Hier presenteren we een gestandaardiseerd SAH-muismodel, geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie, gecombineerd met magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) 24 uur na de operatie om de juiste bloedingsplaats te garanderen en andere relevante intracraniale pathologieën uit te sluiten.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Endovasculair perforatiemodel voor subarachnoïdale bloeding gecombineerd met magnetische resonantie beeldvorming (MRI)
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Het endovasculaire filamentperforatiemodel om subarachnoïdale bloeding (SAH) na te bootsen is een veelgebruikt model - de techniek kan echter een hoog sterftecijfer veroorzaken, evenals een oncontroleerbaar volume van SAH en andere intracraniale complicaties zoals beroerte of intracraniële bloeding. In dit protocol wordt een gestandaardiseerd SAH-muismodel gepresenteerd, geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatie, gecombineerd met magnetische resonantiebeeldvorming (MRI) 24 uur na de operatie om de juiste bloedingsplaats te garanderen en andere relevante intracraniale pathologieën uit te sluiten. Kortom, C57BL/6J muizen worden verdoofd met een intraperitoneale ketamine/xylazine (70 mg/16 mg/kg lichaamsgewicht) injectie en in rugligging geplaatst. Na middellijn nekincisie worden de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) en halsslagaderbifurcatie blootgesteld en wordt een 5-0 niet-absorbeerbare monofilament polypropyleen hechtdraad retrograde ingebracht in de externe halsslagader (ECA) en in de gemeenschappelijke halsslagader gebracht. Vervolgens wordt het filament in de interne halsslagader (ICA) geïnvagineerd en naar voren geduwd om de voorste hersenslagader (ACA) te perforeren. Na herstel van de operatie ondergaan muizen 24 uur later een 7,0 T MRI. Het bloedingsvolume kan worden gekwantificeerd en gesorteerd via postoperatieve MRI, waardoor een robuuste experimentele SAH-groep de mogelijkheid heeft om verdere subgroepanalyses uit te voeren op basis van de bloedhoeveelheid.
Inleiding
Subarachnoïdale bloeding (SAH) wordt veroorzaakt door de breuk van een intracranieel aneurysma en vormt een levensbedreigende noodsituatie, geassocieerd met aanzienlijke morbiditeit en mortaliteit, goed voor ongeveer 5% van de beroertes 1,2. SAH-patiënten presenteren zich met ernstige hoofdpijn, neurologische disfunctie en progressieve bewustzijnsstoornissen3. Ongeveer 30% van de SAH-patiënten overlijdt binnen de eerste 30 dagen na de eerste bloeding4. Klinisch gezien ervaart 50% van de patiënten vertraagd hersenletsel (DBI) na vroeg hersenletsel. DBI wordt gekenmerkt door vertraagde cerebrale ischemie en vertraagde neurologische tekorten. Huidige studies hebben aangetoond dat de synergetische effecten van verschillende factoren leiden tot het verlies van neurologische functie, waaronder de vernietiging van de bloed-hersenbarrière, de samentrekking van kleine slagaders, microcirculatiedisfunctie en trombose 5,6.
Een uniek aspect van SAH is dat de pathogenese afkomstig is van een extraparenchymale locatie, maar vervolgens leidt tot schadelijke cascades in het parenchym: de pathologie begint met de accumulatie van bloed in de subarachnoïdale ruimte, waardoor een groot aantal intraparenchymale effecten wordt veroorzaakt, zoals neuro-inflammatie, neuronale en endotheelcelapoptose, corticale verspreidingsdepolarisatie en hersenoedeemvorming7, 8.
Klinisch onderzoek wordt beperkt door verschillende factoren, waardoor het diermodel een cruciaal element is in het consistent en nauwkeurig nabootsen van de pathomechanismeistische veranderingen van de ziekte. Er zijn verschillende SAH-modelprotocollen voorgesteld, bijvoorbeeld autologe bloedinjectie in de cisterna magna (ACM). Ook een aangepaste methode met een dubbele injectie van autoloog bloed in respectievelijk de cisterna magna en de optische chiasm cisterne (APC) 9,10. Hoewel autologe bloedinjectie een eenvoudige manier is om het pathologische proces van vasospasme en ontstekingsreacties na subarachnoïdale bloeding te simuleren, is de volgende stijging van de intracraniale druk (ICP) relatief langzaam en worden er geen opmerkelijke veranderingen in de permeabiliteit van de bloed-hersenbarrière geïnduceerd11,12. Een andere methode, de periarteriële bloedplaatsing, meestal gebruikt in grote SAH-modellen (bijv. Apen en honden), omvat het plaatsen van antistollingsautoloog bloed of vergelijkbare bloedproducten rond het vat. De diameterveranderingen van de slagader kunnen worden waargenomen met een microscoop, die dient als een indicator voor cerebrale vasospasme na SAH13.
