Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Normothermische negatieve drukventilatie ex situ longperfusie: evaluatie van longfunctie en metabolisme

2.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/62982

⸱

14 februari 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel beschrijft een varkensmodel van negatieve drukventilatie ex situ longperfusie, inclusief inkoop, aanhechting en beheer op het op maat gemaakte platform. De nadruk wordt gelegd op anesthesie- en chirurgische technieken, evenals het oplossen van problemen.

Samenvatting

Longtransplantatie (LTx) blijft de standaardzorg voor longziekte in het eindstadium. Een tekort aan geschikte donororganen en bezorgdheid over de kwaliteit van donororganen, verergerd door overmatige geografische transportafstand en strenge criteria voor de acceptatie van donororganen, vormen beperkingen voor de huidige LTx-inspanningen. Ex situ longperfusie (ESLP) is een innovatieve technologie die veelbelovend is gebleken in het verzachten van deze beperkingen. De fysiologische ventilatie en perfusie van de longen buiten het ontstekingsmilieu van het donorlichaam biedt ESLP verschillende voordelen ten opzichte van traditionele koude statische conservering (CSP). Er zijn aanwijzingen dat negatieve drukventilatie (NPV) ESLP superieur is aan positieve drukventilatie (PPV) ESLP, waarbij PPV meer significante door beademingsapparatuur geïnduceerde longbeschadiging, pro-inflammatoire cytokineproductie, longoedeem en bullaevorming induceert. Het NPV-voordeel is misschien te wijten aan de homogene verdeling van intrathoracale druk over het gehele longoppervlak. De klinische veiligheid en haalbaarheid van een aangepast NPV-ESLP-apparaat zijn aangetoond in een recente klinische studie met extender criteria donor (ECD) menselijke longen. Hierin wordt het gebruik van dit aangepaste apparaat beschreven in een juveniel varkensmodel van normotherme NPV-ESLP gedurende een duur van 12 uur, met bijzondere aandacht voor managementtechnieken. Pre-chirurgische voorbereiding, inclusief ESLP-software-initialisatie, priming en de-airing van het ESLP-circuit, en de toevoeging van antitrombotische, antimicrobiële en ontstekingsremmende middelen, is gespecificeerd. De intraoperatieve technieken van centrale lijninbrenging, longbiopsie, exsanguinatie, bloedafname, cardectomie en pneumonectomie worden beschreven. Verder wordt bijzondere aandacht besteed aan anesthesie-overwegingen, met anesthesie-inductie, onderhoud en dynamische modificaties geschetst. Het protocol specificeert ook de initialisatie, het onderhoud en de beëindiging van perfusie en ventilatie van het aangepaste apparaat. Dynamische orgaanmanagementtechnieken, waaronder veranderingen in ventilatie en metabole parameters om de orgaanfunctie te optimaliseren, worden grondig beschreven. Ten slotte wordt de fysiologische en metabole beoordeling van de longfunctie gekarakteriseerd en weergegeven in de representatieve resultaten.

Inleiding

Longtransplantatie (LTx) blijft de standaardzorg voor longziekte in het eindstadium1; LTx heeft echter aanzienlijke beperkingen, waaronder onvoldoende gebruik van donororganen2 en een wachtlijststerfte van 40%3, wat hoger is dan elke andere solide orgaantransplantatie 4,5. De bezettingsgraad van donororganen is laag (20-30%) als gevolg van zorgen over de orgaankwaliteit. Overmatige geografische transportafstand, verergerd door strenge criteria voor de acceptatie van donororganen, verergert deze kwaliteitsproblemen. LTx volgt ook andere solide orgaantransplantaties in termen van langetermijntransplantaat en patiëntresultaten2. Primaire transplantaatdisfunctie (PGD), meestal veroorzaakt door ischemische reperfusieschade (IRI), vertegenwoordigt de belangrijkste oorzaak van 30-daagse mortaliteit en morbiditeit na LTx en verhoogt het risico op chronische transplantaatdisfunctie 6,7. Inspanningen om de IRI te verlagen en veilige transporttijden te verlengen zijn van het grootste belang om de resultaten voor patiënten te verbeteren.

Ex situ longperfusie (ESLP) is een innovatieve technologie die veelbelovend is gebleken in het verzachten van deze beperkingen. ESLP vergemakkelijkt het behoud, de beoordeling en de reconditionering van donorlongen vóór transplantatie. Het heeft bevredigende resultaten op korte en lange termijn laten zien na transplantatie van extended criteria donor (ECD) longen, wat heeft bijgedragen aan een toename van het aantal geschikte donorlongen voor LTx, waarbij de bezettingsgraad van organen in sommige centra met 20% is toegenomen 8,9,10. In vergelijking met de huidige klinische standaard voor LTx, koude statische conservering (CSP), biedt ESLP verschillende voordelen: de orgaanconserveringstijd is niet beperkt tot 6 uur, evaluatie van de orgaanfunctie is mogelijk vóór implantatie en vanwege continue orgaanperfusie kunnen wijzigingen worden aangebracht in het perfusaat dat de orgaanfunctie optimaliseert11.

