. Verwijder haar met een fijne tang en vet met behulp van een grote chirurgische schaar.
  3. Plaats het huidmonster op het snijbord en ontleed het met een scalpel, met de schaalverdeling op het snijbord als referentie om fragmenten van 3 cm x 2,5 cm (lengte per breedte) te verkrijgen, waarbij littekens en vuile of verbrande delen van het weefsel worden vermeden.
  4. Plaats elk fragment in een inbeddingscassette, sluit deze en zorg ervoor dat alle cassettes op de juiste manier zijn vergrendeld om lekkage van het monster tijdens de decellularisatieprocedure te voorkomen.
  5. Plaats maximaal vier inbeddingscassettes met monsters in een bekerglas met de decellularisatieoplossing. Voeg een roerstaaf toe. Dek af met aluminiumfolie en schrijf op de bovenkant alle informatie om het monster en de starttijd van de procedure te identificeren.
  6. Plaats het bekerglas op de magneetroerder en begin met roeren met een rotatiesnelheid van 150 tpm. Stop de opwinding. Verwijder de aluminiumfolie die het bekerglas bedekt en neem de inbeddingscassettes er met een lange tang uit.
    OPMERKING: Controleer na het stoppen van het roeren de helderheid van de oplossing. Wijzig de duur van de agitatie (minder of meer dan 8 uur) op basis van de mate van vertroebeling als gevolg van het vrijkomen van cellulair afval.
  7. Plaats elke cassette in een schaal van 100 mm. Vervang de decellulariserende oplossing door stap 3.5-3.6 's nachts te herhalen.

4. Dag 2 - controleer de staat van de huidmonsters.

  1. Stop het roerproces. Verwijder de aluminiumfolie die het bekerglas bedekt en neem de inbeddingscassettes er met een lange tang uit.
  2. Plaats elke cassette in een schaal van 100 mm en open deze. Controleer de kleur van het monster.
    OPMERKING: De monsters kunnen een kleurverandering vertonen van oorspronkelijk beige naar sneeuwwit.
  3. Verwijder achtergebleven haar en maak de opperhuid los van de dermis. Vervang de decellulariserende oplossing door de stappen 3.5-3.6 te herhalen.
  4. Stop het roeren na 8 uur. Herhaal de stappen 4.1-4.2 totdat het monster sneeuwwit lijkt. Stop de decellularisatieprocedure.
    OPMERKING: De blootstellingstijd van wasmiddelen kan indien nodig worden verlengd.
  5. Meet 400 ml 1x PBS af in een cilinder van 500 ml, giet het in een bekerglas van 500 ml en voeg 2 ml van het Pen Strep/Amfotericine B-mengsel toe. Voeg een roerstaaf toe.
  6. Plaats maximaal vier cassettes met de monsters in elk bekerglas met de 1x PBS/antibiotica-oplossing. Dek af met aluminiumfolie en schrijf alle informatie op de bovenkant zoals in stap 3.5.
  7. Plaats het bekerglas op een magneetroerder en begin 's nachts bij kamertemperatuur te roeren met een rotatiesnelheid van 150 omw/min.

5. Dag 3 - een laatste wasbeurt van de monsters

  1. Stop de opwinding. Vervang de 1x PBS-oplossing door 400 ml dubbel gedestilleerd water. Voeg een roerstaaf toe. Dek af met aluminiumfolie en schrijf alle informatie erop zoals in stap 3.5.
  2. Plaats het bekerglas op een magnetische roerder en begin gedurende 30 minuten met een rotatiesnelheid van 150 omw/min te roeren.
  3. Stop het roerproces. Verwijder de aluminiumfolie die het bekerglas bedekt en neem de inbeddingscassettes er met een lange tang uit.
  4. Plaats elke inbeddingscassette met het gedecellulariseerde huidmonster in een schaal van 100 mm. Open de cassettes en droog de huidmonsters voorzichtig af door ze op laboratoriumdoekjes te deppen.
