Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een epitheel schuurmodel voor het bestuderen van corneawondgenezing

3.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63112

⸱

29 december 2021

 ,  ,  ,  , 
1College of Optometry, University of Houston, 2Children’s Nutrition Research Center, Baylor College of Medicine, 3Center for Translational Research on Inflammatory Diseases (CTRID), Michael E. DeBakey Veterans Affairs Medical Center

In dit artikel

Samenvatting

Hier wordt een protocol beschreven voor het maken van een centrale hoornvliesepitheelslijtagewond in de muis met behulp van een trephine en een stompe golfclubspud. Dit hoornvlies wondgenezingsmodel is zeer reproduceerbaar en wordt nu gebruikt om gecompromitteerde hoornvlieswondgenezing in de context van ziekten te evalueren.

Samenvatting

Het hoornvlies is van cruciaal belang voor het gezichtsvermogen en is goed voor ongeveer tweederde van de brekingskracht van het oog. Cruciaal voor de rol van het hoornvlies in het zicht is de transparantie ervan. Vanwege de externe positie is het hoornvlies echter zeer gevoelig voor een breed scala aan verwondingen die kunnen leiden tot het verlies van corneatransparantie en uiteindelijke blindheid. Efficiënte hoornvlieswondgenezing als reactie op deze verwondingen is cruciaal voor het behoud van corneahomeostase en het behoud van corneatransparantie en brekingsvermogen. In geval van gecompromitteerde hoornvlieswondgenezing wordt het hoornvlies kwetsbaar voor infecties, ulceraties en littekens. Gezien het fundamentele belang van cornea wondgenezing voor het behoud van corneatransparantie en visie, is een beter begrip van het normale hoornvlieswondgenezingsproces een voorwaarde voor het begrijpen van verminderde hoornvlieswondgenezing geassocieerd met infectie en ziekte. In de richting van dit doel zijn murinemodellen van hoornvlieswonden nuttig gebleken bij het bevorderen van ons begrip van de genezingsmechanismen van de hoornvlieswond die onder normale fysiologische omstandigheden werken. Hier wordt een protocol beschreven voor het creëren van een centrale cornea-epitheliale slijtage bij muizen met behulp van een trephine en een stompe golfclubspud. In dit model wordt een cirkelvormige trephine met een diameter van 2 mm, gecentreerd over het hoornvlies, gebruikt om het wondgebied af te bakenen. De golfclubspud wordt met zorg gebruikt om het epitheel te debriden en een cirkelvormige wond te creëren zonder het hoornvliesepitheelkelmembraan te beschadigen. De resulterende ontstekingsreactie verloopt als een goed gekarakteriseerde cascade van cellulaire en moleculaire gebeurtenissen die van cruciaal belang zijn voor efficiënte wondgenezing. Dit eenvoudige hoornvlies wondgenezingsmodel is zeer reproduceerbaar en goed gepubliceerd en wordt nu gebruikt om gecompromitteerde hoornvlieswondgenezing in de context van ziekte te evalueren.