De overgrote meerderheid van de huidige ESLP-apparaten die zijn ontworpen voor menselijk gebruik, maakt gebruik van positieve drukventilatie (PPV); recente literatuur heeft echter aangetoond dat deze beademingsstrategie inferieur is aan negatieve drukventilatie (NPV) ESLP, waarbij PPV meer significant door beademingsapparatuur geïnduceerd longletselinduceert 12,13,14,15. In zowel menselijke als varkenslongen vertoont NPV-ESLP een superieure orgaanfunctie in vergelijking met positieve druk ex situ longperfusie (PPV-ESLP) in verschillende fysiologische domeinen, waaronder pro-inflammatoire cytokineproductie, longoedeem en bullaevorming15. De homogene verdeling van intrathoracale druk over het gehele longoppervlak in NPV-ESLP is gesuggereerd als een belangrijke factor die ten grondslag ligt aan dit voordeel15,16. Naast de preklinische voordelen zijn de klinische veiligheid en haalbaarheid van NPV-ESLP aangetoond in een recente klinische studie17. Met behulp van een nieuw NPV-ESLP-apparaat werden twaalf uitgebreide criteria donor menselijke longen met succes bewaard, geëvalueerd en vervolgens getransplanteerd met 100% 30-daagse en 1-jarige overleving.

Het doel van dit manuscript is om een werkend protocol van het NPV-ESLP-apparaat van ons lab te demonstreren met behulp van juveniele varkenslongen onder normotherme omstandigheden gedurende 12 uur. Het chirurgisch ophalen wordt in detail behandeld en de initiatie, het beheer en de beëindiging van ons aangepaste softwareplatform worden ook beschreven. Ook de strategie voor weefselafname en het beheer van de monsters wordt toegelicht.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De procedures die in dit manuscript worden uitgevoerd, voldoen aan de richtlijnen van de Canadian Council on Animal Care en de gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. De institutionele dierenverzorgingscommissie van de Universiteit van Alberta keurde de protocollen goed. Vrouwelijke juveniele Yorkshire-varkens tussen 35-50 kg werden uitsluitend gebruikt. Een goede bioveiligheidstraining was vereist voor alle personen die betrokken waren bij ESLP-procedures. Een schematisch overzicht van het gehele NPV-ESLP-experiment is weergegeven in figuur 1.

1. Pre-operatieve preparaten

  1. Plaats de orgelkamer op de ESLP-kar en monteer het siliconen steunmembraan (zie materiaaltabel) op de kamerhaken voor ophanging.
  2. Monteer de ESLP-slang, deoxygenator, arteriële filter en centrifugaalpomp.
  3. Sluit de waterleidingen van de warmtewisselaar aan op de deoxygenator en op de veeggasbuis.
  4. Plaats de temperatuursensorsonde (zie materiaaltabel) in de deoxygenator.
  5. Bevestig de stroomomvormer van de longslagader (PA) (zie materiaaltabel) op de PA-slang.
    OPMERKING: De stroomomvormer gebruikt ultrageluid om de stroom te meten en door te geven aan de centrifugaalpomp.
  6. Gebruik een driewegstopkraan om de PA-drukomvormer aan de PA-canule te bevestigen.
  7. Bevestig alle slangaansluitingen stevig om lekken te voorkomen en sluit alle stopkranen en Luer-sloten voordat u het perfusaat toevoegt.
  8. Bereid het circuit voor met 1000 ml gemodificeerd gemeenschappelijk ziekenhuisingrediënt perfusaat (CHIP).
    OPMERKING: CHIP is een op maat gemaakt goedkoop perfusaat met een oncotische meting van 35 mmHg, vergelijkbaar met gepatenteerde perfusaatoplossingen18.
  9. Start de software nadat het circuit is voorbereid om het ontluchten van de pomp en leidingen te vergemakkelijken.
    OPMERKING: Deze stappen zijn gekoppeld aan figuur 2 en figuur 3.

2. ESLP-software-initialisatie, aanpassingen en de-airing circuit

  1. Klik op de snelkoppeling naar het programma op de monitor om het ESLP-programma te starten. Selecteer Scan, Winkelwagen 3, Verbinden en vervolgens NPV-programma gevolgd door Software initiëren.
  2. Op de hoofdpagina, zodra het circuit is geprimed, verhoogt u de stroomtoerentallen tot 900 om lucht uit het circuit te drijven en de perfusaatstroom door de PA-canule te demonstreren met een gestage stroom vloeistof.
  3. Voeg 3.375 g piperacilline-tazobactam, 10.000 eenheden heparine (10.000 U / 1.5L perfusaat = 6.66 U / L) en 500 mg methylprednison toe aan het circuit.
  4. Neem een arterieel bloedgas (ABG) monster van het perfusaat voor referentiedoeleinden.
  5. Schakel op de hoofdpagina CPAP in tot 20 cm H2O (max) en schakel deze in om de functie te controleren. Schakel uit zodra de bewerking is bevestigd.
  6. Zet op de hoofdpagina EIP op -5 cm H20 en schakel deze in om de functie te controleren. Schakel uit zodra het proces is bevestigd.
  7. Schakel op de pagina Instellingen de verwarming in (klik op Verwarming starten) en bevestig de functie. Wijzig het temperatuurinstelpunt op de monitoren en bevestig een congruente verandering op de verwarmingsmonitor op de kar. Schakel uit zodra de bewerking is gegarandeerd.
    OPMERKING: Het ESLP-apparaat dat hier wordt gebruikt, is uitgerust met een aangepast softwareprogramma (figuur 4). Het programma maakt het mogelijk om de pompsnelheid en ventilatieparameters te regelen om de gewenste PA-stroom, continue positieve luchtwegdruk (CPAP), eind-expiratoire druk (EEP), eindinspiratoire druk (EIP), ademhalingsverhouding (RR) en inspiratoire (I: E) verhouding te bereiken en te behouden. De software berekent functionele parameters en druk-volume lussen. Tabel 1 geeft een overzicht van alle bewakingsparameters die door de software worden geleverd.

