Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

In vivo en ex vivo elektrische impedantiemyografie uitvoeren bij knaagdieren

3.3K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63513

⸱

8 juni 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Harvard Medical School - Beth Israel Deaconess Medical Center, 2Accelerating NeuroVentures, 3Charley's Fund

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel beschrijft hoe in vivo (met behulp van oppervlakte- en naaldelektrodearrays) en ex vivo (met behulp van een diëlektrische cel) elektrische impedantiemyografie op de gastrocnemiusspier van knaagdieren kan worden uitgevoerd. Het zal de techniek demonstreren bij zowel muizen als ratten en de beschikbare modificaties (d.w.z. zwaarlijvige dieren, pups) beschrijven.

Samenvatting

Elektrische impedantiemyografie (EIM) is een handige techniek die kan worden gebruikt in preklinische en klinische studies om de gezondheid en ziekte van spierweefsel te beoordelen. EIM wordt verkregen door een lage intensiteit, richtingsgerichte, elektrische stroom toe te passen op een spier van belang over een reeks frequenties (d.w.z. van 1 kHz tot 10 MHz) en de resulterende spanningen te registreren. Hieruit worden verschillende standaard impedantiecomponenten verkregen, waaronder de reactantie, weerstand en fase. Bij het uitvoeren van ex vivo metingen aan uitgesneden spieren kunnen ook de inherente passieve elektrische eigenschappen van het weefsel, namelijk de geleidbaarheid en relatieve permittiviteit, worden berekend. EIM is op grote schaal gebruikt bij dieren en mensen om spierveranderingen bij een verscheidenheid aan ziekten te diagnosticeren en te volgen, in relatie tot eenvoudige atrofie van onbruik, of als een maat voor therapeutische interventie. Klinisch gezien biedt EIM het potentieel om de progressie van de ziekte in de loop van de tijd te volgen en de impact van therapeutische interventies te beoordelen, waardoor de mogelijkheid wordt geboden om de duur van het klinische onderzoek te verkorten en de vereisten voor de steekproefomvang te verminderen. Omdat het niet-invasief of minimaal invasief kan worden uitgevoerd in levende diermodellen en mensen, biedt EIM het potentieel om te dienen als een nieuw translationeel hulpmiddel dat zowel preklinische als klinische ontwikkeling mogelijk maakt. Dit artikel bevat stapsgewijze instructies voor het uitvoeren van in vivo en ex vivo EIM-metingen bij muizen en ratten, inclusief benaderingen om de technieken aan te passen aan specifieke omstandigheden, zoals voor gebruik bij pups of zwaarlijvige dieren.

Inleiding

Elektrische impedantiemyografie (EIM) biedt een krachtige methode om de spierconditie te beoordelen, waardoor mogelijk de diagnose van neuromusculaire aandoeningen, het volgen van ziekteprogressie en de beoordeling van de respons op therapiemogelijk wordt 1,2,3. Het kan analoog worden toegepast op dierziektemodellen en mensen, waardoor een relatief naadloze vertaling van preklinische naar klinische studies mogelijk is. EIM-metingen kunnen eenvoudig worden verkregen met behulp van vier lineair geplaatste elektroden, waarbij de twee buitenste een pijnloze, zwakke elektrische stroom toepassen over een reeks frequenties (meestal tussen 1 kHz en ongeveer 2 MHz), en de twee binnenste de resulterende spanningen registreren1. Uit deze spanningen kunnen de impedantiekenmerken van het weefsel worden verkregen, waaronder de weerstand (R), een maat voor hoe moeilijk het is voor stroom om door het weefsel te gaan, en de reactantie (X) of "oplaadbaarheid" van het weefsel, een maat die verband houdt met het vermogen van het weefsel om lading op te slaan (capaciteit). Uit de reactantie en weerstand wordt de fasehoek (θ) berekend via de volgende vergelijking: figure-introduction-1, die een enkele summatieve impedantiemaat oplevert. Dergelijke metingen kunnen worden verkregen met behulp van elk multifrequent bio-impedantie-apparaat. Omdat myofiberen in wezen lange cilinders zijn, is spierweefsel ook zeer anisotroop, waarbij stroom gemakkelijker langs vezels stroomt daneroverheen 4,5. EIM wordt dus vaak in twee richtingen uitgevoerd: met de array langs de vezels geplaatst, zodat de stroom parallel aan hen loopt, en over de spier zodat de stroom loodrecht op hen stroomt. Bovendien kunnen in ex vivo metingen, waarbij een bekend volume weefsel wordt gemeten in een impedantiemeetcel, de inherente elektrische eigenschappen van de spier (d.w.z. de geleidbaarheid en relatieve permittiviteit) worden afgeleid6.

