Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Therapeutische evaluatie van fecale microbiotatransplantatie in een interleukine 10-deficiënt muismodel

3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63350

⸱

6 april 2022

 ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology, Department of Internal Medicine, University of Texas Medical Branch at Galveston, 2Department of Gastroenterology, Xiangya Hospital of Central South University

In dit artikel

Samenvatting

De interactie van genetische gevoeligheid, mucosale immuniteit en intestinale micro-ecologische omgeving is betrokken bij de pathogenese van inflammatoire darmziekte (IBD). In deze studie pasten we fecale microbiota-transplantatie toe op IL-10-deficiënte muizen en onderzochten we de impact ervan op darmontsteking en hartfunctie.

Samenvatting

Met de ontwikkeling van micro-ecologie in de afgelopen jaren heeft de relatie tussen darmbacteriën en inflammatoire darmziekten (IBD) veel aandacht getrokken. Het verzamelen van bewijs suggereert dat dysbiotische microbiota een actieve rol speelt bij het activeren of verergeren van het ontstekingsproces bij IBD en dat fecale microbiotatransplantatie (FMT) een aantrekkelijke therapeutische strategie is, omdat het overbrengen van een gezonde microbiota naar IBD-patiënt de juiste gastheer-microbiota-communicatie zou kunnen herstellen. De moleculaire mechanismen zijn echter onduidelijk en de werkzaamheid van FMT is niet erg goed vastgesteld. Verdere studies in diermodellen van IBD zijn dus noodzakelijk. In deze methode pasten we FMT toe van wild-type C57BL / 6J-muizen naar IL-10-deficiënte muizen, een veelgebruikt muismodel van colitis. De studie gaat dieper in op het verzamelen van fecale pellets van de donormuizen, het maken van de fecale oplossing / suspensie, het toedienen van de fecale oplossing en het monitoren van de ziekte. We ontdekten dat FMT de hartinsufficiëntie bij IL-10 knock-out muizen aanzienlijk verminderde, wat het therapeutische potentieel voor IBD-beheer onderstreepte.

Inleiding

Het menselijke darmmicro-ecosysteem is uiterst complex, met meer dan 1000 soorten bacteriën in de darm van een gezond persoon1. De darmflora is betrokken bij het behoud van de normale fysiologische functies van de darm en de immuunrespons en heeft een onafscheidelijke relatie met het menselijk lichaam. Accumulerend bewijs suggereert dat het darmmicrobioom het laatste menselijke orgaan vormt, dat deel uitmaakt van het menselijk lichaam, niet alleen een groep parasieten2. Een 'gezonde' symbiotische relatie tussen de darmmicrobiota, hun metabolieten en het immuunsysteem van de gastheer dat in het vroege leven is vastgesteld, is van cruciaal belang voor het behoud van de darmhomeostase. Bij sommige abnormale aandoeningen zoals chronische ontsteking verstoren veranderingen in de interne en externe omgeving van het lichaam de darmhomeostase ernstig, wat resulteert in een aanhoudende onbalans van de microbiële gemeenschap van de darm, dysbiose genaamd3. In feite kan blootstelling aan meerdere omgevingsfactoren, waaronder voeding, medicijnen en pathogenen, leiden tot veranderingen in de microbiota.

Dysbiose is geassocieerd met de pathogenese van een verscheidenheid aan darmziekten, zoals inflammatoire darmziekte (IBD), prikkelbare darmsyndroom (IBS) en pseudomembraneuze enteritis, evenals een groeiende lijst van extra-intestinale aandoeningen, waaronder hart- en vaatziekten, obesitas en allergie4. Microbiotaprofilering toonde aan dat patiënten met IBD een dramatische afname van de bacteriële diversiteit hebben, evenals duidelijke veranderingen in de populaties van sommige specifieke bacteriestammen 5,6. Deze studies toonden minder Lachnospiraceae en Bacteroidetes aan, maar meer Proteobacteria en Actinobacteriën bij IBD-patiënten. Er wordt aangenomen dat de pathogenese van IBD gerelateerd is aan verschillende pathogene factoren, waaronder abnormale darmflora, ontregelde immuunrespons, omgevingsuitdagingen en genetische varianten7. Overvloedig bewijs suggereert dat darmbacteriën een rol spelen in de initiatie- en toepassingsfasen van IBD 8,9, wat aangeeft dat het corrigeren van darmdysbiose een nieuwe benadering kan zijn voor de therapie en / of onderhoudsbehandeling van IBD.