Inleiding

Het hoornvlies is het transparante voorste een derde van het oog. Het hoornvlies heeft verschillende functies, waaronder het beschermen van de binnenste structuren van het oog en het vormen van een structurele barrière die het oog beschermt tegen infecties1. Wat nog belangrijker is, het hoornvlies is van cruciaal belang voor het gezichtsvermogen en levert ongeveer tweederde van de brekingskracht van het oog 2,3. Cruciaal voor de rol van het hoornvlies in het zicht is de transparantie ervan. Vanwege de naar buiten gerichte positie wordt het hoornvlies echter dagelijks blootgesteld aan een breed scala aan verwondingen die kunnen leiden tot verstoring van de barrièrefunctie, verlies van transparantie en uiteindelijke blindheid. Verlies van hoornvliestransparantie is wereldwijd een belangrijke oorzaak van slechtziendheid 4,5. Cornea-schaafwonden zijn een veel voorkomende reden voor bezoeken aan de eerste hulp (ER), goed voor de helft van de ooggerelateerde gevallen die op de ER6 worden gepresenteerd. Meer dan 1 miljoen mensen lijden naar schatting jaarlijks aan ooggerelateerd letsel in de Verenigde Staten7. Efficiënte hoornvlieswondgenezing als reactie op deze verwondingen is cruciaal voor het behoud van corneahomeostase en het behoud van de transparantie en refractieve mogelijkheden. In geval van gecompromitteerde hoornvlieswondgenezing wordt het hoornvlies kwetsbaar voor infecties, ulceraties en littekens 8,9. Ook de toenemende populariteit van refractieve operaties plaatst een unieke traumatische uitdaging op het hoornvlies10. Gezien het fundamentele belang van cornea wondgenezing voor het behoud van corneatransparantie en visie, is een beter begrip van het normale hoornvlieswondgenezingsproces een voorwaarde voor het begrijpen van verminderde hoornvlieswondgenezing geassocieerd met infectie en ziekte.

Daartoe zijn verschillende diermodellen van hoornvlieswondgenezing ontwikkeld 11,12,13,14,15. Murine-modellen van hoornvlieswondgenezing zijn nuttig gebleken bij het bevorderen van ons begrip van de hoornvlieswondgenezingsmechanismen die onder normale fysiologische omstandigheden werken. Verschillende soorten hoornvlieswonden zijn gebruikt bij het bestuderen van hoornvlieswondgenezing, elk geschikt voor het onderzoeken van verschillende aspecten van het wondgenezingsproces. De meest voorkomende soorten wondmodellen die worden gebruikt in hoornvlieswondgenezingsstudies zijn de mechanische en chemische wondmodellen. Chemische hoornvlieswonden, meestal met betrekking tot het creëren van alkalische brandwonden op het hoornvlies, zijn nuttig voor het bestuderen van hoornvlieszweren, opacificatie en neovascularisatie13. Mechanische hoornvlieswonden omvatten debridement (slijtage) wonden en keratectomiewonden 14,15,16. Een intact of gebroken cornea-epitheelkelkelmembraan definieert respectievelijk debridement- en keratectomiewonden. Bij debridementwonden blijft het epitheliale keldermembraan intact, terwijl bij keratectomiewonden het keldermembraan wordt doorbroken met penetratie meestal in het voorste stroma. Debridementwonden zijn het meest nuttig voor het bestuderen van re-epithelisatie, epitheelcelproliferatie, immuunrespons en zenuwregeneratie na hoornvlieswonden. Keratectomie wonden, aan de andere kant, zijn het meest nuttig voor het bestuderen van cornea littekens14,15.

Hier wordt een protocol beschreven voor het maken van een centrale hoornvliesepitheelslijtagewond in de muis met behulp van een trephine en een stompe golfclubspud. Dit eenvoudige hoornvlies wondgenezingsmodel is zeer reproduceerbaar en goed gepubliceerd en wordt nu gebruikt om gecompromitteerde hoornvlieswondgenezing te evalueren in de context van ziekte17.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprotocollen werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committees van de Universiteit van Houston en Baylor College of Medicine. De richtlijnen die zijn uiteengezet in de verklaring van de Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) over het gebruik van dieren in visie en oogheelkundig onderzoek werden gevolgd bij het hanteren en gebruiken van de muizen.