De term "neuromusculaire aandoeningen" definieert een breed scala aan primaire en secundaire ziekten die leiden tot structurele spierverandering en disfunctie. Dit omvat amyotrofische laterale sclerose en verschillende vormen van spierdystrofie, evenals eenvoudigere veranderingen in verband met veroudering (bijv. Sarcopenie), atrofie van het gebruik (bijvoorbeeld als gevolg van langdurig bedrust of microzwaartekracht) of zelfs letsel7. Hoewel de oorzaken overvloedig zijn en afkomstig kunnen zijn van het motorneuron, zenuwen, neuromusculaire juncties of de spier zelf, kan EIM worden gebruikt om vroege veranderingen in de spieren als gevolg van veel van deze processen te detecteren en om progressie of reactie op therapie te volgen. Bij patiënten met Duchenne spierdystrofie (DMD) is bijvoorbeeld aangetoond dat EIM ziekteprogressie en respons op corticosteroïden detecteert8. Recent werk heeft ook aangetoond dat EIM gevoelig is voor verschillende onbruiktoestanden, waaronder fractionele zwaartekracht9, zoals zou worden ervaren op de maan of Mars, en de effecten van veroudering10,11. Ten slotte, door voorspellende en machine learning-algoritmen toe te passen op de dataset die bij elke meting wordt verkregen (multifrequentie en richtingsafhankelijke gegevens), wordt het mogelijk om histologische aspecten van het weefsel af te leiden, waaronder myofibergrootte 12,13, ontstekingsveranderingen en oedeem14, en bindweefsel en vetgehalte15,16.

Verschillende andere niet-invasieve of minimaal invasieve methoden worden ook gebruikt om de spiergezondheid bij mens en dier te evalueren, waaronder naaldelektromyografie17 en beeldvormingstechnologieën zoals magnetische resonantiebeeldvorming, computertomografie en echografie 18,19. EIM laat echter duidelijke voordelen zien in vergelijking met deze technologieën. Elektromyografie registreert bijvoorbeeld alleen de actieve elektrische eigenschappen van de myofibermembranen en niet de passieve eigenschappen, en kan dus geen echte beoordeling van de spiersamenstelling of -structuur geven. In een bepaald opzicht zijn beeldvormingsmethoden nauwer verwant aan EIM, omdat ook zij informatie geven over de structuur en samenstelling van weefsel. Maar in zekere zin bieden ze te veel gegevens, waardoor gedetailleerde beeldsegmentatie en deskundige analyse nodig zijn in plaats van alleen een kwantitatieve output te leveren. Bovendien worden beeldvormingstechnieken, gezien hun complexiteit, ook sterk beïnvloed door de specifieke kenmerken van zowel de hardware als de software die wordt gebruikt, idealiter het gebruik van identieke systemen vereisen, zodat datasets kunnen worden vergeleken. Het feit dat EIM veel eenvoudiger is, betekent daarentegen dat het minder wordt beïnvloed door deze technische problemen en geen enkele vorm van beeldverwerking of deskundige analyse vereist.

Het volgende protocol demonstreert hoe in vivo EIM bij ratten en muizen kan worden uitgevoerd, met behulp van zowel niet-invasieve (surface array) als minimaal invasieve (subdermale naaldarray) technieken, evenals ex vivo EIM op vers weggesneden spieren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van beth Israel Deaconess Medical Center onder protocolnummers (031-2019; 025-2019). Draag de juiste PBM-apparatuur om dieren te hanteren en houd u aan de IACUC-richtlijnen voor al het dierenwerk.