Het prototype van fecale microbiotatransplantatie (FMT) begon in het oude China10. In 1958 behandelden Dr. Eiseman en zijn collega's met succes vier gevallen van ernstige pseudomembraneuze enteritis met fecale materie van gezonde donoren via klysma, waarmee een nieuw hoofdstuk in de moderne westerse geneeskunde werd geopend met behulp van menselijke uitwerpselen om menselijke ziekten te behandelen11. Clostridium difficile-infectie (CDI) is de belangrijkste oorzaak van pseudomembraneuze enteritis12 en FMT is zeer effectief bij de behandeling van CDI. In de afgelopen acht jaar is FMT een standaardbehandelingstherapie geworden voor de behandeling van recidiverende CDI13, wat aanleiding is geweest voor verdere studies naar de rol van FMT bij andere aandoeningen, zoals IBD. In de afgelopen twintig jaar hebben talloze case reports en cohortstudies het gebruik van FMT bij patiënten met IBD14 gedocumenteerd. Een meta-analyse, waaronder 12 onderzoeken, toonde aan dat 62% van de patiënten met de ziekte van Crohn (CD) klinische remissie bereikte na FMT, en 69% van de CD-patiënten had klinische respons15. Ondanks deze bemoedigende bevindingen blijft de rol van FMT bij de behandeling van IBD onzeker en zijn de mechanismen waarmee FMT darmontsteking verbetert slecht begrepen. Verder onderzoek is nodig voordat FMT zich kan aansluiten bij het huidige armamentarium van behandelingsopties voor IBD in de klinieken.

In dit protocol pasten we FMT toe op IL-10-/- muizen, die spontaan colitis ontwikkelen na het spenen en hebben gediend als een gouden standaard om de multifactoriële aard van IBD 16,17,18 te weerspiegelen. IL-10−/− muizen zijn op grote schaal gebruikt om IBD-etiologie te ontleden omdat ze vergelijkbare moleculaire en histologische kenmerken vertonen als IBD-patiënten, en net als patiënten kan de ziekte worden verbeterd met anti-TNFα-therapie16. Ouder wordende IL10−/− muizen (>9 maanden oud) hebben een grotere hartomvang en verminderde hartfunctie in vergelijking met leeftijdsgematchte wild-type muizen19, waardoor het een uitstekend model is voor het bestuderen van colitis-geïnduceerde hartaandoeningen. Andere muizenmodellen van colitis, zoals het dextran natriumsulfaatmodel en het T-cel-geïnduceerde colitismodel, kunnen echter ook worden gebruikt. We dienden fecale suspensie toe via orale maagsonde, waarvan bewezen is dat het een effectieve en betere route is dan klysma bij mensen20.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures die op dieren werden uitgevoerd, werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van de University of Texas Medical Branch in Galveston (Protocol # 1512071A).

