Methodenartikel

Traumatisch letsel aan de perifere zenuw bij muizen

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63551

⸱

25 maart 2022

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Korea University Guro Hospital, 2Department of Orthopaedics and Rehabilitation, Center for Orthopaedics and Translational Science, The Pennsylvania State University College of Medicine

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft traumatische perifere zenuwletsels (TPNI's), waaronder nauwkeurig gekalibreerde verbrijzeling, strikt uitgelijnde en verkeerd uitgelijnde scheuren, evenals getransplanteerde en niet-getransplanteerde openingen van de heupzenuw bij muizen. Op maat ontworpen sensoren zijn ontwikkeld om zenuwtrauma te meten, geïnduceerd met algemeen beschikbare hulpmiddelen om reproduceerbare post-TPNI-resultaten te garanderen.

Samenvatting

Traumatisch perifeer zenuwletsel (TPNI) is een veelvoorkomende oorzaak van morbiditeit na orthopedisch trauma. Reproduceerbare en nauwkeurige methoden voor het verwonden van zenuwen en denerverende spieren zijn al lang een doel in musculoskeletaal onderzoek. Veel traumatisch gewonde ledematen hebben zenuwtrauma dat de uitkomst van de patiënt op de lange termijn bepaalt. In de loop van enkele jaren zijn nauwkeurige methoden ontwikkeld voor het produceren van microchirurgische zenuwbeschadigingen, waaronder verbrijzeling, snijwonden en zenuwspleettransplantatie, waardoor reproduceerbare uitkomstbeoordelingen mogelijk zijn. Bovendien worden er nieuwere methoden ontwikkeld voor gekalibreerde verbrijzelingsletsels die klinisch relevante correlaties bieden met resultaten die worden gebruikt om menselijke patiënten te beoordelen. De principes van minimale manipulatie om een lage variabiliteit in zenuwbeschadiging te garanderen, maken het mogelijk om nog meer geassocieerde weefselletsels aan deze modellen toe te voegen. Dit omvat directe spierverbrijzeling en andere componenten van letsel aan ledematen. Ten slotte maken atrofiebeoordeling en nauwkeurige analyse van gedragsresultaten deze methoden tot een compleet pakket voor het bestuderen van musculoskeletaal trauma dat alle elementen van menselijk traumatisch letsel aan ledematen realistisch omvat.

Inleiding

Traumatisch perifeer zenuwletsel (TPNI) is een veelvoorkomende oorzaak van morbiditeit na orthopedisch trauma 1,2,3. Jaarlijks lijdt ongeveer 3% van de traumapatiënten aan zenuwbeschadiging 1,4, met een incidentie van 3,50,000 gevallen5, resulterend in 50,000 chirurgische reparaties6. TPNI's komen voor in een breed scala van ernst, en het functionele herstel hangt rechtstreeks af van het type en de ernst van deze verwondingen 7,8,9. Minder ernstig trauma (bijv. milde verbrijzeling, onvolledige scheuring, enz.) zal eerst de myelineschede en axonen verwonden, terwijl ernstigere krachten (bijv. ernstige verbrijzeling, volledige snijwonden, enz.) het bindzenuwweefsel zullen verstoren; bijvoorbeeld het endoneurium, perineurium en epineurium naast de myeline en axonen 1,10. Patiënten met TPNI hopen dat de zenuwfunctie uiteindelijk zal terugkeren en dat de spieratrofie zal worden teruggedraaid. Tientallen jaren van onderzoek hebben geen precieze behandelingen opgeleverd om volledig herstel te verbeteren of te verzekeren, ondanks de vooruitgang in de behandelingsprocedures11,12.

Zenuwdoorsnijdingen zullen niet genezen zonder chirurgisch herstel, dat vaak onder de microscoop wordt uitgevoerd. Reparaties worden meestal end-to-end uitgevoerd, waarbij wordt geprobeerd ervoor te zorgen dat de reparatielocatie niet onder spanning staat. Zenuwtransplantatie wordt gebruikt om ervoor te zorgen dat reparaties spanningsloos zijn13,14. Ondanks de schijnbaar geavanceerde methoden die bij deze reparaties worden gebruikt, is functioneel herstel over het algemeen niet indrukwekkend11,12. De revalidatie is vaak onvolledig en onbevredigend. Het optimale functionele herstel vereist regenererende axonen om de plaats van de verwonding (zenuwbrug) te passeren en het doelorgaan te innerveren. Deze processen worden gecompliceerd door axonale misleiding of groeiachterstand, wat resulteert in spieratrofie en uiteindelijk falen om te herstellen 15,16,17,18. Het is aangetoond dat functionele resultaten na zenuwherstel (bijv. end-to-end hechten, isotransplanteren, enz.) afhangen van de nauwkeurigheid van fasciculaire appositie19,20. Een goede directionaliteit van de doorgesneden zenuwstompen en hun bundels is dus van cruciaal belang bij zenuwherstel, zonder welke een slecht functioneel herstel kan worden verwacht, zelfs bij optimale axonale regeneratie. Microchirurgisch hechtherstel zelf is een traumatisch proces en er is weinig gebeurd in termen van nieuwe methoden om de resultaten drastisch te verbeteren. Het veld mist reproduceerbare diermodellen voor zenuwtranssectie, wat resulteert in voorspelbare hiaten die betrouwbare herstelmetingen op functioneel en weefselniveau mogelijk maken. Dergelijke methoden zouden, indien beschikbaar, karakterisering van zenuwregeneratie mogelijk maken zonder de problemen van variabele veranderingen in neurale vascularisatie en post-denervatie-atrofie21,22. Veel groepen proberen betere modellen te gebruiken die dit soort variabiliteit beperken. Een manier is om ervoor te zorgen dat zenuwreparaties minimaal worden gemanipuleerd en dat zenuwstompen perfect worden tegengewerkt.