3. Voorbereidingen voor anesthesie

  1. Ketamine (20 mg/kg) en atropine (0,05 mg/kg) (intramusculaire injecties) in de operatiekamer toedienen als premedicatie voor het donorvarken.
  2. Leg de rugligging van het varken op een verwarmde operatietafel. Handhaaf normothermie en ga verder met maskerinductie.
  3. Titreer de zuurstofstroom in overeenstemming met het gewicht van het dier, meestal 20-40 ml / kg.
  4. Dien isofluraan in eerste instantie toe met 4-5%. Verminder vervolgens tot 3% na 1-2 minuten.
  5. Evalueer de diepte van de anesthesie elke 5 min. Zorg ervoor dat het varken geen terugtrekkingsreflex heeft als reactie op een schadelijke stimulus.
  6. Zodra de juiste diepte van de anesthesie is bevestigd, intubeert u het varken.
  7. Streef naar een zuurstofverzadiging boven 90% door een pulsoximetersonde op de tong (bij voorkeur) of oor te plaatsen.
  8. Pas de zuurstofstroom (20-40 ml / kg) en het inhalatiegas (1-3%) aan om het anesthesieniveau te handhaven.
  9. Houd de ventilatorinstellingen op een tv 6-10 ml / kg, ademhalingsfrequentie van 12-30 ademhalingen / min, PEEP 5 cm H 2 O, piekdruk20 cm H2O.
  10. Scheer en was met jodium om de incisieplaats voor te bereiden.

4. Longbiopsie, exsanguinatie en bloedafname

  1. Plaats een centrale lijn voor vloeistof- en heparinetoediening.
    1. Maak een middellijnincisie van 5-8 cm met elektrocauterie gecentreerd over de luchtpijp en craniaal uitstrekkend vanaf de sternale inkeping.
    2. Verdeel met behulp van de cautery de huid en het onderhuidse vet.
    3. Om de linker of rechter halsslagader intravasculaire bundel lateraal aan de luchtpijp te identificeren, verdeelt u het middellijnvlak tussen de riemspieren en scheidt u de bindweefsellagen.
    4. Met behulp van 2-0 zijden banden als vaatlussen, verkrijgt u distale en proximale controle over de halsader.
    5. Om de bloedstroom onder controle te houden, bindt u de craniale omringende stropdas vast en trekt u zich naar boven terug op de proximale binding.
    6. Om plaats te bieden aan een 7 Fr centrale lijn, maakt u een kleine incisie in de ader met behulp van de Metzenbaum-schaar (~ 1/3 van de omtrek van het vat).
    7. Laat de spanning op de proximale vastelus los en kannulaat tegelijkertijd de ader. Bind de zijde vast om de canule op een diepte van 10 cm in de ader vast te zetten.
    8. Maak verbinding met een IV-lijn van 0,9% normale zoutoplossing na het spoelen van de lijn met heparine (1 eenheid / ml). Als het varken intravasculair uitgeput is van uitdroging, dien dan de vloeistof toe. Hep-lock alle ongebruikte poorten.
  2. Voer een mediane sternotomie uit
    1. Identificeer de sternale inkeping en xiphoid-processen als incisieoriëntatiepunten.
    2. Gebruik elektrocautery om een middellijnincisie te maken die het hele borstbeen overspant (ongeveer 40-50 cm) en de vorige incisie bij de sternale inkeping verbindt met de xiphoid.
    3. Verdeel het onderhuidse weefsel en de fascia tussen de vezels van de grote borstspier. Cauteriseer eventuele bloedende vaten om hemostase te behouden.
    4. Gebruik elektrocautery om de middellijn langs het sternale bot te markeren. Gebruik een zware schaar om de xiphoid te knippen en gebruik een vinger om het hartzakje botweg van de achterste tafel van het borstbeen te ontleden om een voelbare ruimte te creëren voor de sternale zaag.
    5. Breng twee handdoekclips aan weerszijden van het borstbeen aan ter hoogte van de 4e ribben lateraal aan de costochondrale overgang. Koop het bovenliggende weefsel en de fascialaag in de handdoekclips en til het borstbeen verticaal weg van het hart tijdens sternotomie.
    6. Voer de sternotomie uit met een elektrische of luchtaangedreven zaag, tanden omhoog, beginnend bij de xiphoid naar de sternale inkeping. Om letsel aan de onderliggende structuren (bijv. pericardium en brachiocefale ader en innominate slagader) te voorkomen, gaat u geleidelijk verder met de zaag en trekt u zich verticaal terug met handdoekklemmen.
      OPMERKING: Het borstbeen duikt diep naar achteren bij de sternale inkeping en de zaag moet naar achteren worden gericht om de sternotomie op dat niveau te voltooien.
    7. Gebruik cautery om hemostase van het bloedende borstbeen te verkrijgen.
      OPMERKING: Botwas kan ook voor dit doel worden gebruikt.
    8. Intraveneus 1.000 E/kg heparine toedienen. Neem een in vivo bloedmonster 5 minuten na toediening van heparine.
    9. Gebruik een vinger om het borstvlies van het binnenste borstbeen botweg te ontleden om ruimte te creëren voor het sternale oprolmechanisme.
    10. Plaats een sternale retractor met een handvat in de richting van de buik en trek geleidelijk in om het mediastinum volledig bloot te leggen.
  3. Verwijder de thymus uit het hartzakje met behulp van een combinatie van stompe dissectie met een vinger en elektrocauterie.
    OPMERKING: Het is het beste om de thymus als één groot stuk te verwijderen in plaats van kleine brokken.
  4. Neem een biopsie van de rechter bovenste longkwab voor weefselanalyse: open het rechter borstvlies om de rechter bovenkwab bloot te leggen. Omcirkel een 1cm3 portie met 0-zijde, bind en snijd dit deel van de long met behulp van Metzenbaum schaar.
    1. Verdeel de biopsie in drie porties van gelijke grootte en plaats een van elk in optimale snijtemperatuur (OCT) gel, formaline en vloeibare stikstof (snap freeze).
    2. Bewaar de OCT- en snap-frozen monsters in een vriezer van -80 °C en bewaar de formalinemonsters in een koelkast van 4 °C met behulp van een goed afgesloten container.
      OPMERKING: Biopsiemonsters worden gekleurd met hematoxyline-eosinekleuring om de histopathologie van longletsel te onderzoeken, waaronder interstitieel oedeem, alveolaire en interstitiële ontsteking, interstitiële en perivasculaire neutrofiele infiltraten en bloeding15.
  5. Open het hartzakje. Tent het hartzakje met een tang en maak een incisie in de middellijn van het hartzakje met een Metzenbaum-schaar.
    1. Ga door met deze incisie craniaal naar de aortawortel en vervolgens lateraal om de superieure vena cava (SVC) bloot te leggen. Voltooi de pericardiotomie caudaal en T-off de incisie links en rechts ter hoogte van de cardiale top.
  6. Euthanaseer het varken door exsanguinatie. Snijd de SVC in en plaats een Poole-getipte zuigkracht (zie materiaaltabel) in het lumen, waarbij de zuigpunt naar de inferieure vena cava (IVC) wordt verplaatst.
    OPMERKING: Er wordt een incisie gemaakt in de voorste wand van het linkeratrium (LA) om de exsanguinatie te versnellen.
    1. Til de top van het hart op en snijd de LA 1 cm onder de coronaire sinus met een Metzenbaum-schaar. Schakel bij exsanguinatie over van 100% O2 naar kamerlucht.
  7. Verzamel volbloed: de Poole-tipafzuiging is verbonden met een celbesparingsapparaat om 1200 ml volbloed te verzamelen, dat wordt gesponnen om 500 ml verpakte rode bloedcellen (pRBC) te produceren.
    OPMERKING: Cell Saver Protocol Instelling: Vulstroom: 300 ml / min, Wasstroom: 100 ml / min, Lege stroom: 150 ml / min, retourstroom: 150 ml / min, Wasvolume: 300 ml, concentratiestroom: 200 ml / min. Dit duurt ~5 min.