1. Voorbereiding

  1. Bereiding van fluoresceïne-oplossing
    1. Bereid 1% fluoresceïneoplossing door 10 mg natriumfluoresceïnezout op te lossen in 1 ml steriele zoutoplossing of steriele 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS).
      OPMERKING: Bereid natriumfluoresceïne-oplossing op de dag van gebruik of een dag ervoor om microbiële besmetting te voorkomen. Wanneer fluoresceïneoplossing een dag voor gebruik wordt bereid, bewaren bij 4 °C uit de buurt van licht. Wikkel buizen met aluminiumfolie om fotobleken te voorkomen.
    2. Verdeel de oplossing in aliquots die geschikt zijn voor gebruik in één experiment. Per muis per tijdstip wordt 1-1,5 μL fluoresceïneoplossing gebruikt. Gebruik de volgende formule om het aliquotvolume te berekenen dat geschikt is voor één experiment:
      figure-protocol-1
      OPMERKING: Als bijvoorbeeld zes muizen worden bestudeerd in een enkel experiment met wondgrootte die op vijf tijdstippen wordt gecontroleerd, zou het volume aliquot dat geschikt is voor dat ene experiment zijn:
      figure-protocol-2
  2. Bereiding van ketamine / xylazine cocktail voor anesthesie van muizen.
    1. Om 10 ml cocktail te bereiden, mengt u 2,0 ml ketamine (100 mg / ml) met 1,0 ml xylazine (20 mg / ml) en voegt u 7,0 ml steriel PBS toe. Bereid ketamine / xylazine cocktail een dag voor of op de dag van de operatie.
      OPMERKING: Alle oplossingen moeten bij kamertemperatuur worden gebruikt, tenzij anders vermeld.

2. Anesthesie

  1. Weeg de muis (8-12 weken oude C57BL/6 wildtype muizen) om de juiste hoeveelheid verdoving te bepalen om toe te dienen. Gebruik de tweehandige muisvergrendelingstechniek om muizen in bedwang te houden en te hanteren voor de injectie van het verdovingsmiddel18. Ketamine/xylazinecocktail intraperitoneaal (i.p.) toedienen in een eindconcentratie van 80 mg/kg ketamine en 8 mg/kg xylazine.
  2. Wacht tot volledige anesthesie is bereikt voordat u hoornvlieswonden op de muis uitvoert. Evalueer de diepte van de anesthesie door de pedaalreflex na het knijpen van de teen te beoordelen. Wanneer adequate anesthesie is bereikt, mag de muis niet bewegen bij het knijpen van de teen.
    OPMERKING: Omdat muizen snel lichaamswarmte verliezen tijdens anesthesie, is het belangrijk om een bron van warmte voor muizen te bieden om onderkoeling te voorkomen. Plaats muizen op een warmtebron (verwarmingskussen) tijdens anesthesie- en herstelfasen.

3. Creatie van hoornvlieswonden

  1. Wond alleen het rechter- of linkeroog. Zorg voor consistentie met het oog (d.w.z. links of rechts) dat gewond is bij het verplaatsen van muis naar muis.
    OPMERKING: Omdat schaafwonden de zenuwen van het hoornvlies beschadigen en de scherpte verminderen, kan het verwonden van beide ogen aanzienlijk ongemak en aantasting veroorzaken. Omdat pijnstillers het potentieel hebben om ontstekingsreacties te onderdrukken, kan het gebruik ervan een confounder zijn in bepaalde experimenten gericht op het begrijpen van hoornvliesontsteking. Het vermijden van pijnstillers in hoornvlieswondexperimenten werd goedgekeurd door onze Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
  2. Om de epitheliale hoornvlieswond te creëren
    1. Gebruik onder een ontleedmicroscoop de trephine met een diameter van 2 mm (zie figuur 1) om het midden van het hoornvlies af te bakenen, waarbij u het oog wijd open houdt met de duim en wijsvinger om de oogleden vast te houden. Draai de trephine voorzichtig om indruk te maken op het hoornvliesepitheel.
      OPMERKING: Er moet voor worden gezorgd dat er geen overmatige druk wordt uitgeoefend bij het gebruik van de trephine, omdat dit kan leiden tot perforatie van het hoornvlies. Ook moet ervoor worden gezorgd dat de trephine centraal wordt geplaatst. De pupillen kunnen worden gebruikt als een oriëntatiepunt om het midden van het hoornvlies te lokaliseren.
    2. Houd onder een ontleedmicroscoop de stompe golfclubspud (zie figuur 1) op ongeveer 45° van het oppervlak van het hoornvlies binnen het gebied afgebakend met de trephine. Schraap het epitheel zorgvuldig en voortdurend binnen het afgebakende gebied met de spud om het epitheel te debrideren.
      OPMERKING: Oefen geen overmatige kracht toe in debridement, omdat dit ook corneaperforatie kan veroorzaken. De ogen van muizen kunnen tijdens het verwondingsproces opdrogen, waardoor debridement moeilijk wordt. Breng in een dergelijk geval steriel PBS aan op het oogoppervlak om een optimale hydratatie te behouden.