  5. Plaats elk gedecellulariseerd huidmonster in een weegboot die eerder is getagd met de informatie over het monster. Bedek de boot met aluminiumfolie en schrijf alle informatie op de bovenkant om het monster te identificeren. Bewaren bij -80 °C.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het doel van het protocol was om een huid-d-ECM-monster te verkrijgen uit biologisch weefsel, met behoud van een goed georganiseerde 3D-structuur en een goed bewaard gehalte aan biologische moleculen (Figuur 1). Deze methode is voornamelijk gebaseerd op het constant roeren van de monsters in een oplossing die de combinatie van twee detergenten, Triton X-100 en SDS, bevat, waardoor de biologische en structurele kenmerken die typisch zijn voor het natuurlijke ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hoewel het hierboven beschreven protocol is geoptimaliseerd en verbeterd in vergelijking met eerder gepubliceerde protocollen, presenteert het een paar cruciale stappen die aandacht en precisie vereisen. De vorming van schuim moet worden vermeden tijdens de bereiding van de decellularisatieoplossing om onjuiste verdunning van de reinigingsmiddelen te voorkomen. Dit kan worden aangepakt door de oplossingen voorzichtig te gieten en ze langs de binnenkant van de cilinder te laten stromen. B...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% NaCl isotone Fysiologische oplossingSigma-AldrichS87760.9% in water
1 L bekerVWR511-0318Schoon en autoclaveer voor gebruik
10 mL serologische pipetFalcon357551Steriele,  polystyreen
100 mm platenFalcon351029Behandelde, steriele celkweker
15 mL steriele buizenFalcon352097Centrifuge steriele buizen, polypropyleen
1 L meetcilinderVWR612-1524Schoon en autoclaveer voor gebruik
2 L flesVWR215-1596Schoon en autoclaveer voor gebruik
25 mL serologische pipetFalcon357525Steriele,  polystyreen
2 L meetcilinderVWR612-3072Schoon en autoclaveer voor gebruik
500 mL bekerVWR511-0317Schoon en autoclaveer voor gebruik
Amphotericin BSigma-AldrichY0000005Poeder
DissectiebordVWR100498-398Gemaakt van polyethyleen met hoge dichtheid.
DissectiemesVWR233-5526Steriele en wegwerpbaar
InbeddingscassettesDiapath070191Externe afmetingen: 40x26x7 mm (BxDxH)
Fijne pincetVWR232-1317Schoon en autoclaveer voor gebruik
TrechterVWR221-1861Schoon en autoclaveer voor gebruik
Zeshoekige weegbakjes maat MSigma-AldrichZ708585Zeshoekige, polystyreen, 51 mm Bodem I.D., 64 mm Boven I.D.
Zeshoekige weegbakjes maat SSigma-AldrichZ708577Zeshoekige, polystyreen, 25 mm Bodem I.D., 38 mm Boven I.D.
Grote chirurgische schaarVWR233-1211Schoon en autoclaveer voor gebruik
Lange pincetVWR232-0096Schoon en autoclaveer voor gebruik
Penicilline en StreptomycineSigma-AldrichP4333-100mlGestabiliseerd, met 10.000 eenheden penicilline en 10 mg streptomycine/mL, 0,1 μm gefilterd. Bewaren bij -20°C.  De oplossing  moet worden verdeeld in kleinere werkvolumes om herhaalde bevriezing/ontdooicycli te vermijden Oplossing.