5. Cardectomie

  1. Voer de cardiëctomie uit: til de cardiale apex craniaal op en zet de vorige LA-incisie lateraal voort om de coronaire sinus te transecteren waar de linker hemi-azygote ader zich bij deze voegt.
  2. Verdeel de LA door mediaal over het voorste oppervlak van PA-bifurcatie te snijden.
  3. Transect de IVC 1 cm boven het diafragma. Verbind deze incisie met de LA door mediaal te snijden.
  4. Voltooi de verdeling van de LA door langs de bovenkant van de rechter longslagader te snijden in de richting van de PA-bifurcatie.
    OPMERKING: Deze stap sluit de rechter superieure longader uit van de achterste LA.
  5. Til de IVC craniaal op en verdeel de rechter superieure longader. Verdeel de pericardiale reflecties die samensmelten tussen de hoofd-PA en het rechter atrium (RA) / SVC.
  6. Leg het hart neer en transect de SVC. Verdeel de SVC van de bindweefsellaag posterieur en transect de azygote ader.
  7. Til het hart craniaal op, verdeel de PA ter hoogte van de longklep. Ontleed de Aorta gedeeltelijk van de PA met behulp van een Metzenbaum-schaar en transecteer vervolgens de opgaande Aorta.
    OPMERKING: Hiermee is de cardectomie voltooid.

6. Pneumonectomie

  1. Voer de pneumonectomie uit: controleer of het expiratoire getijdenvolume (TVe) ongeveer 10 ml / kg is. Schakel over naar 2:1 inspiratory: expiratoire ratio om dit doel te bereiken. Als de tv < 6 ml / kg blijft, verhoogt u de piekdruk en / of PEEP om de doelstelling van 8-10 ml / kg voor maximale alveolaire rekrutering te bereiken.
  2. Open het borstvlies aan de linkerkant van het varken. Maak een horizontale incisie langs de achterste tafel van het borstbeen met een Metzenbaum-schaar. Maak twee verticale incisies langs het borstvlies naar de nervus phrenicus aan de superieure en inferieure randen van het mediastinum.
    1. Snijd het borstvlies weg door langs de nervus phrenicus te snijden. Herhaal deze stap aan de rechterkant. Open en verwijder het diafragmatische borstvlies op dezelfde manier, met behulp van de achterste LA-manchet als de inferieure rand, op een vergelijkbare manier als de nervus phrenica.
  3. Verdeel de pleurale aanhechtingen van het diafragma naar de linker onderste longkwab. Gebruik een Deaver retractor (zie Materiaaltabel) om het diafragma omhoog te houden. Verdeel het inferieure longbandje aan de linkerkant en ga verder omhoog naar het hilum.
  4. Probeer een "no-touch techniek" met betrekking tot het longweefsel zelf.
    OPMERKING: Dat wil zeggen, probeer minimale handmatige manipulatie van de long om trauma te voorkomen.
  5. Verdeel aan de rechterkant de IVC en pleurale aanhechtingen van het diafragma. Trek het diafragma naar boven in met het Deaver-oprolmechanisme. Verdeel het inferieure longbandje aan de rechterkant en ga verder naar het hilum.
  6. Verdeel de innominate ader en boogvaten om de luchtpijp bloot te leggen.
  7. Ontleed botweg het weefsel rond de luchtpijp. Bij expiratoire getijdenvolumes (TVe) bij ongeveer 10 ml / kg, klemt u de luchtpijp vast met behulp van een buisklem bij maximale inademing.
  8. Transect de luchtpijp en til het geklemde gedeelte omhoog voor de resterende stappen om chirurgische tractie te bieden.
  9. Ontleed de achterste luchtpijp uit de slokdarm met behulp van stompe dissectie met een zware Metzenbaum-schaar en een vrije hand. Verdeel eventuele resterende pleurale aanhechtingen, transecteer de Aorta boven en onder de linker bronchus en verwijder de longen van de borst met een segment van dalende Aorta.
  10. Weeg de longen met de klem aan en bewaar ze snel in een koeler vol ijs. Gewichtstoename tijdens de ESLP-run is een indicator van oedeemvorming.
    OPMERKING: Hiermee is de pneumonectomie voltooid.