figure-protocol-3
Figuur 1: 2 mm trephine en stompe golfclub spud. De trephine wordt gebruikt om een cirkelvormig gebied in het centrum van het hoornvlies af te bakenen en de golfclubspud wordt gebruikt om het epitheel binnen het afgebakende gebied te verwijderen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Monitoring van wondsluiting en herepitheelvorming

  1. Pipetteer 1-1,5 μL 1% fluoresceïneoplossing op het gewonde oppervlak en beeld hoornvlies in met behulp van een digitale microscoop met een blauwe lichtbron.
  2. Verkrijg beelden binnen de eerste minuut van toevoeging van fluoresceïne-oplossing om verspreiding naar het omliggende epitheel te voorkomen, wat leidt tot overschatting van de wondgrootte. Gewonde hoornvliezen worden op specifieke tijdstippen (d.w.z. 0 h, 12 h, 18 h, 24 h en 30 h) na verwonding in beeld gebracht.
    OPMERKING: Op alle tijdstippen wordt beeldvorming uitgevoerd onder anesthesie; ketamine/xylazine wordt gebruikt op het moment van verwonden, terwijl isofluraan op latere tijdstippen wordt gebruikt. Muizen worden individueel gehuisvest in afzonderlijke kooien voor de duur van de wondsluitingsmonitoring. Wanneer ze samen worden gehuisvest, hebben muizen de neiging om de ogen van de nestgenoot te likken, een gedrag waarvan is aangetoond dat het de wondgenezing in verschillende weefsels beïnvloedt19,20.
  3. Analyseer vastgelegde beelden, traceer het wondgebied met behulp van een beeldanalysesoftware. Het wondgebied voor elk tijdstip wordt uitgedrukt als een percentage van het oorspronkelijke wondgebied op 0 uur.