PistoolpipetEppendorf613-2795Eppendorf Easypet® 3
Kunststof ladeVWRBELAH162620000Corrosiebestendig polypropyleen plastic lade
KaliumchlorideSigma-AldrichP9333Poeder
Kaliumfosfaat monobasischSigma-AldrichP5665Poeder
NatriumchlorideSigma-AldrichS7653Poeder
NatriumdodecylsulfaatSigma-Aldrich62862Poeder
Natriumfosfaat dibasischSigma-Aldrich94046Poeder
SpatelVWRRSGA038.210Schoon en autoclaveer voor gebruik
LepelVWR231-1314Schoon en autoclaveer voor gebruik
ReepVWR442-0362Schoon en autoclaveer voor gebruik
Reep-ophalerVWR89026-262Gevormd in zuiver, FDA-goedgekeurd PTFE
Triton X-100Sigma-Aldrich9002-93-1Vloeistof

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. Journal of Cell Science. 121 (3), 255-264 (2008).
  2. Lu, P., Takai, K., Weaver, V. M., Werb, Z. Extracellular matrix degradation and remodeling in development and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (12), 005058(2011).
  3. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 48 (3), 504-511 (2010).
  4. Frangogiannis, N. G. Matricellular proteins in cardiac adaptation and disease. Physiological Reviews. 92 (2), 635-688 (2012).
  5. Etoh, T., et al. Myocardial and interstitial matrix metalloproteinase activity after acute myocardial infarction in pigs. American Journal of Physiology-Heart and Circulating Physiology. 281 (3), 987-994 (2001).
  6. Ma, Y., et al. Myofibroblasts and the extracellular matrix network in post-myocardial infarction cardiac remodeling. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 466 (6), 1113-1127 (2014).
  7. Fong, A. H., et al. Three-dimensional adult cardiac extracellular matrix promotes maturation of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Tissue Engineering. Part A. 22 (15-16), 1016-1025 (2016).
  8. Atance, J., Yost, M. J., Carver, W. Influence of the extracellular matrix on the regulation of cardiac fibroblast behavior by mechanical stretch. Journal of Cell Physiology. 200 (3), 377-386 (2004).
  9. Belviso, I., et al. The microenvironment of decellularized extracellular matrix from heart failure myocardium alters the balance between angiogenic and fibrotic signals from stromal primitive cells. International Journal of Molecular Sciences. 21 (21), 7903(2020).
  10. Badylak, S. F. Regenerative medicine and developmental biology: The role of the extracellular matrix. The Anatomical Record. 287 (1), 36-41 (2005).
  11. Volpato, F. Z., Führmann, T., Migliaresi, C., Hutmacher, D. W., Dalton, P. D. Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord. Biomaterials. 34 (21), 4945-4955 (2013).
  12. Martino, M. M., et al. Extracellular matrix and growth factor engineering for controlled angiogenesis in regenerative medicine. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 3, 45(2015).
  13. Hussey, G. S., Keane, T. J., Badylak, S. F. The extracellular matrix of the gastrointestinal tract: a regenerative medicine platform. Nature Reviews: Gastroenterology Hepathology. 14, 540-552 (2017).
  14. Sheng, Y., Fei, D., Leiiei, G., Xiaosong, G. Extracellular matrix scaffolds for tissue engineering and regenerative medicine. Current Stem Cell Research and Therapy. 12 (3), 233-246 (2017).
  15. Rozario, T., De Simone, D. W. The extracellular matrix in development and morphogenesis: A dynamic view. Developmental Biology. 341 (1), 126-140 (2010).
  16. Takawale, A., Sakamuri, S. S. V. P., Kassiri, Z. Extracellular matrix communication and turnover in cardiac physiology and pathology. Comprehensive Physiology. 5 (2), 687-719 (2015).
  17. Li, L., Zhao, Q., Kong, W. Extracellular matrix remodeling and cardiac fibrosis. Matrix Biology. 68-69, 490-506 (2018).
  18. DeQuach, J. A., et al. Simple and high yielding method for preparing tissue specific extracellular matrix coatings for cell culture. PLoS ONE. 5 (9), 13039(2010).
  19. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissue: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  20. Tukmachev, D., et al. Injectable extracellular matrix hydrogels as scaffolds for spinal cord injury repair. Tissue Engineering. Part A. 22 (3-4), 306-317 (2016).