1. In vivo oppervlakte-EIM

  1. Plaats het dier in een anesthesiedoos om anesthesie te induceren.
    OPMERKING: Voor ratten werden 1,5% -3,5% isofluraan en 2 O2 L·min-1 gebruikt en voor muizen werden 2% isofluraan en 1 O2 L·min-1 gebruikt.
  2. Eenmaal volledig verdoofd, zoals aangegeven door de afwezigheid van respons na het knijpen van de voet van het dier, plaatst u de muis op de bank in een buikligging en gebruikt u de neuskegel om de anesthesie te handhaven met behulp van 1,5% isofluraan en een zuurstofstroom van 1 L·min-1.
  3. Plaats de te analyseren poot van het dier in een hoek van 45° met het heupgewricht (knie gestrekt) en bevestig de voet met medische tape.
  4. Gebruik een tondeuse om de vacht die de gastrocnemiusspier bedekt te trimmen.
  5. Breng een dikke laag ontharingscrème aan op de huid van het dier en laat het 1 min zitten. Gebruik vervolgens zout verzadigd gaas om het ontharingsmiddel te verwijderen. Herhaal dit proces tot drie keer totdat alle vacht die de gastrocnemiusspier bedekt, is verwijderd.
    OPMERKING: Plaats een gaasje gedrenkt in zoutoplossing over de huid wanneer er geen metingen worden uitgevoerd om uitdroging van de huid te voorkomen.
  6. Sluit de surface array (figuur 1) aan op het EIM-apparaat en laat de elektroden rusten op een stuk gaas gedrenkt in een zoutoplossing.
  7. Plaats de surface array direct op de huid over de gastrocnemius spier, longitudinaal georiënteerd op de spiervezels.
  8. Na controle op het juiste contact, dat wordt aangegeven door alle balken die groen lijken op de software die de stabiliteit van de 50 kHz weerstand, reactantie en fasewaarden weergeven, verwerft u de EIM-metingen.
    OPMERKING: Curven moeten in realtime worden gecontroleerd om de juiste gegevensverzameling te garanderen.
  9. Draai de oppervlaktearray 90° en verplaats deze op de huid over de gastrocnemius om de dwarsmetingen te verkrijgen (controleer op groene balken die de stabiliteit aangeven).
  10. Herhaal stap 1.7, 1.8 en 1.9 om in totaal vier metingen per spier te krijgen: twee longitudinale en twee transversale.
    OPMERKING: Gebruik een ontharingsmiddel niet meer dan één keer (d.w.z. maximaal drie toepassingen in hetzelfde geval) om de twee weken om overmatige huidirritatie en letsel te voorkomen. Het is belangrijk om de metingen uit te voeren binnen ongeveer 5-10 minuten na het verwijderen van de ontharingscrème, omdat de ontwikkeling van gelokaliseerd huidoedeem geïnduceerd door het ontharingsmiddel van invloed kan zijn op de verzamelde impedantiegegevens. Herstel van dieren is onmiddellijk na het stoppen van isofluraan-anesthesie en de procedure vereist geen pijnstillende behandeling.

2. In vivo naald array EIM

  1. Verdoof het dier en bereid het been voor volgens dezelfde procedure als beschreven in stap 1.1-1.4. Het is echter niet nodig om een ontharingsmiddel te gebruiken bij het uitvoeren van in vivo EIM met behulp van een naaldarray.
  2. Sluit de naaldarray (figuur 2A-F) aan op het EIM-apparaat en laat deze rusten in een weegboot met zoutoplossing. Controleer op connectiviteit en signaalstabiliteit (aangegeven door groene balken).
  3. Desinfecteer de huid en naalden met alcohol. Plaats de naald in een longitudinale positie in vergelijking met de myofibers en druk deze stevig in de huid totdat alle naalden de huid en de onderliggende spier binnendringen tot aan de plastic beschermkap op de array. Gegevens verzamelen.
  4. Verwijder de array voorzichtig en plaats deze opnieuw door de huid en in de spier in een hoek van 90° ten opzichte van de eerste meting, in de dwarsrichting. Gegevens verzamelen.
    OPMERKING: Bij gebruik van naaldarrays mogen metingen slechts eenmaal in elke richting worden uitgevoerd om de impact van de naaldelektroden op de huid en het spierweefsel te verminderen. Als er een bloeding optreedt, veegt u het bloed voorzichtig weg voordat u de tweede meting uitvoert. Herstel van dieren is onmiddellijk na het stoppen van isofluraan-anesthesie en de procedure vereist geen pijnstillende behandeling.