5. Immunofluorescentie beeldvorming en analyse

  1. Euthanaseer muizen door een IACUC-goedgekeurde methode (in dit geval een overdosis koolstofdioxide gevolgd door cervicale dislocatie) op de gewenste tijdstippen na het verwonden.
  2. Oogst oogbollen door zachtjes op de laterale canthus te drukken om de oogbol te verplaatsen met behulp van een irisgebogen schaar. Leid de schaar achter de oogbol om de oogzenuw stevig vast te pakken en knip vervolgens de zenuw door, waardoor de oogbol kan worden verwijderd.
  3. Bevestig elke oogbol in 1 ml 1x PBS met 2% paraformaldehyde gedurende 1 uur bij kamertemperatuur en was vervolgens drie keer in 1 ml 1x PBS gedurende 5 minuten elk.
  4. Gebruik onder een ontleedmicroscoop een chirurgisch mes om een incisie te maken in de sclera, ongeveer 500 μm distale naar de limbus, en snijd vervolgens door de wereldbol. Verwijder met een tang voorzichtig de irisstof uit het hoornvlies en snijd vervolgens voorzichtig het sclerale weefsel weg, zorg ervoor dat de limbus intact blijft.
  5. Maak vier gedeeltelijke radiale sneden, elk ongeveer 1 mm lang, die zich uitstrekken van het perifere hoornvlies en kort van het midden stoppen om het hoornvlies af te vlakken.
  6. Permeabiliseren en blokkeren cornea's in 1 ml 2% runderserumalbumine (BSA) en 0,01% TritonX -100 in 1x PBS gedurende 15 minuten gevolgd door blokkering in 2% BSA in 1x PBS gedurende nog eens 45 minuten bij kamertemperatuur.
  7. Incubeer hoornvliezen 's nachts bij 4 °C in een cocktail van direct gelabelde unieke fluorochroom geconjugeerde antilichamen bereid in 1x PBS met 2% BSA.
    OPMERKING: Antilichamen zijn gericht op het labelen van specifieke cellen en weefsels van belang. Endotheel, neutrofielen en bloedplaatjes zijn bijvoorbeeld gelabeld met respectievelijk anti-CD3121,22, anti-Ly-6G 23,24 en anti-CD41 25,26 antilichamen. 4',6-diamidino-2-fenylindool (DAPI) wordt toegevoegd aan de antilichaamcocktail om kernen te visualiseren.
  8. Was na de incubatie de hoornvliezen driemaal in 1x PBS gedurende 15 minuten elk.
  9. Monteer hoornvliezen op een microscoopglaasje in een druppel anti-fade fluorescentie montagemedium, bedek met een coverslip en beeld met de gewenste vergroting (4x tot 100x objectief) met behulp van een fluorescentielichtmicroscoop. Maak afbeeldingen van volledige dikte van het hoornvlies in verschillende regio's, zoals geïllustreerd in figuur 2A.
    OPMERKING: Het patroon van microscopische analyse geïllustreerd in figuur 2A wordt gebruikt voor het analyseren van specifieke regionale veranderingen in ontsteking en celdeling. Zowel DAPI- als Ly-6G-kleuring worden gebruikt om de extravasculaire neutrofielen te identificeren. Bij DAPI-kleuring hebben bolvormige neutrofielen een duidelijke hoefijzer- of donutvormige kern (figuur 2B).

figure-protocol-4
Figuur 2: Corneabeeldvormingsstrategie en neutrofiele infiltratie na centrale slijtage. (A) Schematische weergave van een hoornvlies wholemount met negen microscopische velden over de diameter van het hoornvlies. Het grijze gebied vertegenwoordigt het oorspronkelijke wondgebied. De breedte van elk gebied is 500 μm. (B) Let op de verschillende hoefijzer- of donutvorm van neutrofiele kernen met DAPI-kleuring. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 3 toont een transmissie-elektronenmicrograaf van een hoornvlieswond gemaakt met de stompe golfclubspud, waaruit blijkt dat het epitheliale keldermembraan inderdaad intact is na letsel.

figure-results-1
Figuur 3: Epitheliaal keldermembraan blijft intact na cornea-abrasie. Transmissie-elektronenmicrograaf van een...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het doel van dit methodedocument was om een protocol te beschrijven voor het maken van een centrale cornea-epitheliale schuurwond in de muis met behulp van een trephine en een stompe golfclubspud. Dit muizenmodel is gebruikt om hoornvliesontsteking en de bijdrage ervan aan wondgenezing te bestuderen. Dit type model kan worden gebruikt om hoornvlieswondgenezingsmechanismen te bestuderen onder normale fysiologische omstandigheden en bij pathologieën 17,28,29,41,42....

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Financiering: Ondersteund door: NIH EY018239 (A.R.B., C.W.S., en R.E.R.), P30EY007551 (A.R.B.), en Sigma Xi Grant in Aid of Research (P.K.A.). De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet de officiële standpunten van de National Institutes of Health, of Sigma Xi.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Anti-CD31 antilichaamBD Bioscience, Pharmingen550274
Anti-CD41 antilichaamBD Bioscience, Pharmingen553847
Anti-Ly6G antilichaamBD Bioscience, Pharmingen551459
Bovine serum albumine (BSA)ThermoFisher scientificB14
C57BL/6 muizenJackson Laboratories664
DAPISigma AldrichD8417
DeltaVision wide-field deconvolutiefluorescentiemicroscoopGE Life Sciences
DissectiemicroscoopLeica Microsystems
Elektronische Toploading-weegschalen (weegschaal)Fisher Scientific
EthanolThermoFisher scientificT038181000CS
Golfclub-aardappelschepStephens InstrumentsS2-1135
Iriscurve schaarFisher Scientific31212
IsofluraanPatterson Veterinary07-893-1389
KetaminePatterson Veterinary07-890-8598
Fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS)ThermoFisher scientificAM9624
Natriumfluoresceine zoutSigma Aldrich46970
Chirurgisch mes (scapellemes)Fine Science Tools10022-00
TrefineIntegra Miltex33-31
TritonX -100Fisher Scientific50-295-34
PincetFine Science Tools11923-13
XylazinPatterson Veterinary07-808-1947