7. Plaatsing van de longen op het ESLP-apparaat

  1. Voeg 500 ml pRBC toe aan het perfusiecircuit (eerder geprimed met 1L CHIP, stap 1.8) om een eindvolume van 1,5 L perfusaat te bereiken.
    OPMERKING: De hemoglobineconcentratie is gericht op ongeveer 50 g / L of een hematocriet van 15%.
  2. Maak foto's van de longen voor gegevensrecords.
  3. Biopsie de rechter middelste longkwab. Omcirkel een portie van1 cm 3 met 0-zijde, bind en snijd dit deel van de long weg met een schaar voor weefselanalyse zoals eerder beschreven (stap 4.4).
  4. Bevestig de 3/8, 1/2 inch slangadapter aan de hoofdlongslagader (mPA). Grijp tegenoverliggende zijden van de mPA vast met behulp van snaps. Plaats de adapter met het 1/2 inch gedeelte in de mPA en houd deze op zijn plaats terwijl een assistent de adapter op zijn plaats houdt met behulp van 0-zijden banden.
    OPMERKING: De adapter moet 2-3 cm boven de PA-bifurcatie zitten (als de PA onvoldoende lengte heeft, kan een segment van de dalende Aorta van het donorvarken end-to-end op de mPA worden genaaid voor extra lengte).
  5. Plaats de longen liggend op het siliconen steunmembraan en sluit ze aan op het ESLP-apparaat.
  6. Plaats een tweede buisklem op de luchtpijp in de buurt van de locatie van de tracheale bronchus. Verwijder de meer distale klem en intuber de luchtpijp met de endotracheale buis (ETT).
    1. Bevestig de ETT op zijn plaats met behulp van twee ritssluitingen. Klem de ventilatieleiding vast met behulp van een buisklem en laat de proximale klem los van de luchtpijp.
      OPMERKING: De longen blijven opgeblazen als dit correct wordt gedaan en er geen luchtlekken zijn.
  7. Sluit de PA-adapter aan op de PA-lijn en ontlucht de mPA. Start de timer voor perfusie.
    OPMERKING: Zie figuur 5 voor een fotografische weergave van de stappen.