3. Ex vivo EIM

  1. Bereid de ex vivo diëlektrische cel (figuur 2G,H), voeg een zoutoplossing toe aan de kamer en sluit de cel aan op het EIM-apparaat om de referentiewaarden te verkrijgen.
    OPMERKING: De fase- en reactantiewaarden van zoutoplossing moeten constant op of in de buurt van nul blijven en de weerstandswaarden van zoutoplossing moeten constant blijven op ongeveer 100 ± 25 Ω over het frequentiebereik van 1 kHz tot 1 MHz.
  2. Euthanaseer het dier volgens de respectieve IACUC-richtlijnen.
  3. Knip met een schaar de huid in de buurt van de achillespees. Trek met een pincet de huid in een opwaartse beweging om de onderliggende spieren en fascia te onthullen. Ontleed voorzichtig de biceps femoris die de gastrocnemiusspier bedekt en snijd de heupzenuw.
  4. Knip de achillespees om het distale uiteinde van de gastrocnemius- en soleusspieren te bevrijden en trek de pees voorzichtig omhoog terwijl u een schaar gebruikt om eventuele aanhechtingen te verwijderen. Zodra alle aanhechtingen zijn verwijderd, gebruikt u een schaar om het rostrale uiteinde van de soleusspier te knippen en te verwijderen.
  5. Gebruik een schaar om de hoofden van de gastrocnemiusspier rond de patella te ontleden.
    OPMERKING: Na verwijdering van de gastrocnemiusspier is het belangrijk om de oorspronkelijke oriëntatie van de myofiber te onthouden.
  6. Plaats de gastrocnemiusspier op een vel tandwas en snijd deze door met een scheermesje en een liniaal om een sectie van 10 mm x 10 mm uit het midden van de gastrocnemiusspier te verkrijgen.
    OPMERKING: De diëlektrische celgrootte kan worden aangepast. Voor ratten werd een cel van 10 mm x 10 mm gebruikt en voor muizen een cel van 5 mm x 5 mm.
  7. Plaats met behulp van een pincet voorzichtig de gastrocnemius in de diëlektrische cellen en zorg ervoor dat de vezels longitudinaal zijn georiënteerd (d.w.z. caudale en rostrale ledematen moeten de elektroden raken). Zorg ervoor dat de spier volledig in contact staat met de metalen elektroden.
  8. Bevestig het bovenste deel van de diëlektrische cel en steek twee monopolaire naalden (26 G) in de twee gaten. Sluit de draden van het EIM-apparaat aan op de ex vivo-cel in de volgende volgorde: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, waarbij I de stroomelektroden vertegenwoordigt en V de spanningselektroden). Verkrijg de longitudinale meting.
  9. Open de diëlektrische cel en heroriënteer de spier in de dwarsrichting door deze 90° te draaien. Bevestig de bovenkant van de diëlektrische cel opnieuw. Verkrijg de transversale meting.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

EIM kan in vele omstandigheden worden verkregen, waaronder oppervlakte-in vivo arrays (figuur 1), naald in vivo arrays (figuur 2A-F) en ex vivo diëlektrische cellen (figuur 2G,H).

EIM biedt een vrijwel onmiddellijke momentopname van de spierconditie op basis van de gemeten impedantiewaarden. Metingen worden snel verkregen en res...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit artikel biedt de basismethoden voor het uitvoeren van EIM bij knaagdieren, zowel in vivo als ex vivo. Om betrouwbare metingen te verkrijgen, is het van cruciaal belang om een reeks stappen uit te voeren. Ten eerste moet men de spier van belang goed identificeren, omdat elke spier verschillende reacties op ziekten, behandeling en pathologie zal hebben. Men moet er rekening mee houden dat de gegevens die zijn verkregen over één spier (bijv. Gastrocnemius) niet dezelfde informatie zullen opleveren als ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

