Methodenartikel

Biologische voorbereiding en mechanische techniek voor het bepalen van visco-elastische eigenschappen van zonulaire vezels

DOI:

10.3791/63171

⸱

16 december 2021

 ,  ,  , 
1Department of Basic Sciences, University of Health Sciences and Pharmacy, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences, Washington University School of Medicine, 3Department of Biomedical Engineering, The Ohio State University, 4Department of Cell Biology & Physiology, Washington University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol beschrijft een methode voor de studie van extracellulaire matrix visco-elasticiteit en de afhankelijkheid ervan van eiwitsamenstelling of omgevingsfactoren. Het beoogde matrixsysteem is de muiszone. De prestaties van de methode worden aangetoond door het visco-elastische gedrag van wild-type zonulaire vezels te vergelijken met die zonder microfibril-geassocieerd glycoproteïne-1.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elasticiteit is essentieel voor de functie van weefsels zoals bloedvaten, spieren en longen. Deze eigenschap is grotendeels afgeleid van de extracellulaire matrix (ECM), het eiwitnetwerk dat cellen en weefsels aan elkaar bindt. Hoe de elastische eigenschappen van een ECM-netwerk zich verhouden tot de samenstelling ervan, en of de relaxatie-eigenschappen van de ECM een fysiologische rol spelen, zijn vragen die nog volledig moeten worden aangepakt. Een deel van de uitdaging ligt in de complexe architectuur van de meeste ECM-systemen en de moeilijkheid om ECM-componenten te isoleren zonder hun structuur in gevaar te brengen. Een uitzondering is de zonule, een ECM-systeem dat voorkomt in het oog van gewervelde dieren. De zone bestaat uit vezels van honderden tot duizenden micrometers die de celvrije ruimte tussen de lens en de oogwand overspannen. In dit rapport beschrijven we een mechanische techniek die gebruik maakt van de sterk georganiseerde structuur van de zone om de visco-elastische eigenschappen te kwantificeren en de bijdrage van individuele eiwitcomponenten te bepalen. De methode omvat dissectie van een vast oog om de lens en de zonulus te belichten en maakt gebruik van een pull-up-techniek die de zonulaire vezels gelijk rekt terwijl hun spanning wordt bewaakt. De techniek is relatief goedkoop maar gevoelig genoeg om veranderingen in visco-elastische eigenschappen van zonulaire vezels te detecteren bij muizen zonder specifieke zonulaire eiwitten of met veroudering. Hoewel de hier gepresenteerde methode voornamelijk is ontworpen voor het bestuderen van oculaire ontwikkeling en ziekte, zou het ook kunnen dienen als een experimenteel model voor het verkennen van bredere vragen met betrekking tot de visco-elastische eigenschappen van elastische ECM's en de rol van externe factoren zoals ionische concentratie, temperatuur en interacties met signaalmoleculen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het oog van een gewerveld dier bevat een levende optische lens die helpt bij het scherpstellen van beelden op het netvlies1. De lens wordt opgehangen aan de optische as door een systeem van delicate, radiaal georiënteerde vezels, zoals geïllustreerd in figuur 1A. Aan het ene uiteinde hechten de vezels zich aan de evenaar van de lens en aan het andere uiteinde aan het oppervlak van het ciliaire lichaam. Hun lengtes overspannen afstanden variërend van 150 μm bij muizen tot 1 mm bij mensen. Gezamenlijk staan deze vezels bekend als de zonule van Zinn2, de ciliaire zonule of gewoon de zonule. Oculair trauma, ziekte en bepaalde genetische aandoeningen kunnen de integriteit van de zonulaire vezels3 beïnvloeden, wat resulteert in hun uiteindelijke falen en gepaard gaand verlies van gezichtsvermogen. Bij muizen hebben de vezels een kern die voornamelijk bestaat uit het eiwit fibrilline-2, omgeven door een mantel rijk aan fibrilline-14. Hoewel zonulaire vezels uniek zijn voor het oog, vertonen ze veel overeenkomsten met op elastine gebaseerde ECM-vezels die elders in het lichaam worden aangetroffen. De laatste zijn bedekt met een fibrilline-1 mantel5 en hebben vergelijkbare afmetingen als zonulaire vezels6. Andere eiwitten, zoals latent-transformerende groeifactor β-bindende eiwitten (LTBPs) en microfibril-geassocieerd glycoproteïne-1 (MOP-1), worden gevonden in combinatie met beide soorten vezels7,8,9,10,11. De elastische modulus van zonulaire vezels ligt in het bereik van 0,18-1,50 MPa12,13,14,15,16, vergelijkbaar met die van op elastine gebaseerde vezels (0,3-1,2 MPa)17. Deze architecturale en mechanische overeenkomsten doen ons geloven dat elk inzicht in de rollen van zonulus-geassocieerde eiwitten kan helpen hun rol in andere ECM-elastische vezels op te helderen.

Het belangrijkste doel van het ontwikkelen van de hier beschreven methode is om inzicht te krijgen in de rol van specifieke zonulaire eiwitten in de progressie van erfelijke oogziekten. De algemene benadering is om de visco-elastische eigenschappen van zonulaire vezels in wild-type muizen te vergelijken met die van muizen met gerichte mutaties in genen die coderen voor zonulaire eiwitten. Hoewel verschillende methoden eerder zijn gebruikt om de elasto-mechanische eigenschappen van zonulaire vezels te meten, zijn ze allemaal ontworpen voor de ogen van veel grotere dieren12,13,14,15,16. Als zodanig zijn modellen niet genetisch handelbaar; we probeerden een experimentele methode te ontwikkelen die beter geschikt was voor de kleine en delicate ogen van muizen.

De methode die we hebben ontwikkeld voor het beoordelen van de visco-elasticiteit van zoneulaire vezels bij muizen is een techniek die we de pull-up assay4,18 noemen, die visueel wordt samengevat in figuur 1. Hieronder vindt u een gedetailleerde beschrijving van de pull-upmethode en de analyse van de resultaten. We beginnen met het beschrijven van de constructie van het apparaat, inclusief de driedimensionale (3D) geprinte onderdelen die in het project worden gebruikt. Vervolgens beschrijven we het protocol dat wordt gebruikt voor het verkrijgen en voorbereiden van de ogen voor het experiment. Ten slotte geven we stapsgewijze instructies over het verkrijgen van gegevens voor de bepaling van de visco-elastische eigenschappen van zonulaire vezels. In de sectie Representatieve resultaten delen we eerder niet-gepubliceerde gegevens die zijn verkregen met onze methode over de visco-elastische eigenschappen van zoneuze vezels van muizen zonder MOP-119, evenals een controleset die is verkregen van leeftijdsgematchte wilde dieren. Ten slotte sluiten we af met algemene opmerkingen over de voordelen en beperkingen van de methode en suggesties voor mogelijke experimenten die kunnen verduidelijken hoe omgevings- en biochemische factoren de visco-elastische eigenschappen van ECM-vezels beïnvloeden.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierproeven werden goedgekeurd door de Washington University Animal Studies Committee en hielden zich aan de ARVO-verklaring voor het gebruik van dieren in oogheelkundig en visionair onderzoek.

1. Fabricage van gespecialiseerde onderdelen en constructie van apparaten

  1. Fabricage van gespecialiseerde onderdelen
    1. Sonde fabricage. Houd een glazen capillair onder een hoek zoals weergegeven in het linkerdeelvenster van figuur 2A. Plaats een vlam van een sigarettenaansteker op ongeveer 2 cm van het ene uiteinde en houd deze daar totdat het uiteinde 90° buigt, zoals weergegeven in het rechterpaneel van figuur 2A.
    2. Fabricage van voorbeeldplatforms. Ontwerp met behulp van 3D-tekensoftware een platform met een diameter van 30 x 30 x 5 mm met hemisferische inkepingen van 2,0, 2,5 en 3,0 mm, zoals weergegeven in figuur 2B.
    3. Fabricage van sondehouders. Ontwerp met behulp van de 3D-tekensoftware een houder die de capillaire sonde vasthoudt en bevestig deze aan een micromanipulator (zie figuur 2C).
      OPMERKING: Een voorbeeld 3D-bestand voor platformfabricage en sondehouderfabricage in STL-formaat is op aanvraag verkrijgbaar bij de corresponderende auteur.
    4. Negatieve lensassemblage. Plaats een negatieve cilindrische lens (-75 mm in brandpuntsafstand en ongeveer 50 mm in hoogte en lengte) zoals weergegeven in figuur 1C en figuur 1D om de vervorming te corrigeren die wordt veroorzaakt door de toevoeging van vloeistof aan de petrischaal (toevoeging van vloeistof vervormt het zicht van het ontlede oog wanneer het vanaf de zijkant wordt afgebeeld).
    5. Lijm de negatieve lens op een van de 2-sleufs bases (zie figuur 2D voor de positionering van de lens op de basis).
    6. Monteer de overige onderdelen zoals weergegeven in figuur 2D.
    7. Stel de hoogte van de paal zo in dat de lens nauwelijks over de schaal zweeft en draai de schroef in de posthouder vast.
  2. Constructie van apparaten
    1. Installeer op een computer het logboekregistratieprogramma dat bij de weegschaal, de microscoopcamerasoftware en de gemotoriseerde micrometercontrollertoepassing wordt geleverd.
    2. Sluit de gemotoriseerde micrometer aan op de servomotorcontroller en de laatste op de computer. Start de motorcontrollertoepassing en bewerk de motorinstellingen.
      OPMERKING: De motorinstellingen, die hieronder worden vermeld, werden gekozen na voorbereidende experimenten waaruit bleek dat spanningen ontspanden op een tijdschaal van 10-20 s. Op basis van deze bepaling selecteerden we een snelheid en versnelling waarmee de motor een verplaatsing van 50 μm kon voltooien in een tijd die kleiner was dan de ontspanningstijd, maar niet te kort om te voorkomen dat het monster schokte. Hier kozen we voor een verplaatsingstijd van ongeveer 5-10 s.
    3. Stel de maximale snelheid in op 0,01 mm/s en de versnelling op 0,005 mm/s2.
    4. Installeer de camera in de inspectiemicroscoop en test de camerabeeldbewerkingssoftware.
    5. Plaats de weegschaal op de bankruimte die aan het apparaat is gewijd.
    6. Lijm een 3D-geprint platform (vanaf stap 1.1.2) op een petrischaaltje en voeg een glazen kraal van 2-3 mm toe aan een van de putjes. Plaats de petrischaal op de weegschaal zodat de kraal zich in het midden van de pan bevindt.
    7. Vervang de handmatige micrometer van de micromanipulator door de gemotoriseerde.
    8. Schroef de twee 4-40 schroeven in de sondehouder. Bevestig de sondehouder aan de manipulator zoals aangegeven in figuur 1C.
    9. Bereid een sonde voor zoals geïllustreerd in figuur 2A, plaats deze in de sondehouder met het gebogen gedeelte naar beneden gericht en draai de schroeven vast.
    10. Plaats de micromanipulator zo op tafel dat de punt van de sonde zich boven de kraal op het platform bevindt. Bevestig de micromanipulator aan de tafel om onbedoelde beweging tijdens het experiment te voorkomen.
    11. Plaats de zijmicroscoop op de tafel zodat de kraal zich in het midden van het gezichtsveld bevindt en scherp is.

2. Monstervoorbereiding en gegevensverzameling

  1. Oogfixatie en dissectie
    1. Onderhoud wild-type muizen en Magp1-null dieren op een identieke C57 / BL6J achtergrond. Euthanaseer muizen van 1 maand of 1 jaar oud door CO2-inademing.
    2. Verwijder de ogen met een fijne tang en fixeer de geucleeerde bollen 's nachts op 4 °C in 4% paraformaldehyde/fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS, pH 7,4). Handhaaf een positieve druk van 15-20 mmHg in het oog tijdens het fixatieproces, zoals beschreven6.
      OPMERKING: Experimenten worden uitgevoerd op mannelijke muizen, om te controleren op mogelijke geslachtsgerelateerde verschillen in de grootte van de oculaire bol. De positieve druk zorgt ervoor dat de wereldbol opgeblazen blijft, waardoor de opening tussen de lens en de wand van het oog overspannen door de zonulaire vezels behouden blijft.
    3. Was de ogen gedurende 10 minuten in PBS. Maak met behulp van een oogheelkundige chirurgische schaar en werkend onder een stereomicroscoop een incisie van volledige dikte in de oogwand in de buurt van de oogzenuwkop.
    4. Strek de snede naar voren naar de evenaar en vervolgens rond de equatoriale omtrek van het oog. Zorg ervoor dat u de delicate ciliaire processen en bijbehorende zonulaire vezels spaart.
    5. Verwijder de achterkant van de wereldbol en belicht het achterste oppervlak van de lens.
    6. Gebruik de tang om een ontleed oog uit de bufferoplossing te verwijderen en plaats het op een droogtaakdoekje met het hoornvlies naar beneden gericht. Sleep het hoornvlies voorzichtig over het oppervlak van het doekje om het te drogen.
    7. Voeg 3 μL instantlijm toe aan de platformputten die het oog in de petrischaal plaatsen.
    8. Plaats de schaal op de podiumplaat van de stereomicroscoop zodat de put met de lijm in zicht is.
    9. Breng het oog over van het doekje naar de rand van de put die lijm bevat. Sleep het oog vervolgens voorzichtig in de put en pas snel de oriëntatie aan zodat de achterkant van de lens boven is.
    10. Droog de belichte kant van de lens door deze voorzichtig te deppen met de hoek van een droog doekje.
    11. Breng een klodder instantlijm aan op de bodem van een petrischaaltje van 50 mm en cementeer het platform erop.
  2. Meting van de zonulaire visco-elastische respons
    1. Schakel de weegschaal in, start het schaalregistratieprogramma en de camerasoftware. Zorg ervoor dat het logboekprogramma gedurende 30 minuten gegevens kan verzamelen, omdat sommige proeven zo lang kunnen duren.
    2. Schakel de servomotorcontroller in en start de controllertoepassing op de computer. Zorg ervoor dat de controller is ingesteld om in stappen van 50 μm te bewegen met behulp van bewegingsparameters die vergelijkbaar zijn met die beschreven in de OPMERKING in stap 1.2.2.
    3. Maak een 90° bocht in een capillaire staaf zoals beschreven in stap 1.1.1.
    4. Schuif het gebogen capillair in de capillaire sondehouder en draai de bevestigingsschroeven vast.
      OPMERKING: Om uitdroging van monsters te minimaliseren, raden we aan dat stap 1-4 vóór of tijdens de oogdissectie wordt voltooid.
    5. Voeg een kleine (~ 1 mm) kraal uv-uithardende lijm toe aan de punt van het capillair.
    6. Gebruik de handmatige aanpassingen op de manipulator om de punt van de capillaire sonde zo te bewegen dat deze direct over het midden van de lens ligt. Controleer of het onderste deel van de UV-lijm gecentreerd over de bovenkant van de lens lijkt wanneer het van voren (door visuele inspectie) en de zijkant (door de microscoopcamera) wordt bekeken.
    7. Terwijl u door de camera kijkt, laat u de punt van de sonde zakken totdat de UV-lijm contact maakt met de lens en een derde tot de helft van het bovenoppervlak bedekt.
    8. Gebruik een gerichte, bijna zichtbare UV-lichtbron met lage intensiteit (~ 1 mW) om de lijm uit te harden.
      OPMERKING: Deze specificaties volstaan om de lijm in een paar seconden uit te harden en tegelijkertijd het potentieel voor het induceren van eiwitverknoping te minimaliseren. De UV-lichtbronnen die bij commerciële UV-lijmpennen worden geleverd, voldoen aan deze specificaties.
    9. Voeg PBS-oplossing toe aan de schaal totdat het oog bedekt is met vloeistof tot een diepte van ten minste 2 mm.
    10. Plaats de cilindrische lens voor de inspectiemicroscoop en zo dicht mogelijk bij de petrischaal zonder deze aan te raken.
    11. Start tegelijkertijd het logboekprogramma en een timerprogramma. Maak een foto van het oog/de sonde met behulp van de camera.
    12. Na 60 s, start nog eens 50 μm verplaatsing, en daarna elke 60 s totdat het experiment is voltooid, d.w.z. totdat alle vezels zijn gebroken. Merk op dat het signaal niet terugkeert naar het basisniveau als gevolg van bufferverdamping tijdens het experiment. Corrigeer de daaruit voortvloeiende afwijking in de metingen tijdens de gegevensanalyse, zoals geïllustreerd in stap 2.2.14.
    13. Sla na voltooiing van een run de schaalregistratiegegevens op en exporteer deze naar een indeling die compatibel is met de spreadsheet, bijvoorbeeld een .csv indeling. Sla de lensfoto's op die tijdens de run zijn verzameld.
    14. Importeer gegevens in een spreadsheet. Gebruik de eerste en de laatste schaalaflezing om de afwijking in de achtergrondmeting in de loop van de tijd als gevolg van verdamping te interpoleren (zie figuur 3). Trek de geïnterpoleerde meting af van de meting op elk tijdstip.
      OPMERKING: Als u een spreadsheet gebruikt, kan de interpolatie automatisch worden uitgevoerd door de formule in te voeren = B2 - $B $ 2 + ($B $ 2 - @INDIRECT ("B"&COUNTA(B:B)))/(COUNTA(B:B)-2) * A2 in de cel rechts van de eerste schaallezing, vervolgens de cursor naar de rechterbenedenhoek van de cel te verplaatsen en naar de laatste gegevenswaarde te slepen. De formule gaat ervan uit dat de gegevens zijn georganiseerd in een kolom met het eerste gegevenspunt in cel B2. Indien gewenst kunnen de gegevens die in stap 2.2.14 worden verwerkt, worden geanalyseerd met het quasi-elastische visco-elastische model dat is ontwikkeld door een van de co-auteurs, Dr. Matthew Riley4.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De hier beschreven pull-up techniek biedt een eenvoudige benadering voor het bepalen van visco-elastische eigenschappen van zonulaire vezels bij muizen. Kortom, het muizenoog wordt eerst bewaard door injectie van een fixatief bij fysiologische intraoculaire druk. Deze aanpak handhaaft de natuurlijke inflatie van het oog en houdt de vezels goed voorgespannen (fixatie werd aanvaardbaar geacht nadat voorlopige experimenten aantoonden dat het de elasticiteit of sterkte van de vezels niet significant veranderde). De achterkan...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De zonule is een ongewoon ECM-systeem waarbij vezels symmetrisch zijn gerangschikt en identiek kunnen worden gemanipuleerd door de ooglens langs de optische as te verplaatsen. De ruimte is ook gemakkelijk toegankelijk zonder cellulaire verstoring, waardoor de vezels kunnen worden bestudeerd in een omgeving dicht bij hun oorspronkelijke staat. De pull-up techniek maakt gebruik van deze ECM-presentatie om de delicate vezels van muizen, een genetisch handelbaar systeem, te manipuleren en hun mechanische eigenschappen nauwke...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door NIH R01 EY029130 (S.B.) en P30 EY002687 (S.B.), R01 HL53325 en de Ines Mandl Research Foundation (R.P.M.), de Marfan Foundation, en een onbeperkte subsidie aan de afdeling Oogheelkunde en Visuele Wetenschappen aan de Washington University van Research to Prevent Blindness. J.R. ontving ook een beurs van de University of Health Sciences and Pharmacy ter ondersteuning van dit project.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1/4-20 zeskantschroeven 3/4 inch langThorlabsSH25S075
1/4-20 moerHardware winkel
3D SLA printerAnycubicPhoton
4-40 schroeven 3/8 inch lang, 2Hardware winkel
Kapillairen, OD 1,2 mm en 3 inch lang, geen filamentWPI1B120-3
Cyanoacrylaat (super) lijmLoctite
Digitale weegschaal nauwkeurig tot 0,01 gVernierOHAUS Scout 220
ExcelMicrosoftSpreadsheet
Gas sigarettenaansteker
Inspectie/dissectie microscoopAmscopeSKU: SM-4NTPWerkafstand ~ 15 cm
Micromanipulator, Economy 4-asWPIKite-L
Gemotoriseerde micrometerThorlabsZ812B
Negatieve cilindrische lensThorlabsLK1431L1-75 mm brandpuntsafstand
Petrischalen, 50 mm
Posthouder, 3 inchThorlabsPH3
Post, 4 inchThorlabsTR4
WeeglogsoftwareVernierLoggePro
ServomotorcontrollerThorlabsKDC101
Software voor servomotorcontrollerThorlabsAPT
Sleufbasis, 1ThorlabsBA1S
Sleuvenbases, 2ThorlabsBA2
Standaard voor micromanipulatorWPIM-10
USB-camera voor microscoopAmscopeSKU: MD500
UV geactiveerde lijm met UV-bronAmazon

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philosophical Transactions of the Royal Society B Biological Sciences. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  2. Bassnett, S. Zinn's zonule. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100902(2021).
  3. Dureau, P. Pathophysiology of zonular diseases. Current Opinion in Ophthalmology. 19 (1), 27-30 (2008).
  4. Shi, Y., et al. Latent-transforming growth factor beta-binding protein-2 (LTBP-2) is required for longevity but not for development of zonular fibers. Matrix Biology. 95, 15-31 (2021).
  5. Ushiki, T. Collagen fibers, reticular fibers and elastic fibers. A comprehensive understanding from a morphological viewpoint. Archives of Histology and Cytology. 65 (2), 109-126 (2002).
  6. Bassnett, S. A method for preserving and visualizing the three-dimensional structure of the mouse zonule. Experimental Eye Research. 185, 107685(2019).
  7. Todorovic, V., Rifkin, D. B. LTBPs, more than just an escort service. Journal of Cellular Biochemistry. 113 (2), 410-418 (2012).
  8. Mecham, R. P., Gibson, M. A. The microfibril-associated glycoproteins (MAGPs) and the microfibrillar niche. Matrix Biology. 47, 13-33 (2015).
  9. Hubmacher, D., Reinhardt, D. P., Plesec, T., Schenke-Layland, K., Apte, S. S. Human eye development is characterized by coordinated expression of fibrillin isoforms. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (12), 7934-7944 (2014).
  10. Inoue, T., et al. Latent TGF-β binding protein-2 is essential for the development of ciliary zonule microfibrils. Human Molecular Genetics. 23 (21), 5672-5682 (2014).
  11. De Maria, A., Wilmarth, P. A., David, L. L., Bassnett, S. Proteomic analysis of the bovine and human ciliary zonule. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 573-585 (2017).
  12. Wright, D. M., Duance, V. C., Wess, T. J., Kielty, C. M., Purslow, P. P. The supramolecular organization of fibrillin-rich microfibrils determines the mechanical properties of bovine zonular filaments. Journal of Experimental Biology. 202 (21), 3011-3020 (1999).
  13. Bocskai, Z. I., Sandor, G. L., Kiss, Z., Bojtar, I., Nagy, Z. Z. Evaluation of the mechanical behaviour and estimation of the elastic properties of porcine zonular fibres. Journal of Biomechanics. 47 (13), 3264-3271 (2014).
  14. Fisher, R. F. The ciliary body in accommodation. Transactions of the Ophthalmological Societies of the United Kingdom. 105, Pt 2 208-219 (1986).
  15. Michael, R., et al. Elastic properties of human lens zonules as a function of age in presbyopes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (10), 6109-6114 (2012).
  16. van Alphen, G. W., Graebel, W. P. Elasticity of tissues involved in accommodation. Vision Research. 31 (7-8), 1417-1438 (1991).
  17. Green, E. M., Mansfield, J. C., Bell, J. S., Winlove, C. P. The structure and micromechanics of elastic tissue. Interface Focus. 4 (2), 20130058(2014).
  18. Jones, W., Rodriguez, J., Bassnett, S. Targeted deletion of fibrillin-1 in the mouse eye results in ectopia lentis and other ocular phenotypes associated with Marfan syndrome. Disease Models & Mechanisms. 12 (1), 037283(2019).
  19. Weinbaum, J. S., et al. Deficiency in microfibril-associated glycoprotein-1 leads to complex phenotypes in multiple organ systems. Journal of Biological Chemistry. 283 (37), 25533-25543 (2008).
  20. Comeglio, P., Evans, A. L., Brice, G., Cooling, R. J., Child, A. H. Identification of FBN1 gene mutations in patients with ectopia lentis and marfanoid habitus. British Journal of Ophthalmology. 86 (12), 1359-1362 (2002).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Extracellulaire MatrixPull Up AssayOculaire BiomechanicaMicrofibril Prote nenStereomicroscoopLensdissectieTreksterkte

Gerelateerde artikelen