8. Start van perfusie en ventilatie

  1. Klik op de pagina Instellingen op Verwarming starten en stel de temperatuur in op 38 °C. Voer ook het gewicht van het varken in om de cardiale output (flow) te berekenen.
  2. Stel op de hoofdpagina de CPAP in op 20 cm H2O en klik op CPAP starten. Wanneer de ventilatie begint, ontsluit u de ventilatieleiding.
  3. Nul de arteriële druksensor. Klem de PA-lijn boven de druksensor vast met een buisklem. Open de sensor naar de ruimtelucht, klik op ZERO PAP en Zero Bld Flow op de pagina Instellingen en controleer of de metingen op nul zijn gezet op de hoofdpagina .
    1. Sluit de stopkraan van de druksensor om de lijndruk af te lezen, open de lijn naar de PA-canule, selecteer 10% cardiale output op de hoofdpagina, klik op Return to PA Manual (knop wordt groen) en ontklem vervolgens de PA-lijn.
      OPMERKING: De lijn is nu op de juiste manier op nul gezet en de pomp stroomt nu 10% van de berekende cardiale output.
  4. Trek 10 ml perfusaat voor centrifugale analyse en teken een time zero (T0) ABG.
  5. Zodra de longen gedurende 10 minuten zijn doordrenkt, verhoogt u de stroom tot 20% van de cardiale output.
  6. Wanneer de perfusaattemperatuur 32 °C bereikt, bevestigt u het deksel van de kamer op zijn plaats met klemmen om een luchtdichte afdichting te creëren. Plaats de longen optimaal voordat u het deksel plaatst. Repareer eventuele luchtlekken met maat 6-0 proleen op BV-1 naalden.
  7. Klem met het deksel vast de ventilatieslang en schakel CPAP uit. Klik op de pagina Instellingen op Nul ITP, Nul poot, Nul luchtstroom en controleer of de metingen op nul zijn gezet op de hoofdpagina .
    1. Klik op Start CPAP bij 20 cm H2O en klem de ventilatieslang los. Stel vervolgens het EEP-doel in op 0 cmH 2 O, EIP op 1 cm H20, RR 10, I: E-verhouding 1: 1 en klik op Druk om de ventilatieopening te starten om negatieve drukventilatie te activeren.
    2. Luister hoe de ventilatieopening zijn functie verandert en bevestig vervolgens de ventilatiebuizen aan de zijkant van de poort.
      OPMERKING: De ventilator begint zijn ademhalingscyclus bij uitademing. De longen zullen iets samendrukken als de zijpoort tijdens een uitademing is bevestigd. Het verdient de voorkeur om te wachten en te luisteren naar inhalatie en vervolgens de zijpoort aan te sluiten om de werving te maximaliseren.
  8. Verlaag de CPAP in de volgende paar ademhalingen tot 12 cm H 2 O terwijl u tegelijkertijd de EIP verhoogt tot -9 cm H 2 O. Handhaaf deze ventilatieparameters gedurende het eerste uur, verlaag vervolgens de CPAP tot 8-10 cm H 2 O, afhankelijk van dealveolaire rekrutering en verhoog de EIP tot -12 tot -13 cm H2O.
  9. Stel de piekdruk in op 20-21 cm H2O.
    OPMERKING: Als hogere drukken nodig waren op het moment van pneumonectomie, dan wordt dat de beoogde piekdruk.
  10. Wanneer de perfusaattemperatuur 35 °C bereikt, verhoogt u de stroom tot 30% van de cardiale output.
    OPMERKING: Dit zijn de instellingen voor orgaanbehoud (tabel 2).
  11. Evalueer op 3, 5, 7, 9, 11 uur met stromen van 50% van de cardiale output en de toevoeging van gemengd veeggas (89% N 2, 8% CO 2, 3% O2) toegevoegd aan de deoxygenator bij 0,125 l / min om systemisch zuurstofgebruik te simuleren (tabel 3).
  12. Trek op elk oneven uur tijdens de conserveringsmodus een monster van 10 ml perfusaat voor toekomstige analyse. Trek elk uur een pre-deoxygenator 1 ml ABG-monster.
  13. Trek na 5 minuten evaluatiemodus ABG's uit pre- en post-deoxygenatorpoorten (tabel 4).
    OPMERKING: Dit voltooit de plaatsing van longen op ESLP en het starten van perfusie en beademing. Zie tabel 2 voor het initiëren van het protocol. Tabel 3 geeft een overzicht van de twee gebruikte modi van NPV-ESLP.

9. Metabole ondersteuning van de long

  1. Controleer de perfusaat glucosespiegel elk uur via ABG-analyse. Streef glucose op 3-6 mmol / L en titreer volgens verbruikssnelheden met behulp van een standaard infusiepomp voor continue glucose-infusie en bolusdoses indien nodig.
    OPMERKING: Een andere infuuspomp levert een continue infusie van 2 E/h insuline. CHIP bevat, samen met de meeste andere orgaanperfusieoplossingen, glucose als primair energiesubstraat.

10. Heparine, antimicrobiële en ontstekingsremmende middelen

  1. Voeg 10.000 eenheden heparine toe aan het perfusaat aan het begin van de perfusie vóór de toevoeging van pRBC.
  2. Voeg 3.375 g piperacilline-tazobactam toe aan het perfusaat aan het begin van de perfusie voordat u pRBC toevoegt.
  3. Voeg 500 mg methylprednisolon toe aan het perfusaat aan het begin van de perfusie voordat u pRBC toevoegt.

11. Beoordeling van de longfunctie

  1. Gebruik de twee verschillende modi van ventilatie en perfusie tijdens een ESLP-run: behoud en evaluatie.
    OPMERKING: Zie Behoud en evaluatie (tabel 3). Conserveringsmodus: Cardiale output 30%, PEEP 8-12, EEP 0, EIP -10 tot -12, Piekdruk 20-22 cm H2O, RR 6-10 en I: E-verhouding 1: 1-1,5. ESLP-runs zijn meestal 12 uur lang, hoewel ze kunnen worden verlengd tot 24 uur.
  2. Stel de piekdruk in op de pneumonectomiepiekdruk en bereik een doel-tv van 10 ml / kg.
    OPMERKING: Hoewel tve van 10 ml / kg wordt nagestreefd, wordt over het algemeen 6-8 ml / kg bereikt.
  3. Voer elke 30 minuten tijdens de conservering een werving uit gedurende 30 minuten of minder.
    OPMERKING: De duur en omvang van de werving zijn afhankelijk van de bereikte TVe. Als TVe 8-10 ml / kg zijn, is verdere werving niet nodig.
  4. Voor rekrutering, verhoog PEEP tot 10-12 cm H 2O, verlaag RR tot 6 ademhalingen / min, verhoog de piekdruk met 2-4 cm H 2 0 zonder 30 cm H2O te overschrijden (zelden overschrijden we25 cm H2O) en verander de I: E-verhouding naar 1: 0,5.
    OPMERKING: Over het algemeen worden slechts één of twee van deze wijzigingen aangebracht voor elk interval van 30 minuten, waarbij de toename van PEEP en piekdruk het meest effectief is.
  5. Evalueer op 3, 5, 7, 9, 11 uur de orgaanfunctie.
    OPMERKING: De belangrijkste parameter van belang is de PF-ratio; dynamische naleving en PA-druk worden echter nauwlettend gevolgd (figuur 6).
  6. Tijdens de evaluatie wordt de cardiale output verhoogd tot 50%, terwijl een gemengd veeggas (89% N 2, 8% CO 2, 3% O2) aan het circuit wordt toegevoegd met een stroomsnelheid van 0,125 l / min via de deoxygenator.
    OPMERKING: Dit repliceert systemische zuurstofdepletie en treedt op gedurende 5 minuten. Verlaag gedurende deze tijd de PEEP tot 5 cm H2O met behoud van piekdrukken, waardoor de EIP dienovereenkomstig wordt verhoogd. Houd RR op 10 bpm en stel I: E in op 1 of 1,5, afhankelijk van of de longen luchtvangst lijken te hebben of niet.
  7. Voer de functionele berekeningen uit voor pulmonale vasculaire weerstand, minuutventilatie, dynamische naleving en P / F-verhouding.
    OPMERKING: Pulmonale vasculaire weerstand kan worden berekend door: [(PAP - LAP)/CO] x 80, waarbij LAP (linker boezemdruk) 0 mmHg is vanwege het ontwerp van een open LA-drainagesysteem.
    Minuutventilatie wordt berekend door: TVexpiratory x RR
    Dynamic Compliance wordt berekend door: TVexpiratory/EIP
    P/F ratio wordt berekend door: PaO2/Fi02, waarbij FiO2 21% is.
    De ESLP-software berekent en registreert continu automatisch ventilatie- en functionele indices.