Barry et al. beschreven voor het eerst een endovasculair perforatiemodel in 1979 waarbij de basilaire slagader wordt blootgelegd na het verwijderen van de schedel; de slagader wordt vervolgens doorboord met wolfraammicro-elektroden, met behulp van een microscopische stereotactische techniek14. In 1995 pasten Bederson en Veelken het Zea-Longa-model van cerebrale ischemie aan en stelden de endovasculaire perforatie vast, die sinds15,16 voortdurend is verbeterd. Deze methode is gebaseerd op het feit dat muizen en mensen een vergelijkbaar intracranieel vasculair netwerk delen, bekend als de cirkel van Willis.
Voor postoperatieve evaluatie en sortering van SAH in het muismodel zijn verschillende benaderingen voorgesteld. Sugawara et al. ontwikkelden een sorteerschaal die sinds 2008 veel wordt gebruikt17. Deze methode beoordeelt de ernst van SAH op basis van morfologische veranderingen. Voor deze methode moet de morfologie van het hersenweefsel van de muis echter onder direct zicht worden onderzocht en daarom moet de muis worden opgeofferd voor beoordeling. Bovendien zijn verschillende methoden vastgesteld voor het bepalen van de ernst van SAH in vivo. Benaderingen variëren van eenvoudige neurologische scoring tot monitoring van intracraniale druk (ICP) tot verschillende radiologische beeldvormingstechnieken. Bovendien is MRI-gradatie aangetoond als een nieuw, niet-invasief hulpmiddel om de ernst van SAH te beoordelen, correlerend met neurologische score18,19.
Hier wordt een protocol gepresenteerd voor een SAH-model veroorzaakt door endovasculaire perforatie, gecombineerd met postoperatieve MRI. In een poging om een systeem op te zetten om de hoeveelheid bloedingen in een in vivo setting te objectiveren, ontwikkelden we ook een systeem voor SAH-sortering en kwantificering van het totale bloedvolume op basis van 7,0 T hoge resolutie T2-gewogen MRI. Deze aanpak zorgt voor de juiste inductie van SAH en uitsluiting van andere pathologieën zoals beroerte, hydrocefalie of intracerebrale bloeding (ICH) en complicaties.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en voorschriften van Landesamt fuer Gesundheit und Soziales (LaGeSo), Berlijn, Duitsland (G0063/18). In deze studie werden C57Bl/6J mannelijke (8-12 weken oude) muizen met een gewicht van 25 ± 0,286 g (gemiddeld ± s.e.m.) gebruikt.
1. Bereiding van dieren
- Induceer anesthesie door ketamine (70 mg/kg) en xylazine (16 mg/kg) intraperitoneaal te injecteren. Handhaaf een normale lichaamstemperatuur, wat bijdraagt aan een snelle inductie van diepe anesthesie. Test op adequate sedatie met een pijnprikkel, zoals een teenknelpunt, en controleer de afwezigheid van een reactie.
- Scheer het nekhaar van de muis zorgvuldig met een scheermes, reinig het met 70% ethanol gevolgd door betadine / chloorhexidine en breng 1% lidocaïne aan op het huidoppervlak voor lokale pijnbestrijding.
- Plaats de muis in rugligging. Gebruik tape om de ledematen en staart te fixeren en de huid van de nek voorzichtig uit te rekken naar de andere kant van de operatie. Til tegelijkertijd de nek iets op.
- Gebruik oogheelkundige zalf (bijv. 5% dexpanthenol) om uitdroging van de ogen tijdens de operatie te voorkomen.
2. SAH inductie
Figuur 1: Stapsgewijze beelden van de chirurgische techniek. (A) Afbeelding van de blootgestelde anatomie van de rechter halsslagader: het CCA en zijn splitsing in ICA en ECA worden geïdentificeerd, evenals de kleine takken van de ECA (OA en STA). (B) De ERK wordt gemobiliseerd uit het omliggende weefsel en met twee hechtingen geligeerd voordat het wordt doorgesneden. Een derde ligatie moet losjes in de buurt van de bifurcatie worden geplaatst zonder deze af te sluiten. C) De ICA en het WVV worden tijdelijk afgesloten (met ligatie of clips) om overmatig bloeden te voorkomen wanneer de ERK zorgvuldig wordt ingesneden. D) De gloeidraad wordt in de ERK ingebracht en in het WVV gebracht. De vooraf afgesproken ligatie moet zorgvuldig worden aangespannen, zodat er geen bloeduitvloeiing optreedt, maar het mogelijk blijft om het filament vooruit te helpen. (E) De ICA en CCA worden heropend en de ECA-stronk moet in een schedelrichting worden aangepast. Door de gloeidraad ~ 9 mm naar voren in de ICA te duwen, wordt de ACA-MCA-bifurcatie bereikt en wordt het vat vervolgens geperforeerd door de gloeidraad ~ 3 mm verder te duwen. (F) De gloeidraad wordt teruggetrokken nadat een tijdelijke herligatie van het CCA is gewaarborgd. De vooraf afgesproken ligatie van de ERK wordt snel afgesloten en het WVV wordt heropend om reperfusie mogelijk te maken. Afkortingen: ACA = voorste hersenslagader, CCA = gemeenschappelijke halsslagader, ECA = externe halsslagader, MCA = middelste hersenslagader, ICA = interne halsslagader, OA = occipitale slagader, PPA = pterygopalatine slagader, STA = superieure schildklierslagader. Schaalbalk = 2 mm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
- Open de nekhuid met een steriel scalpel, van de kin tot de bovenrand van het borstbeen (1,5 cm), en scheid speekselklieren botweg van hun omliggende bindweefsel.
- Scheid de spiergroep langs één kant [in dit geval de rechterkant] van de luchtpijp, waardoor de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) schede bedekt met voedende bloedvaten en venules wordt blootgesteld. Het CCA en de nervus vagus bevinden zich dicht bij elkaar.
- Dissociëer de CCA en laat een vrije 8-0 zijde hechtdraad rond de CCA zonder deze van tevoren te legen. Let op de bescherming van de nervus vagus, omdat deze gemakkelijk wordt beschadigd (figuur 1A).
- Een drievoudige bifurcatie van het CCA, de ICA en de ECA is zichtbaar langs het onderste achterste derde deel van de diastase. Ontleed het distale uiteinde van de ERK en laat het vat tweemaal zo ver mogelijk zakken.
- Koppel de ECA los op het middelpunt van het tweemaal geligeerde segment, waardoor een vatstomp ontstaat.
- Regel één ligatie voor het filament rond de ECA-stronk, sluit deze niet totdat het filament met succes is ingebracht.
- Gebruik een hechting of microclip om de ICA en CCA tijdelijk af te sluiten (figuur 1B).
- Maak een kleine incisie (ongeveer de helft van de ECA-diameter) in de ECA met behulp van een microvasculaire schaar. Plaats een 5-0 (alternatief 4-0) proleenfilament in de ECA en breng het in het CCA.
- Sluit de ligatuur op de ECA iets terwijl u de microclip op de ICA en CCA losmaakt (figuur 1C).
- Trek voorzichtig terug aan de gloeidraad en pas de ECA-stomp in de schedelrichting aan, waarbij het filament door de bifurcatie in de ICA wordt geïnvagineerd (figuur 1D).
- Richt de filamentpunt mediaal onder een hoek van ~30° ten opzichte van de tracheale middellijn en ~30° op het horizontale vlak. Duw de gloeidraad naar voren in de ICA. Na het bereiken van de ACA-MCA bifurcatie wordt weerstand aangetroffen (~9 mm).
- Verschuif het filament 3 mm verder en perforeer de juiste ACA. Trek het filament onmiddellijk terug naar de ECA-stomp, waardoor het bloed in de subarachnoïdale ruimte kan stromen.
- Houd het filament ongeveer 10 s in deze positie (figuur 1E). De aanwezigheid van spiertrillingen, ipsilaterale miose, naar adem happen, veranderd hartritme en urine-incontinentie kunnen ondersteunend bewijs zijn van een succesvolle operatie.
- Sluit de CCA tijdelijk om overmatig bloedverlies te voorkomen. Trek de gloeidraad er onmiddellijk uit en laat de ECA los met de vooraf afgesproken hechting. Heropen het CCA en laat reperfusie en verdere effusie van bloed in de subarachnoïdale ruimte toe (figuur 1F).
- Na controle op bloedingslekkage, desinfecteer de huid rond de wond om postoperatieve huidinfecties te voorkomen en hecht de wond met een niet-absorbeerbare 4-0 polyestervezel hechtdraad.
- Plaats de muis in een thermische doos totdat het bewustzijn is herwonnen. Wacht tot het dier volledig wakker is en zorg ervoor dat het voldoende bij bewustzijn is gekomen om de sternale lighouding te behouden. Breng dieren niet terug naar het gezelschap van andere muizen totdat ze volledig hersteld zijn.
- Dien 200-300 mg/kg lichaamsgewicht paracetamol toe voor postoperatieve pijnverlichting.
- Controleer de muizen dagelijks na de operatie.
3. MRI-meting
- 24 uur na de operatie, MRI uitvoeren met behulp van een knaagdierscanner (Table of Materials) en een speciale muiskopresonator - hier werd een 20 mm zend / ontvang-volumeresonator gebruikt.
- Plaats de muis op een verwarmde circulerende waterdeken om een constante lichaamstemperatuur van ~37 °C te garanderen. Anesthesie induceren met 2,5% isofluraan in een O2/N2O-mengsel (30%/70%) en handhaven met 1,5-2% isofluraan via gezichtsmasker onder continue ventilatiebewaking.
- Voer eerst een snelle referentiescan uit met 3 orthogonale plakverpakkingen (Tri-Pilot-Multi, FLASH met herhalingstijd TR/echotijd TE = 200 ms/3 ms, 1 gemiddelde, fliphoek FA = 30°, gezichtsveld FOV = 28 mm x 28 mm, matrix MTX = 256 x 256, plakdikte 1 mm, totale acquisitietijd TA = 30 s).
- Gebruik vervolgens een hoge resolutie T2-gewogen 2D turbo spin-echo sequentie voor beeldvorming (beeldvormingsparameters TR / TE = 5505 ms / 36 ms, RARE factor 8, 6 gemiddelden, 46 aaneengesloten axiale plakjes met een plakdikte van 0,35 mm om de hele hersenen te bedekken, FOV = 25,6 mm x 25,6 mm, MTX = 256 x 256, TA = 13 min).
- Als het resultaat onduidelijk is, gebruik dan een extra door ademhaling geactiveerde T2 *gewogen gradiëntechosequentie met dezelfde isodistantie als de T2w-scan (2D FLASH, TR / TE = 600 ms / 6,3 ms, FA = 30 °, 1 gemiddelde, 20 axiale plakjes met een dikte van 0,35 mm, FOV en MTX identiek aan T2w, TA = 5-10 minuten, afhankelijk van de ademhalingssnelheid).
- Breng de gegevens over naar het DICOM-beeldformaat en gebruik ImageJ-software voor SAH-sortering en volumetrie van bloedstolsels. Details over de kwantificering worden als een stapsgewijze handleiding vermeld in het aanvullende materiaal (aanvullende figuur 1).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Mortaliteit
Voor deze studie werden in totaal 92 mannelijke C57Bl/6J-muizen in de leeftijd van 8-12 weken onderworpen aan SAH-operatie; hierin zagen we een algemeen sterftecijfer van 11,9% (n = 12). Mortaliteit trad uitsluitend op binnen de eerste 6-24 uur na de operatie, wat suggereert dat perioperatieve mortaliteit en SAH-bloeding zelf de meest waarschijnlijke bijdragende factoren zijn.
SAH bloedingsgraad
In totaal ontvingen 50 muizen MRI 24 uur postop...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Samenvattend wordt een gestandaardiseerd SAH-muismodel geïnduceerd door endovasculaire filamentperforatieoperatie gepresenteerd met een kleine invasie, korte operatietijd en acceptabele sterftecijfers. MRI wordt 24 uur postoperatief uitgevoerd om de juiste bloedingsplaats en de uitsluiting van andere relevante intracraniale pathologieën te garanderen. Bovendien hebben we verschillende SAH-bloedingsgraden geclassificeerd en bloedingsvolumes gemeten, waardoor verdere subgroepanalyses op basis van bloedingsgraden mogelijk z...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
Geen belangenverstrengeling
Dankbetuigingen
SL werd ondersteund door de Chinese Scholarship Council. KT werd ondersteund door de BIH-MD-beurs van het Berlijnse Instituut voor Gezondheid en de Sonnenfeld-Stiftung. RX wordt ondersteund door het BIH-Charité Clinician Scientist Program, gefinancierd door de Charité-Universitätsmedizin Berlin en het Berlin Institute of Health. We erkennen de steun van de German Research Foundation (DFG) en het Open Access Publication Fund van Charité - Universitätsmedizin Berlin.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Oogcrème | Bayer | 815529836 | Bepanthen |
| Afbeeldingenanalysesoftware | ImageJ | Gebundeld met Java 1.8.0_172 | |
| Ligatie-naald (5-0) | SMI | Zijde zwart USP | |
| Lichtbron voor microscoop | Zeiss | CL 6000 LED | |
| Ketamine | CP-pharma | 797-037 | 100 mg/mL |
| MRI | Bruker | Pharmascan 70/16 | 7 Tesla |
| MRI-afbeeldingen verworven software | Bruker | Bruker Paravision 5.1 | |
| Paracetamol (40 mg/mL) | bene Arzneimittel | 4993736 | |
| Prolene-filament (5-0) | Erhicon | EH7255 | |
| Scherer | Wella | HS61 | |
| Chirurgisch instrument (Fijne schaar) | FST | 14060-09 | |
| Chirurgisch instrument (tang #1) | AESCULAP | FM001R | |
| Chirurgisch instrument (tang #2) | AESCULAP | FD2855R | |
| Chirurgisch instrument (tang #3) | Hammacher | HCS 082-12 | |
| Chirurgisch instrument (Naaldhouder) | FST | 91201-13 | |
| Chirurgisch instrument (Vannas Spring Schaar) | FST | 15000-08 | |
| Chirurgisch microscoop | Zeiss | Stemi 2000 C | |
| Ventilatiebewaking | Stony Brook | Kleine dierbewaking en gating systeem | |
| Wondsuture (4-0) | Erhicon | CB84D | |
| Xylavet | CP-pharma | 797-062 | 20 mg/mL |
Referenties
- Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
- van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. The Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
- Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. Subarachnoid hemorrhage. Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).
- Schertz, M., Mehdaoui, H., Hamlat, A., Piotin, M., Banydeen, R., Mejdoubi, M. Incidence and mortality of spontaneous subarachnoid hemorrhage in martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945(2016).
- Okazaki, T., Kuroda, Y. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: intensive care for improving neurological outcome. Journal of Intensive Care. 6 (1), 28(2018).
- Kilbourn, K. J., Levy, S., Staff, I., Kureshi, I., McCullough, L. Clinical characteristics and outcomes of neurogenic stress cadiomyopathy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Clinical Neurology and Neurosurgery. 115 (7), 909-914 (2013).
- de Oliveira Manoel, A. L., et al. The critical care management of spontaneous intracranial hemorrhage: a contemporary review. Critical Care. 20 (1), 272(2016).
- Schneider, U. C., et al. Microglia inflict delayed brain injury after subarachnoid hemorrhage. Acta Neuropathologica. 130 (2), 215-231 (2015).
- Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
- Piepgras, A., Thomé, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
- Suzuki, H., et al. Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats. Journal of Clinical Investigation. 104 (1), 59-66 (1999).
- Dudhani, R. V., Kyle, M., Dedeo, C., Riordan, M., Deshaies, E. M. A Low mortality rat model to assess delayed cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e4157(2013).
- Iuliano, B. A., Pluta, R. M., Jung, C., Oldfield, E. H. Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm. Journal of Neurosurgery. 100 (2), 287-294 (2004).
- Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm. Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 327-334 (2008).
- Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).
- Mutoh, T., Mutoh, T., Sasaki, K., Nakamura, K., Taki, Y., Ishikawa, T. Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage. Medical Science Monitor. 22, 2050-2055 (2016).
- Kothari, R. U., et al. The ABCs of measuring intracerebral hemorrhage volumes. Stroke. 27 (8), 1304-1305 (1996).
- Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).
- Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm. Neurological Research. 31 (6), 568-581 (2009).
- Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 1-8 (2019).
- Frontera, J. A., et al. Prediction of symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage: The modified fisher scale. Neurosurgery. 59 (1), 21-26 (2006).
- Fisher, C. M., Kistler, J. P., Davis, J. M. Relation of cerebral vasospasm to subarachnoid hemorrhage visualized by computerized tomographic scanning. Neurosurgery. 6 (1), 1-9 (1980).
- Wilson, D. A., et al. A simple and quantitative method to predict symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage based on computed tomography: Beyond the fisher scale. Neurosurgery. 71 (4), 869-875 (2012).
- Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (81), e50845(2013).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