S. B. Rutkove heeft aandelen in, en dient als consultant en wetenschappelijk adviseur van, Myolex, Inc., een bedrijf dat impedantie-apparaten ontwerpt voor klinisch en onderzoeksgebruik, en het mView-systeem dat hier wordt gebruikt. Hij is ook lid van de Raad van Bestuur van het bedrijf. Het bedrijf heeft ook een optie om gepatenteerde impedantietechnologie in licentie te geven waarvan S. B. Rutkove als uitvinder wordt genoemd. De andere auteurs hebben geen andere relevante banden of financiële betrokkenheid bij een organisatie of entiteit met een financieel belang in of financieel conflict met het onderwerp of de materialen die in het manuscript worden besproken, afgezien van de bekendgemaakte.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door Charley's Fund en NIH R01NS055099.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
3D PrinterFormlabs Inc.Form 2 Desktop3D printer
3D PrinterShenzhen Creality 3D Technology Co. LTDCreality Ender 3 V23D printer
3M Micropore chirurgisch plakbandFisher19-027761 en 19-061655modellen 1530-0 en 1530-1
3M TRANSPORE chirurgisch plakbandFisher18-999-380 en 18-999-381modellen 1527-0 en 1527-1
Connector header verticaal 10 POS 1 mm afstandDigi-Key (Sullins connector oplossing)S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)Kunststof ruimteverdeler 1 mm gaten voor de rat in vivo array weergegeven in figuur 2A
Wattenstaafjes met katoenFisher22-363-172
TandartswasFisherNC9377103
OntharingscrèmeNAIRN/Ahaarverwijderingslotion met verzachtende babyolie
Dumont #7b PincettenFine Science ToolsNo. 11270-20Gebruikt voor dissectie, Stijl: #7b, Tipvorm: Gebogen, Tips: Standaard, Tipafmetingen: 0,17 mm x 0,1 mm, Legering/Materiaal: Inox, Lengte: 11 cm
Elektronische Digitale CalliperFisher14-648-17Gebruikt om de afmetingen van de Gastrocnemius spier te meten
Epoxy lijm dubbele cartridge 4 min werktijdDevconserie 14265, model 2217Lijm gebruikt in de rat in vivo array weergegeven in figuur 2A
Ex vivo diëlektrische impedantie celAangepastN/ADiëlektrische cellen werden 3D geprint in het Rutkove laboratorium
Graefe PincettenFine Science ToolsNo. 11051-10Gebruikt voor spier om te plaatsen en aan te passen, Lengte: 10 cm, Tipvorm: Gebogen, Tips: Geribbeld, Tipbreedte: 0,8 mm, Tipafmetingen: 0,8 mm x 0,7 mm, Legering/Materiaal
HaartrimmerAmazonN/AWahl professional animal BravMini+
Impedantie Dier ApparaatMyolexEIM1103mView systeem - onderzoeksinstrument voor elektrische impedantie myografie voor gebruik in dieronderzoek
In vivo naald arraysAangepastN/AAangepaste arrays met behulp van 27 G subdermale naalden van Ambu. De constructie werd afgerond met behulp van een 3D printer in het Rutkove laboratorium
In vivo oppervlakte arrayAangepastN/ADe in vivo oppervlakte array werd afgedrukt en geassembleerd in het Rutkove laboratorium
IsofluraanPatterson Veterinary Supplies07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)Pivetal - fles van 250 mL
Niet-geweven gaasFisher22-028-5592 x 2 inch
Polystyreen weegschalenFisherS67090AAfmetingen (L x B x H): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm
VeiligheidsmesjesFisher12-640Gebruikt om spier op de juiste afmetingen te snijden, Enkelzijdige koolstofstalen mesjes
Student Fine SchaartjesFine Science ToolsNo. 91460-11Gebruikt voor dissectie, Tips: Scherp-Scherp, Legering/Materiaal: Student roestvrij staal, Geribbeld: Nee, Tipvorm: Recht, Snijrand: 20 mm, Lengte: 11,5 cm, Kenmerk: Student kwaliteit
Subdermale naalden 27 G NeurolineAmbu745 12-50/24Naalden gebruikt in de rat in vivo array weergegeven in figuur 2A
Chirurgische schaar - ScherpFine Science ToolsNo. 14002-13Gebruikt om huid te snijden, Tips: Scherp-Scherp, Legering/Materiaal: Roestvrij staal, Geribbeld: Nee, Tipvorm: Recht, Snijrand: 42 mm, Lengte: 13 cm
TECA ELITE monopolaire naaldelectodenNatus902-DMG50-S0,46 mm diameter (26 G). Blauwe hub
Teknova 0,9% zoutoplossingFisherS58151000 mL steriele

Referenties

  1. Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).
  2. Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
  3. Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).
  4. Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
  5. Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
  6. Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
  7. Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
  8. Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
  9. Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).
  10. Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
  11. Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).
  12. Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
  13. Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
  14. Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).
  15. Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
  16. Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
  17. Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  18. Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
  19. Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
  20. Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
  21. Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).
  22. Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
  23. Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
  24. Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
  25. Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
  26. Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
  27. Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
  28. Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
  29. Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
  30. Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
  31. Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
  32. Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Beoordeling van de spiergezondheidIn Vivo EIMEx Vivo EIManalyse van knaagdierspierenoppervlakte-elektrode-arraynaaldelektrode-arraygastrocnemiusspierdiëlektrische celbiomarker voor spierziekte
In vivo en ex vivo elektrische impedantiemyografie uitvoeren bij knaagdieren
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.