1. Verzameling van verse fecale pellets

  1. Bereid steriele papieren handdoeken, stompe tang en 50 ml conische buizen voor.
    1. Plaats wat papieren handdoekjes en tangen in aparte autoclaafzakken en autoclaaf ze bij 180 °C op droge hitte gedurende 30 minuten. Gebruik ook steriele kegelvormige buizen. Weeg de conische buizen en noteer hun gewicht op de buizen.
  2. Zet de bioveiligheidskast in de dierenkamer aan.
  3. Neem een geautoclaveerde schone muizenkooi zonder beddengoed en plaats deze in de bioveiligheidskast. Verwijder de deksel en het voedselrek en plaats ze in de kast.
  4. Leg wat steriele papieren handdoeken op de bodem van de kooi en plaats het metalen rek terug op de bovenkant van de kooi.
  5. Identificeer leeftijdsgematchte fecale donoren en plaats de muizenkooi in de bioveiligheidskast. Open de kooi en pak voorzichtig een donormuis (C57BL/6J) bij de staart en plaats deze op het metalen rek bovenop de schone kooi.
  6. Plaats het deksel van de kooi op het rek en wacht tot het dier of de dieren poepten.
    OPMERKING: Leg een paar muisafvalgenoten tegelijkertijd op het rek.
  7. Verzamel de fecale pellets en doe ze in een steriele conische buis van 50 ml. Pool de pellets op geslacht. Meng geen fecale pellets verzameld van mannetjes en vrouwtjes.
  8. Verzwaar de buis opnieuw en bereken het gewicht van de fecale pellets.

2. Bereiding van fecale suspensie

  1. Bereid een steriele oplossing (10% glycerol in normale zoutoplossing).
  2. Voeg 10 ml 10% glycerol/normale zoutoplossing toe aan de conische buis voor elke gram fecale pellets.
    OPMERKING: Verhoog indien nodig het oplossingsvolume tot 20 ml. Deze studie gebruikte ook 1 ml oplossing voor elke pellet (5-10 mg).
  3. Homogeniseer het mengsel op een lage snelheid met een benchtop homogenisator of een blender in een zuurkast om de ontlasting te resuspenderen (3 X 30 s).
  4. Filtreer de fecale suspensie door 2 lagen steriel katoenen gaas (10,2 cm x 10,2 cm). Bewaar het filtraat tijdelijk in de koelkast voor maximaal 6 uur of verpak het in steriele cryogene injectieflacons en bewaar het in een vriezer van -80 °C.
  5. Reinig de homogenisator of blender grondig volgens een standaardprocedure.

3. Toediening van fecale suspensie via orale maagsonde

  1. Ontdooi de bevroren fecale suspensie op ijs als u bevroren monsters gebruikt. Meng de ontdooide fecale suspensie door vortexing.
  2. Breng de verse of ontdooide fecale suspensie over in spuiten van 1 ml.
    OPMERKING: Elke muis krijgt in totaal 200 μL fecale suspensie en elke IL-10-/- muis in de controlegroep krijgt 200 μL 10% glycerol/normale zoutoplossing17.
  3. Weeg de muizen en kies de juiste grootte van de maaghaaal en het maximale doseringsvolume.
    OPMERKING: Voor muizen met een lichaamsgewicht tussen 20-25 gram, gebruik een 20 G 3,81 cm gebogen maagsonde met een bal van 2,25 mm. Kijk op gavageneedle.com voor meer informatie.
  4. Test de maagsonde door de lengte te meten vanaf de punt van de neus van de muis tot het xiphoid-proces (onderkant van het borstbeen). Vul de spuit met 10% glycerol/zoutoplossing of fecale suspensie en verwijder luchtbellen in de spuit en de naald.
    OPMERKING: Als de naald langer is dan de lengte, plaats dan een markering op de naaldschacht / slang ter hoogte van de neus. Laat de naald/slang niet door het dier langs dat punt gaan om maagperforatie te voorkomen.
  5. Plaats een muizenkooi in de bioveiligheidskast, verwijder het plastic kooideksel en laat het metalen rek op zijn plaats.
  6. Pak een muis bij de staart en leg deze op het metalen rek. Houd de muis met één hand bij de staart en gebruik de duim en middelvinger van een andere hand om het dier in bedwang te houden door de huid over de schouders te grijpen. Op deze manier worden de voorpoten naar de zijkant uitgerekt, waardoor de voorvoeten de naald niet naar buiten kunnen duwen. Strek het hoofd van het dier voorzichtig naar achteren en houd het hoofd met één hand op zijn plaats.
    OPMERKING: Oefen het hanteren van de muis totdat de experimentator volledig vertrouwen heeft voordat u doorgaat met het experiment.
  7. Plaats de maagsonde bovenop de tong in de mond. Ga voorzichtig langs het bovenste gehemelte totdat de naald de slokdarm bereikt. Laat de naald in één beweging soepel passeren. Forceer de naald niet als er weerstand wordt gevoeld. Haal de naald eruit en probeer het opnieuw.
  8. Zodra de naald goed is geplaatst en gecontroleerd, dient u het materiaal langzaam toe door op de spuit te duwen die aan de naald is bevestigd. Draai de naald niet en duw de naald niet naar voren, waardoor de slokdarm kan scheuren. Trek na het doseren voorzichtig de naald eruit.
  9. Breng de muis terug naar zijn thuiskooi. Controleer het dier gedurende 5-10 minuten door te zoeken naar tekenen van moeizame ademhaling of angst. Monitor de muizen opnieuw tussen 12-24 uur na de FMT.

4. Ziektemonitoring en euthanasie

  1. Controleer de muizen longitudinaal op IBD-aanvang door occult fecaal bloed en/of colonoscopie21. Evalueer de hartfunctie door trans-thoracale echocardiografie22,23.
  2. Euthanaseer de dieren door onthoofding onder een diep vlak van anesthesie met isofluraan (1%-4%).
  3. Verzamel het bloed in microcentrifugebuizen met antistollingsmiddel en centrifugeer bij 1000-2000 x g gedurende 10 minuten in een gekoelde centrifuge (4 °C). Bewaar het supernatant, aangewezen plasma in een vriezer van -80°C.
  4. Bereid na euthanasie de dikke darm van de muis voor met behulp van de Swiss-roll-techniek24 voor histopathologische analyse (H&E-kleuring)25.
  5. Meet B-type natriuretisch peptide (BNP) in plasma met behulp van een enzymimmunoassay (EIA) kit23.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

We voerden 3 keer gezonde donor FMT uit (eenmaal per maand gedurende 3 maanden) op 2 maanden oude C57BL / 6J wild type (WT) en IL-10 knock-out muizen. Leeftijdsgematchte C57BL/6J-muizen (leeftijdsverschil moet <2 maanden) dienden als fecale donoren en telkens werden verse fecale pellets gebruikt. EIA-testen toonden aan dat BNP duidelijk verhoogd was in het plasma van IL-10-deficiëntiemuizen en dat gezonde donor FMT de toename van BNP-niveaus significant verzachtte (figuur 1A, n = 5, p

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Als een innovatieve onderzoeksbehandeling is FMT de afgelopen jaren een hot topic geworden bij de behandeling van verschillende aandoeningen, omdat dysbiose van de commensale microbiota betrokken is bij de pathogenese van meerdere menselijke ziekten, waaronder IBD, obesitas, diabetes mellitus, autisme, hartaandoeningen en kanker26. Hoewel het mechanisme niet is bepaald, wordt aangenomen dat FMT werkt door een nieuwe biologische flora op te bouwen en het verlies van resterende bacteriën te voorkome...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen tegenstrijdige belangen hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd gedeeltelijk ondersteund door subsidies van de National Institutes of Health (R01 HL152683 en R21 AI126097 aan Q. Li) en door American Heart Association Grant-in-Aid 17GRNT33460395 (aan Q. Li) (heart.org).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
BD-schuifspuit, 1 mLFisher Scientific14-829-10F
Blunt end pincetKnipex926443
Brain natriuretisch peptide EIA-kitSigmaRAB0386
C57BL/6J-muizenJackson Lab000664
CentrifugeEppendorf5415R
Conische buizenThermoFisher339650
Gebogen voedingsnaaldenKent ScientificFNC-20-1.5-2
GLH-115 homogenisatorOmni InternationalGLH-115
GlycerolMilliporeSigmaG5516
IL-10 knockout-muizenJackson Lab004366
IsofluraanPiramal Critical careNDC66794-017-10
USP normale zoutoplossingGrainger6280
VerdamperEuthanex Corp.EZ-108SA

Referenties

  1. D'Argenio, V., Salvatore, F. The role of the gut microbiome in the healthy adult status. Clinica Chimica Acta. 451, Pt A 97-102 (2015).
  2. Baquero, F., Nombela, C. The microbiome as a human organ. Clinical Microbiology and Infection. 18, Suppl 4 2-4 (2012).
  3. Hawrelak, J. A., Myers, S. P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Alternative Medcine Review. 9 (2), 180-197 (2004).
  4. Carding, S., Verbeke, K., Vipond, D. T., Corfe, B. M., Owen, L. J. Dysbiosis of the gut microbiota in disease. Microbial Ecology in Health and Disease. 26 (1), 26191(2015).
  5. Ma, H. Q., Yu, T. T., Zhao, X. J., Zhang, Y., Zhang, H. J. Fecal microbial dysbiosis in Chinese patients with inflammatory bowel disease. World Journal of Gastroenterology. 24 (13), 1464-1477 (2018).
  6. Chu, Y., et al. Specific changes of enteric mycobiota and virome in inflammatory bowel disease. Journal of Digestive Diseases. 19 (1), 2-7 (2018).
  7. Manichanh, C., Borruel, N., Casellas, F., Guarner, F. The gut microbiota in IBD. Nature reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (10), 599-608 (2012).
  8. Podolsky, D. K. Inflammatory bowel disease. The New England Journal of Medicine. 347 (6), 417-429 (2002).
  9. Tamboli, C. P., Neut, C., Desreumaux, P., Colombel, J. F. Dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut. 53 (1), 1-4 (2004).
  10. Shi, Y. C., Yang, Y. S. Fecal microbiota transplantation: Current status and challenges in China. JGH Open: An Open Access Journal of Gastroenterology and Hepatology. 2 (4), 114-116 (2018).
  11. Markley, J. C., Carson, R. P., Holzer, C. E. Pseudomembranous enterocolitis: A clinico pathologic study of fourteen cases with a common etiologic factor. AMA Archives of Surgery. 77 (3), 452-461 (1958).
  12. Wilcox, M. H. Clostridium difficile infection and pseudomembranous colitis. Best Practice and Research Clinical Gastroenterology. 17 (3), 475-493 (2003).
  13. Kelly, C. R., de Leon, L., Jasutkar, N. Fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection in 26 patients: methodology and results. Journal of Clinical Gastroenterology. 46 (2), 145-149 (2012).
  14. Borody, T. J., Warren, E. F., Leis, S., Surace, R., Ashman, O. Treatment of ulcerative colitis using fecal bacteriotherapy. Journal of Clinical Gastroenterology. 37 (1), 42-47 (2003).
  15. Cheng, F., Huang, Z., Wei, W., Li, Z. Fecal microbiota transplantation for Crohn's disease: a systematic review and meta-analysis. Techniques in Coloproctology. 25 (5), 495-504 (2021).
  16. Scheinin, T., Butler, D. M., Salway, F., Scallon, B., Feldmann, M. Validation of the interleukin-10 knockout mouse model of colitis: antitumour necrosis factor-antibodies suppress the progression of colitis. Clinical and Experimental Immunology. 133 (1), 38-43 (2003).
  17. Keubler, L. M., Buettner, M., Hager, C., Bleich, A. A multihit model: Colitis lessons from the interleukin-10-deficient mouse. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (8), 1967-1975 (2015).
  18. Kiesler, P., Fuss, I. J., Strober, W. Experimental models of inflammatory bowel diseases. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 1 (2), 154-170 (2015).
  19. Sikka, G., et al. Interleukin 10 knockout frail mice develop cardiac and vascular dysfunction with increased age. Experimental Gerontology. 48 (2), 128-135 (2013).
  20. Fecal microbiota transplantation-standardization study group. Nanjing consensus on methodology of washed microbiota transplantation. Chinese Medical Journal (Engl). 133 (19), 2330-2332 (2020).
  21. Kodani, T., et al. Flexible colonoscopy in mice to evaluate the severity of colitis and colorectal tumors using a validated endoscopic scoring system). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50843(2013).