Referenties

  1. DelMonte, D. W., Kim, T. Anatomy and physiology of the cornea. Journal of Cataract and Refractive Surgery. 37 (3), 588-598 (2011).
  2. Meek, K. M., Knupp, C. Corneal structure and transparency. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 1-16 (2015).
  3. Sridhar, M. S. Anatomy of cornea and ocular surface. Indian Journal of Ophthalmology. 66 (2), 190-194 (2018).
  4. Flaxman, S. R., et al. Global causes of blindness and distance vision impairment 1990-2020: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (12), 1221-1234 (2017).
  5. Robaei, D., Watson, S. Corneal blindness: A global problem. Clinical & Experimental Ophthalmology. 42 (3), 213-214 (2014).
  6. McGwin, G., Owsley, C. Incidence of emergency department-treated eye injury in the United States. Archives of Ophthalmology. 123 (5), 662-666 (2005).
  7. Ljubimov, A. V., Saghizadeh, M. Progress in corneal wound healing. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 17-45 (2015).
  8. Wilson, S. L., Haj, A. J. E., Yang, Y. Control of scar tissue formation in the cornea: Strategies in clinical and corneal tissue engineering. Journal of Functional Biomaterials. 3 (3), 642(2012).
  9. Vaidyanathan, U., et al. Persistent corneal epithelial defects: A review article. Medical Hypothesis, Discovery and Innovation in Ophthalmology. 8 (3), 163-176 (2019).
  10. Netto, M., et al. Wound healing in the cornea: a review of refractive surgery complications and new prospects for therapy. Cornea. 24 (5), 509-522 (2005).
  11. Friedenwald, J. S., Buschke, W. Some factors concerned in the mitotic and wound-healing activities of the corneal epithelium. Transactions of the American Ophthalmological Society. 42, 371-383 (1944).
  12. Xu, K., Yu, F. -S. X. Impaired epithelial wound healing and EGFR signaling pathways in the corneas of diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (6), 3301-3308 (2011).
  13. Bai, J. Q., Qin, H. F., Zhao, S. H. Research on mouse model of grade II corneal alkali burn. International Journal of Ophthalmology. 9 (4), 487-490 (2016).
  14. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Stepp, M. A., Zieske, J. D. αVβ6 integrin promotes corneal wound healing. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (11), 8505-8513 (2011).
  15. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Zieske, J. D. Role of thrombospondin-1 in repair of penetrating corneal wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (9), 6262-6268 (2013).
  16. Stepp, M. A., et al. Wounding the cornea to learn how it heals. Experimental Eye Research. 121, 178-193 (2014).
  17. Hargrave, A., et al. Corneal dysfunction precedes the onset of hyperglycemia in a mouse model of diet-induced obesity. PLoS ONE. 15, 0238750(2020).
  18. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (67), e2771(2012).
  19. Bodner, L., Dayan, D. Effect of parotid submandibular and sublingual saliva on wound healing in rats. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Physiology. 100 (4), 887-890 (1991).
  20. Abbasian, B., Azizi, S., Esmaeili, A. Effects of rat's licking behavior on cutaneous wound healing. Iranian Journal of Basic Medical Sciences. 13 (1), 242-247 (2010).
  21. DeLisser, H. M., et al. Involvement of endothelial PECAM-1/CD31 in angiogenesis. The American Journal of Pathology. 151 (3), 671-677 (1997).
  22. Piali, L., et al. CD31/PECAM-1 is a ligand for alpha v beta 3 integrin involved in adhesion of leukocytes to endothelium. The Journal of Cell Biology. 130 (2), 451-460 (1995).
  23. Fleming, T. J., Fleming, M. L., Malek, T. R. Selective expression of Ly-6G on myeloid lineage cells in mouse bone marrow. RB6-8C5 mAb to granulocyte-differentiation antigen (Gr-1) detects members of the Ly-6 family. The Journal of Immunology. 151 (5), 2399-2408 (1993).
  24. Fleming, T. J., Malek, T. R. Multiple glycosylphosphatidylinositol-anchored Ly-6 molecules and transmembrane Ly-6E mediate inhibition of IL-2 production. The Journal of Immunology. 153 (5), 1955-1962 (1994).
  25. Phillips, D. R., Charo, I. F., Scarborough, R. M. GPIIb-IIIa: the responsive integrin. Cell. 65 (3), 359-362 (1991).
  26. Nieswandt, B., et al. Acute systemic reaction and lung alterations induced by an antiplatelet integrin gpIIb/IIIa antibody in mice. Blood. 94 (2), 684-693 (1999).
  27. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  28. Liu, Q., Smith, C. W., Zhang, W., Burns, A. R., Li, Z. NK cells modulate the inflammatory response to corneal epithelial abrasion and thereby support wound healing. American Journal of Pathology. 181 (2), 452-462 (2012).
  29. Gao, Y., et al. NK cells are necessary for recovery of corneal CD11c+ dendritic cells after epithelial abrasion injury. Journal of Leukocyte Biology. 94 (2), 343-351 (2013).
  30. Xiao, C., et al. Acute tobacco smoke exposure exacerbates the inflammatory response to corneal wounds in mice via the sympathetic nervous system. Communications Biology. 2, 33(2019).
  31. Wang, H., et al. Epothilone B speeds corneal nerve regrowth and functional recovery through microtubule stabilization and increased nerve beading. Scientific Reports. 8 (1), 2647(2018).
  32. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Lymphocyte function-associated Antigen-1-dependent inhibition of corneal wound healing. Cell Injury. 169, 1590-1600 (2006).
  33. Wu, M., et al. The neuroregenerative effects of topical decorin on the injured mouse cornea. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 1-14 (2020).
  34. Rodrigues, M., Kosaric, N., Bonham, C. A., Gurtner, G. C. Wound healing: A cellular perspective. Physiological Reviews. 99 (1), 665-706 (2019).
  35. Rennard, S. I. Inflammation and repair processes in chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 160 (5), Pt 2 12-16 (1999).
  36. Landén, N. X., Li, D., Ståhle, M. Transition from inflammation to proliferation: a critical step during wound healing. Cellular and Molecular Life Sciences. 73 (20), 3861-3885 (2016).
  37. Li, Z., Rumbaut, R. E., Burns, A. R., Smith, C. W. Platelet response to corneal abrasion is necessary for acute inflammation and efficient re-epithelialteation. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47, 4794-4802 (2006).
  38. Lam, F. W., Burns, A. R., Smith, C. W., Rumbaut, R. E. Platelets enhance neutrophil transendothelial migration via P-selectin glycoprotein ligand-1. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 300 (2), 468-475 (2011).
  39. La Cruz, A. D., et al. Platelet and erythrocyte extravasation across inflamed corneal venules depend on CD18, neutrophils, and mast cell degranulation. International Journal of Molecular Sciences. 22 (14), 7360(2021).
  40. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Two waves of neutrophil emigration in response to corneal epithelial abrasion: Distinct adhesion molecule requirements. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47 (5), 1947-1955 (2006).
  41. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF Are Necessary for Efficient Corneal Nerve Regeneration. The American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  42. Xue, Y., et al. Modulation of circadian rhythms affects corneal epithelium renewal and repair in mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 58 (3), 1865-1874 (2017).
  43. Zhang, W., Magadi, S., Li, Z., Smith, C. W., Burns, A. R. IL-20 promotes epithelial healing of the injured mouse cornea. Experimental Eye Research. 154, 22-29 (2017).
  44. Li, Z., Burns, A. R., Miller, S. B., Smith, C. W. CCL20, γδ T cells, and IL-22 in corneal epithelial healing. FASEB Journal. 25 (8), 2659-2668 (2011).