  21. Shoichet, M. S. Polymer scaffolds for biomaterials applications. Macromolecules. 43 (2), 581-591 (2010).
  22. Taylor, D. A., et al. Decellularized matrices in regenerative medicine. Acta Biomaterialia. 74, 74-89 (2018).
  23. Gilpin, A., Yang, Y. Decellularization strategies for regenerative medicine: From processing techniques to applications. BioMed Research International. 2017, 9831534(2017).
  24. Heath, D. E. A review of decellularized extracellular matrix biomaterials for regenerative engineering applications. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 5 (2), 155-166 (2019).
  25. Hoshiba, T., et al. Decellularized extracellular matrix as an in vitro model to study the comprehensive roles of the ECM in stem cell differentiation. Stem Cell International. 2016, 6397820(2016).
  26. Keane, T. J., Swinehart, I. T., Badylak, S. F. Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance. Methods. 84, 5-34 (2015).
  27. Cerbotari, S., et al. Detergent decellularization of heart valves for tissue engineering: Toxicological effects of residual detergents on human endothelial cells. Artificial Organs. 34 (3), 206-210 (2010).
  28. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  29. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  30. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329 (5991), 538-541 (2010).
  31. Calle, E. A., Petersen, T. H., Niklason, L. E. Procedure for lung engineering. Journal of Visualized Experiments. (49), e2651(2011).
  32. Zeltinger, J., Landeen, L. K., Alexander, H. G., Kidd, I. D., Sibanda, B. Development and Characterization of Tissue-Engineered Aortic Valves. Tissue engineering. Part A. 7 (1), 9-22 (2001).
  33. Dahl, S., et al. Decellularized native and engineered arterial scaffolds for transplantation. Cell Transplantation. 12 (6), 659-666 (2003).
  34. Belviso, I., et al. Decellularized human dermal matrix as a biological scaffold for cardiac repair and regeneration. Frontiers inTissue Engineering and Regenerative Medicine. 8, 229(2020).
  35. Greco, K. V., et al. Characterisation of porcine dermis scaffolds decellularised using a novel non-enzymatic method for biomedical applications. Journal of Biomaterials Applications. 30 (2), 239-253 (2015).
  36. Brouki, M. P., et al. Decellularization and preservation of human skin: A platform for tissue engineering and reconstructive surgery. Methods. 171, 62-67 (2020).
  37. Carbonaro, D., et al. A low-cost scalable 3D-printed sample-holder for agitation-based decellularization of biological tissues. Medical Engineering & Physics. 85, 7-15 (2020).
  38. Di Meglio, F., et al. Optimization of human myocardium decellularization method for the construction of implantable patches. Tissue Engineering. Part C Methods. 23 (9), 525-539 (2017).
  39. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  40. Putame, G., et al. Compact and tunable stretch bioreactor advancing tissue engineering implementation. Application to engineered cardiac constructs. Medical Engineering & Physics. 84, 1-9 (2020).
  41. Parmaksiz, M., Dogan, A., Odabas, S., Elçin, A. E., Elçin, Y. M. Clinical applications of decellularized extracellular matrices for tissue engineering and regenerative medicine. Biomedical Materials. 11 (2), 022003(2016).
  42. Sacco, A. M., et al. Diversity of dermal fibroblasts as major determinant of variability in cell reprogramming. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (6), 4256-4268 (2019).
  43. Belviso, I., et al. Isolation of adult human dermal fibroblasts from abdominal skin and generation of induced pluripotent stem cells using a non-integrating method. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (155), e60629(2020).
  44. Belviso, I., Di Meglio, F., Romano, V., Montagnani, S., Castaldo, C. Non-modified RNA-based reprogramming of human dermal fibroblasts into induced pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. , (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Decellularization MethodExtracellular MatrixTissue RegenerationBiological ScaffoldSkin DecellularizationSodium DodecylsulfateTriton X 100Tissue Remodeling
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen