Methodenartikel

Modellering neonatale intraventriculaire bloeding door intraventriculaire injectie van hemoglobine

DOI:

10.3791/63345

⸱

25 augustus 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, University of Kentucky, 2Department of Pediatric Surgery, University of Texas, 3Department of Neurological Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 4Department of Orthopedic Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 5Department of Pediatrics, Washington University in St. Louis School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een model van neonatale intraventriculaire bloeding met rattenpups die de pathologie nabootst die bij mensen wordt gezien.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neonatale intraventriculaire bloeding (IVH) is een veel voorkomend gevolg van vroeggeboorte en leidt tot hersenletsel, posthemorragische hydrocephalus (PHH) en levenslange neurologische tekorten. Hoewel PHH kan worden behandeld door tijdelijke en permanente cerebrospinale vloeistof (CSF) afleidingsprocedures (respectievelijk ventriculaire reservoir en ventriculoperitoneale shunt), zijn er geen farmacologische strategieën om IVH-geïnduceerd hersenletsel en hydrocefalie te voorkomen of te behandelen. Diermodellen zijn nodig om de pathofysiologie van IVH beter te begrijpen en farmacologische behandelingen te testen. Hoewel er bestaande modellen van neonatale IVH zijn, worden die welke betrouwbaar resulteren in hydrocephalus vaak beperkt door de noodzaak van injecties met een groot volume, wat de modellering van de pathologie kan bemoeilijken of variabiliteit in het waargenomen klinische fenotype kan introduceren.

Recente klinische studies hebben hemoglobine en ferritine betrokken bij het veroorzaken van ventriculaire vergroting na IVH. Hier ontwikkelen we een eenvoudig diermodel dat het klinische fenotype van PHH nabootst met behulp van intraventriculaire injecties met een klein volume van het bloedafbraakproduct hemoglobine. Naast het betrouwbaar induceren van ventriculaire vergroting en hydrocefalie, resulteert dit model in witte stofletsel, ontsteking en immuuncelinfiltratie in periventriculaire en witte stofgebieden. Dit artikel beschrijft deze klinisch relevante, eenvoudige methode voor het modelleren van IVH-PHH bij neonatale ratten met behulp van intraventriculaire injectie en presenteert methoden voor het kwantificeren van de ventrikelgrootte na injectie.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neonatale IVH is afkomstig van de kiemmatrix, een plaats van snelle celdeling die grenst aan de laterale ventrikels van de zich ontwikkelende hersenen. Deze zeer vasculaire structuur is kwetsbaar voor hemodynamische instabiliteit gerelateerd aan vroeggeboorte. Bloed wordt vrijgegeven in de laterale ventrikels in germinale matrixbloeding (GMH) -IVH wanneer fragiele bloedvaten in de kiemmatrix scheuren. In het geval van graad IVH kan periventriculaire hemorragische infarct ook bijdragen aan de afgifte van bloedproducten in de hersenen. 1 De combinatie van GMH-IVH kan PHH veroorzaken, vooral na een hooggradige bloeding (graad III en IV)1. PHH kan worden behandeld met de plaatsing van een ventriculoperitoneale shunt, maar shuntplaatsing keert het hersenletsel dat kan optreden door IVH niet om. Hoewel moderne neonatale intensive care de tarieven van IVH2, 3 heeft verlaagd, zijn er geen specifieke behandelingen voor het hersenletsel of hydrocefalie veroorzaakt door IVH zodra het is opgetreden. Een belangrijke beperking bij het ontwikkelen van preventieve behandelingen voor IVH-geïnduceerd hersenletsel en PHH is het onvolledige begrip van IVH-pathofysiologie.

Onlangs is aangetoond dat vroege csf-niveaus van het belangrijkste bloedafbraakproduct hemoglobine geassocieerd zijn met de latere ontwikkeling van PHH bij pasgeborenen met hooggradige IVH4. Bovendien zijn CSF-niveaus van ijzerverwerkingsroute-eiwitten - hemoglobine, ferritine en bilirubine - geassocieerd met ventrikelgrootte bij neonatale IVH. Dit werd ook aangetoond in een multicenter cohort van zuigelingen met premature PHH, waar hogere ventriculaire CSF-niveaus van ferritine geassocieerd waren met grotere ventrikelgrootte5.

In deze studie ontwikkelden we een klinisch relevant model van IVH-geïnduceerd hersenletsel en hydrocefalie met behulp van hemoglobine-injectie in de hersenkamers, wat kwantificering van hersenletsel en PHH mogelijk maakt en het testen van nieuwe therapeutische strategieën (figuur 1) 6, 7. Dit IVH-model maakt gebruik van neonatale rattenpups, die voor de duur van de procedure onder algemene anesthesie worden geplaatst. Een middellijnincisie wordt op de hoofdhuid gemaakt en coördinaten afgeleid van schedeloriëntatiepunten - de bregma of lambda - worden gebruikt om de laterale ventrikels te richten voor injectie. Langzame injectie met behulp van een infusiepomp levert hemoglobine in de ventrikel. Dit protocol is eenvoudig te gebruiken, veelzijdig en kan verschillende componenten van IVH modelleren die resulteren in PHH.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

OPMERKING: Alle dierprotocollen zijn goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van de instelling. Zie de tabel met materialen voor meer informatie over alle materialen, reagentia, apparatuur en software die in dit protocol worden gebruikt.

1. Bereiding van hemoglobine- en csf-oplossingen

  1. Bereid een steriele kunstmatige CSF (aCSF) oplossing door 500 μL van de aCSF-oplossing toe te voegen aan een microbuisje van 1,5 ml en op ijs te bewaren.
  2. Bereid een steriele 150 mg / ml hemoglobineoplossing door 75 mg hemoglobine toe te voegen aan 500 μL aCSF in een microbuisje van 1,5 ml en bewaar op ijs.

2. Voorbereiding van het dier voor injectie

  1. Draai het verwarmingskussen op de mediuminstelling om de lichaamstemperatuur van de rat te handhaven.
  2. Anesthetiseer postnatale dag 4 (P4) ratten in een inductiekamer gevuld met 3% isofluraan.
    OPMERKING: Bevestig voldoende anesthesie met behulp van de teen / staart-knijpreactie om de 15 minuten. Controleer anesthesie met visuele observatie van weefselkleur, lichaamstemperatuur en ademhalingsfrequentie.
  3. Dien pijnverlichting met een subcutane carprofeninjectie van 5 mg/kg toe aan de verdoofde rat.
  4. Plaats de verdoofde rat in het stereotactische apparaat met de neus in de anesthesieadapter met een constante stroom van 1,5% isofluraan.
  5. Span niet-gescheurde oorstangen op de externe auditieve meatus aan om het hoofd vast te zetten.
    OPMERKING: Breng dierenartszalf aan om de ogen gehydrateerd te houden als de ogen open zijn op de leeftijd van injectie.
  6. Reinig de kop, afgewisseld met steriele applicators met katoenpunt gedrenkt in betadine en 70% ethanol.
    1. Raak de met betadine doordrenkte applicator aan in het midden van de hoofdhuid en verspreid de betadine in cirkels en beweeg naar buiten.
    2. Herhaal stap 2.6.1.1 met de met ethanol doordrenkte applicator.
    3. Herhaal stap 2.6.1.1 en stap 2.6.1.2 3x.
  7. Breng een steriel chirurgisch gordijn aan om het chirurgische veld te beschermen.
  8. Maak met behulp van een steriel scalpel een incisie van 0,3 cm verticaal in het midden van het hoofd om de bregma van de schedel bloot te leggen.
    OPMERKING: Als u vanuit de lambda injecteert, stel dan de lambda van de schedel bloot in plaats van de bregma.
  9. Gebruik een steriele applicator met katoenpunt om het gebied te drogen.

3. De stereotactische injector instellen

  1. Trek de in stap 1.2 bereide hemoglobineoplossing in een steriele spuit van 0,3 ml met een naald van 30 G en plaats de spuit in het stereotactische injectorsysteem.
    OPMERKING: Als u controleomstandigheden genereert, trekt u de in stap 1.1 bereide ACSF-oplossing in een steriele spuit van 0,3 ml en gaat u verder met het protocol.
  2. Schakel de stereotactische injectorinterface in en klik op de knop Configuratie om het injectievolume en de snelheidsinstellingen in te voeren.
    1. Klik op Volume en stel het volume in op 20.000 nL (20 μL).
    2. Klik op Infusiesnelheid en stel de snelheid in op 8.000 nL/min (8 μL/min).
  3. Sluit Configuratie af door op de knop Pos opnieuw instellen te klikken.
  4. Spoel de naaldpunt door op de knop Infuse te klikken totdat een kleine kraal van hemoglobine-oplossing aan de naaldpunt verschijnt.
  5. Voer de hemoglobine-oplossing voorzichtig uit de naaldpunt met een steriele applicator met katoenen punt.

4. Dierlijke injectie

  1. Stel de bregma in op nul op het stereotactische injectorsysteem door de middellaterale en anteroposteriorposities van de spuit aan te passen voordat u de punt van de gespoelde spuitnaald laat zakken om de schedel voorzichtig bij de bregma aan te raken.
    OPMERKING: Als u vanuit de lambda injecteert, stelt u lambda in op nul.
  2. Identificeer de coördinaten van keuze.
    1. Als u injecteert vanuit de bregma, bij P4-ratten die hier worden beschreven, gebruikt u 1,5 mm lateraal, 0,4 mm voorste en 2,0 mm diep van bregma.
    2. Als u vanuit de lambda injecteert, gebruikt u de volgende coördinaten voor P4-ratten: 1,1 mm lateraal, 4,6 mm voorste en 3,3 mm diep van lambda.
  3. Til de naald van de spuit 1 cm boven de schedel op om de hoofdhuid te verwijderen. Wanneer de spuit wordt opgetild, gaat u verder met het instellen van de middellaterale en anteroposteriorcoördinaten.
  4. Laat de naald van de spuit zakken om de schedel voorzichtig aan te raken. Controleer of de naald de schedel raakt.
  5. Stel de dorsoventrale coördinaat in over een periode van 30 s.
    OPMERKING: Tijdens het instellen van de dorsoventrale coördinaat zal de naald de schedel doorboren. Er moet voor worden gezorgd dat de spuit door de schedel gaat zonder de schedel te vervormen. Schedelvervorming wordt vermeden door de naald langzaam terug te trekken langs de dorsoventrale coördinaat als vervorming optreedt en vervolgens de naald langs hetzelfde traject terug te plaatsen. Hierdoor kan de naald met minder kracht en zonder vervorming door het gat in de schedel.
  6. Klik op de stereotactische injectorinterface op de knop Uitvoeren om de injectie te starten.
  7. Nadat de injectie is voltooid, laat u de naald van de spuit gedurende 2 minuten op zijn plaats om de terugstroom van de oplossing te minimaliseren.
  8. Trek de spuit langzaam op langs de dorsoventrale coördinaat gedurende 2 minuten totdat de naaldpunt zich 2 cm boven de hoofdhuid bevindt.
  9. Draai de stereotactische injectorarm weg van het operatieveld.

5. Postoperatieve zorg

  1. Sluit de hoofdhuid met een 6-0 monofilament hechting. Maak een eenvoudige onderbroken hechting in het midden van de incisie van 0,3 cm.
  2. Haal de pup uit de narcose en plaats hem op een veilige plek op het verwarmingskussen.
  3. Breng het knaagdier terug naar de thuiskooi om te herstellen van de anesthesie onder de zorg van zijn moeder.
    OPMERKING: Tijdige terugkeer naar de zorg voor de moeder vermindert vroege postoperatieve sterfte.
  4. Controleer de dieren op anesthesie door verlies van de rechtzettingsreflex per uur na de operatie gedurende 3 uur.
  5. Controleer de dieren dagelijks gedurende 7 dagen voor normale activiteit, voedselinname en gewichtstoename. Controleer de incisieplaats voor wondgenezing, sluiting en terugkeer van bont op de plaats van de operatie.
    OPMERKING: In het zeldzame geval dat neurologische veranderingen zoals epileptische aanvallen, centrale depressie of verminderde eetlust worden waargenomen tijdens de monitoring, euthanaseer het dier met behulp van intravasculaire perfusie of cervicale dislocatie onder anesthesie.
  6. Om infectie te voorkomen zodra de hechting is gesloten en de wond geneest, brengt u topisch drievoudig antibioticum aan op de incisieplaats.

6. MRI-acquisitie en kwantificering

  1. Voer MRI uit op een 4,7T- of 9,4T-scanner voor kleine dieren.
  2. Draai het verwarmingskussen op de mediuminstelling om de lichaamstemperatuur van de rat te handhaven.
  3. Induceer anesthesie in een kamer met behulp van 3% isofluraan.
    OPMERKING: Bevestig voldoende anesthesie met behulp van de teen / staart-knijpreactie om de 15 minuten. Controleer anesthesie met visuele observatie van weefselkleur, lichaamstemperatuur en ademhalingsfrequentie.
  4. Plaats de verdoofde rat in de MRI met de neus in de anesthesieadapter met een constante stroom van 1,5% isofluraan.
  5. Voer T2-gewogen beeldvorming uit door een T2-gewogen snelle spin-echosequentie te selecteren.
    1. Als u een 4,7T MRI-scanner gebruikt, voert u de volgende parameters in de MRI-software in: herhalingstijd = 3.000 ms, echotijd = 27,50 ms, aantal gemiddelden = 3, gezichtsveld = 18,0 mm x 18,0 mm, matrix = 128 x 128, aantal axiale plakjes = 24, dikte = 0,50 mm.
    2. Als u een 9,4T MRI-scanner gebruikt, voert u de volgende parameters in de MRI-software in: herhalingstijd = 5.000 ms, echotijd = 66,00 ms, echoafstand = 16,50 ms, aantal gemiddelden = 2, herhalingen = 1, zeldzame factor = 8, gezichtsveld = 16,0 mm x 16,0 mm, matrix = 256 x 256, aantal axiale plakjes = 32, dikte = 0,50 mm.
  6. Klik op de knop Doorgaan om de reeks te starten.

7. Beeldverwerking en -analyse

  1. Gebruik native T2-gewogen gegevens om het hersenvolume te analyseren. Gebruik segmentatiesoftware om de laterale ventrikels handmatig af tebakenen 6. Klik op Paintbrush Mode en selecteer vierkante penseelstijl . Stel de penseelgrootte in op 1. Klik op Lay-outcontrole en selecteer de axiale weergave. Klik op zoomen om te passen. Plaats de cursor op de afbeelding; traceer en vul de laterale ventrikelruimte.
  2. Klik op Segmentatie in de werkbalk | Volume en statistieken om de gesegmenteerde volumes te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het succes van de injectie werd bevestigd door radiologische en immunohistochemische middelen. Dieren die hemoglobine-injectie ondergingen, ontwikkelden matige acute ventriculomegalie bij beoordeling via MRI (figuur 2A), met significant grotere laterale ventrikels op 24 uur en 72 uur na hemoglobine-injectie in vergelijking met aCSF-geïnjecteerde dieren (figuur 2B, C). Hoewel er geen significant verschil was in lateraal ventrikelvolume tussen hem...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit IVH-model met behulp van hemoglobine-injectie maakt de studie mogelijk van de pathologie van IVH specifiek gemedieerd door hemoglobine. Voor complementaire studies kan hemoglobine ook gemakkelijk in vitro worden toegediend en verstoort het geen biochemische testen voor eiwitten gemaakt door microglia / macrofagen die aanwezig zijn in volbloed.

De leidende theorieën van IVH-PHH omvatten de mechanische obstructie van de CSF-circulatie, de verstoring van trilharen langs de ependymale...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JMS ontving financiering van NIH / NINDS R01 NS110793 en K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM ontving financiering van NIH / NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award en een Hydrocephalus Association Innovator Award.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.3 mL insulin syringeBD Microfine + Insulin Syringe230-45330.3-0.5 mL spuiten werken
1.5 mL microtubeUSA Scientific1615-5500Lot No. K194642H -3 511
4.7T MRIAgilent/Varian4.7T/33 cmAgilent/Varian DirectDrive 4.7-T (200-MHz) MRI systeem
6-0 monofilament sutureETHICON667G
9.4T MRIBrukerBioSpec 94/20Gebruikt in dit protocol zonder de cryoprobe
Analytische balansCCURIS InstrumentsW3200-320
Kunstmatige CSF (aCSF)Tocris Bioscience3525Batch No: 72A
BetadinePurdue Products L.P.301005-00NDC 67618-150-09
Carprofen (injecteerbaar)Zoetis Inc. PI 4019448Rimadyl
EthanolDecon Laboratories2701
VerwarmingskussenSunbeamE12107-819UL 612A, Z-1228-001
HemoglobineMP Biomedicals100714LOT NO. SR02321
IsofluraanPiramal Critical CareNDC 66794-017-25
Isofluraan verdamperVETEQUIP911103
Licht voor stereotactisch instrumentDolan-Jenner industriesFiber-Lite MI-150
Micro-injectie spuitpompWorld Precision InstrumentsMICRO21Serieel 184034 T08K
MRI softwareBruker BioSpinParavision 360 3.2
ZuurstofAirgas HealthcareUN1072LOT NUMBER S1432080XA02
Sprague Dawley rattenCharles River LaboratoriesStamcode: 001
Stereotactisch instrumentKOPF InstrumentsModel 900LS Lazy Susan
Steriele wattenstaafjesFischerbrand23-400-118
Chirurgisch mesjecovetrus#10
Topisch drievoudig antibioticumTriple Antibiotic OintmentNDC 51672-2120-1
Ventricle volume kwantificeringssoftwareITK-SNAPITK-SNAP 4.0.0 beta

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
  2. Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
  3. Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
  4. Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
  5. Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
  6. Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
  7. Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
  8. SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
  9. Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
  10. Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
  11. Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
  12. Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
  13. Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
  14. Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
  15. Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
  16. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), (1979).
  17. Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
  18. Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
  19. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
  20. Engelhardt, B. Development of the blood-brain barrier. Cell and Tissue Research. 314 (1), (2003).
  21. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
  22. Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
  23. Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Hemoglobine injectieposthemorragische hydrocefaliediermodelventriculaire vergrotingschade aan de witte stofstereotactische injectieMRI hersenscaninfiltratie van immuuncellenastrocytenactivatie

Gerelateerde artikelen