  45. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF are necessary for efficient corneal nerve regeneration. American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  46. Reins, R. Y., Hanlon, S. D., Magadi, S., McDermott, A. M. Effects of topically applied Vitamin D during corneal wound healing. PLoS ONE. 11 (4), 0152889(2016).
  47. Gagen, D., et al. ICAM-1 mediates surface contact between neutrophils and keratocytes following corneal epithelial abrasion in the mouse. Experimental Eye Research. 91 (5), 676-684 (2010).
  48. Li, Z., Rivera, C. A., Burns, A. R., Smith, C. W. Hindlimb unloading depresses corneal epithelial wound healing in mice. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 641-647 (2004).
  49. Byeseda, S. E., et al. ICAM-1 is necessary for epithelial recruitment of γδ T cells and efficient corneal wound healing. American Journal of Pathology. 175 (2), 571-579 (2009).
  50. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  51. Petrescu, M. S., et al. Neutrophil interactions with keratocytes during corneal epithelial wound healing: A role for CD18 integrins. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (11), 5023-5029 (2007).
  52. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing. Experimental Eye Research. 93 (6), 927-936 (2011).
  53. Pal-Ghosh, S., et al. Cytokine deposition alters leukocyte morphology and initial recruitment of monocytes and γδT cells after corneal injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (4), 2757-2765 (2014).
  54. Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Jurjus, R. A., Zieske, J. D., Stepp, M. A. BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds. Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).
  55. Kato, T., Chang, J. H., Azar, D. T. Expression of type XVIII collagen during healing of corneal incisions and keratectomy wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 78-85 (2003).
  56. Kure, T., et al. Corneal neovascularization after excimer keratectomy wounds in matrilysin-deficient mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 137-144 (2003).
  57. Lin, A., et al. Bacterial keratitis preferred practice pattern. Ophthalmology. 126 (1), 1-55 (2019).
  58. Cable, E. J., Onishi, K. G., Prendergast, B. J. Circadian rhythms accelerate wound healing in female Siberian hamsters. Physiology and Behavior. 171, 165-174 (2017).
  59. Lyons, A. B., Moy, L., Moy, R., Tung, R. Circadian rhythm and the skin: A review of the literature. Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 12 (9), 42-45 (2019).
  60. Westman, J., Grinstein, S., Marques, P. E. Phagocytosis of Necrotic Debris at Sites of Injury and Inflammation. Frontiers in Immunology. 10, 3030(2020).
  61. Gaudry, M., et al. Intracellular pool of vascular endothelial growth factor in human neutrophils. Blood. 90 (10), 4153-4161 (1997).
  62. Pan, Z., et al. Vascular endothelial growth factor promotes anatomical and functional recovery of injured peripheral nerves in the avascular cornea. FASEB Journal. 7, 2756-2767 (2013).
  63. Di, G., et al. VEGF-B promotes recovery of corneal innervations and trophic functions in diabetic mice. Scientific Reports. 7 (1), 1-13 (2017).
  64. Thomas, M. R., Storey, R. F. The role of platelets in inflammation. Thrombosis and Haemostasis. 114 (3), 449-458 (2015).
  65. Margraf, A., Zarbock, A. Platelets in inflammation and resolution. The Journal of Immunology. 203 (9), 2357-2367 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Hoornvliesdoorzichtigheidmuismodel van het hoornvliesbasaalmembraanwondsluitingontstekingsreactiefluoresceïnekleuringdigitale microscopiebeeldanalyse
Een epitheel schuurmodel voor het bestuderen van corneawondgenezing
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.