  22. Cheng, H. -W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (84), e51041(2014).
  23. Tang, Y., et al. Chronic colitis upregulates microRNAs suppressing brain-derived neurotrophic factor in the adult heart. PLoS One. 16 (9), 0257280(2021).
  24. Orner, G. A., et al. Suppression of tumorigenesis in the Apc(min) mouse: down-regulation of beta-catenin signaling by a combination of tea plus sulindac. Carcinogenesis. 24 (2), 263-267 (2003).
  25. Kline, K. T., et al. Neonatal injury increases gut permeability by epigenetically suppressing E-Cadherin in adulthood. The Journal of Immunology. 204 (4), 980-989 (2020).
  26. DeGruttola, A. K., Low, D., Mizoguchi, A., Mizoguchi, E. Current understanding of dysbiosis in disease in human and animal models. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1137-1150 (2016).
  27. Chevalier, G., et al. Effect of gut microbiota on depressive-like behaviors in mice is mediated by the endocannabinoid system. Nature Communications. 11 (1), 6363(2020).
  28. Kao, D., et al. Effect of oral capsule- vs colonoscopy-delivered fecal microbiota transplantation on recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (20), 1985-1993 (2017).
  29. Cammarota, G., et al. International consensus conference on stool banking for faecal microbiota transplantation in clinical practice. Gut. 68 (12), 2111-2121 (2019).
  30. Vemuri, R., et al. The microgenderome revealed: sex differences in bidirectional interactions between the microbiota, hormones, immunity and disease susceptibility. Seminar Immunopathology. 41 (2), 265-275 (2019).
  31. Wilkinson, N. M., Chen, H. -C., Lechner, M. G., Su, M. A. Sex differences in immunity. Annual Review of Immunology. , (2022).
  32. Lee, C. H., et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 315 (2), 142-149 (2016).
  33. Hamilton, M. J., Weingarden, A. R., Sadowsky, M. J., Khoruts, A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent clostridium difficile infection. American Journal of Gastroenterology. 107 (5), 761-767 (2012).
  34. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  35. Cui, B., et al. Fecal microbiota transplantation through mid-gut for refractory Crohn's disease: safety, feasibility, and efficacy trial results. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (1), 51-58 (2015).
  36. Li, P., et al. Timing for the second fecal microbiota transplantation to maintain the long-term benefit from the first treatment for Crohn's disease. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (1), 349-360 (2019).
  37. Moayyedi, P. Update on fecal microbiota transplantation in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology and Hepatology. 14 (5), 319(2018).
  38. Saha, S., Mara, K., Pardi, D. S., Khanna, S. Long-term safety of fecal microbiota transplantation for recurrent clostridioides difficile infection. Gastroenterology. 160 (6), 1961-1969 (2021).
  39. Perler, B. K., et al. Long-term efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for treatment of recurrent clostridioides difficile infection. Journal of Clinical Gastroenterology. 54 (8), 701-706 (2020).
  40. Safety alert regarding use of fecal microbiota for transplantation and risk of serious adverse events likely due to transmission of pathogenic organisms. FDA. , Available from: https://www.fda.gov/vaccines-blood-biologics/safety-availability-biologics/safety-alert-regarding-use-fecal-microbiota-tramsplantation-and-risk-serious-adverse-events-likely (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Inflammatoire darmziektemuismodel voor colitisorale gavagebereiding van fecesсусpensiecardiale insufficiëntieveiligheidskastenzymimmunoassayechocardiografie
Therapeutische evaluatie van fecale microbiotatransplantatie in een interleukine 10-deficiënt muismodel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.