12. Metabole beoordeling van de ex situ geperfuseerde longen

  1. Beoordeel de metabole toestand van het perfusaat elk uur via ABG's, die fungeren als een surrogaatmarker van de toestand van de longen. Verzamel 10 ml van het perfusaat uit de pre-deoxygenatorpoort voor toekomstige analyse.
    OPMERKING: Bloedgasanalyse dient ook om de gas- en ionische toestand van het perfusaat te controleren.
  2. Gebruik PaO2 als een marker van de algehele longfunctie.
    OPMERKING: Dit is met name het geval tijdens evaluatiefasen wanneer gemengd veeggas aan het circuit wordt toegevoegd om systemische deoxygenatie te simuleren. Pre vs. post deoxygenator gassen worden vergeleken om zuurstof step-up door de longen te beoordelen.
  3. Streef naar een normale pH (7,35-7,45)-correcte acidose met bolussen van tris-hydroxymethylaminomethaan (THAM) buffer (zie tabel met materialen).
    OPMERKING: Alkalose wordt over het algemeen niet gecorrigeerd en is niet hoger dan 7,55. CO2-sweep kan aan het circuit worden toegevoegd om dit te corrigeren naar normaal of als alkalose deze drempel overschrijdt.
  4. Behandel PaCO2 permissief en ligt over het algemeen in het bereik van 10- 20 mmHg.
    OPMERKING: Deze waarden worden geïnterpreteerd als een teken van voldoende ventilatie. Elektrolyten worden niet aangepast tijdens ESLP, maar ze worden gecontroleerd als onderdeel van standaard ABG-analyse. Lactaat zal stijgen tijdens toenemende duur van ESLP, en dat geldt ook voor kalium. Natrium blijft stabiel (135-145 mmol / L) en calcium is meestal laag. Tabel 4 bevat representatieve resultaten van ABG's perfusaatanalyse gedurende een 12 uur durende run van NPV-ESLP bij normothermie en 30% cardiale output met behulp van een cellulair perfusaat (bloed + CHIP).

13. Beëindiging van perfusie, ventilatie en ontkoppeling van de longen van het ESLP-apparaat

  1. Klik op de pagina Instellingen op Server afsluiten.
  2. Verwijder het deksel van de kamer. Koppel de PA-adapter los van de PA-canule.
  3. Extubeer de luchtpijp. Om de hoeveelheid oedeemvorming te bepalen, weegt u de longen.
  4. Neem een weefselbiopsie van 1 cm3 van de accessoirekwab en verdeel deze in drie stukken zoals eerder beschreven.
  5. Voer de laatste gasanalyses uit, centrifugeer de perfuaatmonsters en sla de weefselbiopten op zoals eerder beschreven (stap 4.4).
    OPMERKING: Centrifugatie-instellingen: Snelheid, 112 x g; versnelling, 9; vertraging, 9; temperatuur, 4 °C, en tijd, 15 min duur.
  6. Sluit het programma; Alle opgenomen gegevens worden opgeslagen.
  7. Volg institutionele protocollen en gooi het resterende weefsel, bloed en bioactieve materialen weg.
  8. Reinig de ESLP-kar met een ontsmettende harde oppervlaktereiniger (bijv. 70% ethanol) en plaats alle herbruikbare componenten in een vriezer van -20 °C om de groei van bacteriën te verminderen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Aan het begin van longperfusie en beademing (conserveringsmodus) hebben de longen over het algemeen een lage longslagaderdruk (< 10 mmHg) en een lage dynamische compliance (< 10 ml / mmHg) omdat het perfusaat opwarmt tot normothermie. Yorkshire-varkens met een gewicht van 35-50 kg resulteren meestal in longen met een gewicht van 350-500 g. Tijdens het eerste uur van NPV-ESLP zijn de gemeten expiratoire getijdenvolumes (TVe) 0-2 ml / kg en de inspiratoire getijdenvolumes (TVi) 100-200 ml. TVe bereikt over het algemeen 4-6...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Er zijn verschillende kritieke chirurgische stappen samen met probleemoplossing nodig om een succesvolle ESLP-run te garanderen. Juveniele varkenslongen zijn uiterst delicaat in vergelijking met volwassen menselijke longen, dus de verkrijgende chirurg moet voorzichtig zijn bij het hanteren van varkenslongen. Het is van cruciaal belang om een "no-touch" -techniek te proberen om te voorkomen dat trauma en atelectase wordt veroorzaakt bij het ontleden van de longen. "No-touch" betekent het gebruik van de minimale hoeveelhei...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

DHF heeft patenten op ex situ orgaanperfusietechnologie en -methoden. DHF en JN zijn oprichters en grootaandeelhouders van Tevosol, Inc.

Dankbetuigingen

Dit onderzoek is gefinancierd in opdracht van Stichting Ziekenhuisonderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0 ETHIBOND Green 1 x 36" Endo Loop 0ETHICOND8573
2-0 SILK Black 12" x 18" StrandsETHICONSA77G
ABL 800 FLEX Blood Gas AnalyzerRadiometer989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - SmallCovidien352/5877
Arterial FilterSORIN GROUP01706/03
Backhaus Towel ClampPilling454300
Biomedicus PumpMaquetBPX-80
Cable Ties – White 12”HUASU InternationalHS4830001
Calcium ChlorideFisher ScientificC69-500G
Cooley Sternal RetractorPilling341162
CUSHING Gutschdressing ForcepsPilling466200
D-glucoseSigma-AldrichG5767-500G
Deep Deaver RetractorPilling481826
Debakey Straight Vascular Tissue ForcepsPilling351808
Debakey-Metzenbaum DissectingPilling342202
ScissorsPilling342202
Endotracheal Tube 9.0mm CUFDMallinckrodt9590ECuff removed for ESLP apparatus
Flow TransducerBIO-PROBETX 40
Human Albumin SerumGrifols Therapeutics2223708
Infusion PumpBaxterAS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane OxygenatorSORIN GROUPK190690
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8'Medtronic3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6'Medtronic3506
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2"Medtronic6013
MAYO Dissecting ScissorsPilling460420
Medical Carbon Dioxide TankPraxair5823115
Medical Nitrogen TankPraxairNI M-K
Medical Oxygen TankPraxair2014408
Organ ChamberTevosol
PlasmaLyte ABaxterTB2544
Poole Suction TubePilling162212
Potassium PhosphateFischer ScientificP285-500G
ScaleTANITAKD4063611
Silicon Support MembraneTevosol
Sodium BicarbonateSigma-Aldrich792519-1KG
Sodium Chloride 0.9%BaxterJB1324
Sorin XTRA Cell SaverSORIN GROUP75221
Sternal SawStryker6207
Surgical Electrocautery DeviceKls MartinME411
Temperature Sensor probeOmniacell Tertia Srl1777288F
THAM BufferThermo Fisher Scientific15504020made from UltraPureTM Tris
TruWave Pressure TransducerEdwardsVSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7frArrowg+ardCS-12702-E
Vorse Tubing ClampPilling351377
Willauer-Deaver RetractorPilling341720
Yankauer Suction TubePilling162300

Referenties

  1. Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
  2. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
  3. Chambers, D. C., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fourth adult lung and heart-lung transplantation report-2017; focus theme: Allograft ischemic time. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1047-1059 (2017).
  4. Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
  5. Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
  6. Bhorade, S. M., Vigneswaran, W., McCabe, M. A., Garrity, E. R. Liberalization of donor criteria may expand the donor pool without adverse consequence in lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 19 (12), 1199-1204 (2000).
  7. Snell, G. I., Griffiths, A., Levvey, B. J., Oto, T. Availability of lungs for transplantation: Exploring the real potential of the donor pool. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 27 (6), 662-667 (2008).
  8. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  9. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-45 (2014).
  10. Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (1), 1200-1206 (2012).
  11. Buchko, M. T., et al. Total parenteral nutrition in ex vivo lung perfusion: Addressing metabolism improves both inflammation and oxygenation. American Journal of Transplantation. 19 (12), 3390-3397 (2019).
  12. Andreasson, A. S. I., et al. Profiling inflammation and tissue injury markers in perfusate and bronchoalveolar lavage fluid during human ex vivo lung perfusion. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 51 (3), 577-586 (2017).
  13. Sadaria, M. R., et al. Cytokine expression profile in human lungs undergoing normothermic ex-vivo lung perfusion. The Annals of Thoracic Surgery. 92 (2), 478-484 (2011).
  14. Ricard, J. D., Dreyfuss, D., Saumon, G. Ventilator-induced lung injury. European Respiratory Journal. 42, 2-9 (2003).
  15. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  16. Lai-Fook, S. J., Rodarte, J. R. Pleural pressure distribution and its relationship to lung volume and interstitial pressure. Journal of Applied Physiology. 70 (3), 967-978 (1991).
  17. Buchko, M. T., et al. Clinical transplantation using negative pressure ventilation ex situ lung perfusion with extended criteria donor lungs. Nature Communications. 11 (1), 5765(2020).
  18. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo perfusion. Transplantation Proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  19. Forgie, K. A., et al. Left lung orthotopic transplantation in a juvenile porcine model for ESLP. The Journal of Visualized Experiments. , (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

LongtransplantatieBeoordeling van de longfunctieNormotherme perfusieLongmetabolismeBewaring van donorlongenLongbiopsietechniekBloedgasanalysePulmonale vaatweerstand
Normothermische negatieve drukventilatie ex situ longperfusie: evaluatie van longfunctie en metabolisme
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.