Dit kan het beste worden bereikt door gebruik te maken van een gestandaardiseerde perifere zenuwtranssectietechniek die stapsgewijze snij- en fibrinelijm (STG) wordt genoemd. Reparaties in dit STG-model zijn beveiligd met fibrinelijm en de spleetafstanden zijn gestandaardiseerd en geminimaliseerd tot21,22. Fibrinelijm zelf wordt bij mensen gebruikt voor deze reparaties, waarschijnlijk om dezelfde redenen, samen met de gunstige effecten op de vorming van littekens na reparatie 23,24. De sleutel tot de huidige methode is dat het zenuwherstel begint voordat de scheur is voltooid, waardoor een vast letselpatroon wordt gegarandeerd. Deze huidige methode vertoonde een nauwe overeenkomst met de karakteristieke pathofysiologie van zenuwdoorsnijding met de gouden standaard epineurale hechting, en de negatieve impact van fibrinelijm werd niet waargenomen op zenuwregeneratie. Herstel van de doorsnijding van de heupzenuw met fibrinelijm bij muizen verbetert de rek van axon in vergelijking met vroege zenuwregeneratie via hechten, en deze bevindingen komen overeen met STG. STG profiteert ook van het minimale manipulatieprincipe, waarbij de zenuw nooit wordt aangeraakt voor het positioneren van de hechting21. Dit standaardiseert effectief het zenuwtrauma dat gepaard gaat met herstel in het model. Soortgelijke principes werden gebruikt om verkeerde uitlijning te onderzoeken door de zenuw om te draaien voordat22 werd gelijmd. Dit maakte een directe vergelijking van zenuwletsels mogelijk, waarbij bijna dezelfde hoeveelheid manipulatie bijdroeg aan verschillen in uitlijning zonder grotere opening of trauma. Dit vergemakkelijkte het directe onderzoek naar het effect van uitlijning op door zenuwbeschadiging geïnduceerde neurovasculaire veranderingen21,22, spieratrofie21,22 en functioneel herstel21,22. Het huidige onderzoek is het enige dat de studie van doelbewust en precies verkeerd uitgelijnde zenuwstompen mogelijk maakt.

De meeste zenuwen in TPNI zijn niet doorgesneden, hebben geen opening of defect en lijken in staat te zijn tot herstel, en toch blijven in veel van deze gevallen ledematen permanent disfunctioneel door zenuwbeschadigingen en verwarrende interventies. Experimentele TPNI's worden gewoonlijk uitgevoerd op verwondingen door de heupzenuw van knaagdieren (SNCI's) met behulp van vergrendelingsnaaldmachines (ND's), pincetten of soortgelijke apparaten, en een ervaren chirurg om een nauwkeurig en reproduceerbaar verbrijzelingsletsel te creëren 25,26,27,28,29,30. SNCI-diermodellen zijn afhankelijk van de aangeboren precisie van de operator om drukvariatie te beperken, maar dit wordt nooit expliciet gemeten. Dit resulteert in variabiliteit tussen dieren en studies, zonder duidelijke richtlijnen voor de gestandaardiseerde druk. Er wordt dus verwacht dat het vermogen om nauwkeurig een samenhangende, nauwkeurige reeks verwondingen met verschillende bekende intensiteiten af te leveren en te rapporteren, het TPNI-veld ten goede kan komen. Een perfect model kan door elk laboratorium of onderzoeker een SNCI van een bekende ernst van zenuwbeschadiging aan elk dier verstrekken voor authentieke inter-studie en repliceerbaarheid van het apparaat. Om dit tekort aan te pakken, werd een uniek gekalibreerd digitaal apparaat gebouwd met een Force Sensitive Resistor (FSR), bekwaam in het rapporteren van de druk (realtime) die op een zenuw wordt uitgeoefend. Dit apparaat werd vervolgens getest op de repliceerbaarheid van verschillende drukdrukken die worden uitgeoefend door verschillende soorten tangen en ND's31.

Ten slotte werd een specifieke methode ontwikkeld om gaten in zenuw32 aan te pakken. De zenuwgaten in de literatuur worden veroorzaakt door een zenuwsectie te verwijderen en deze vervolgens weer te repareren in het defect 13,33,34. De manipulatie die nodig is voor deze chirurgische ingreep wordt vaak verergerd met hechten, en de stompen van de zenuw trekken zich variabel terug 21,32,34. Het was gebaseerd op de redenering dat met behulp van isogene oversized zenuwtransplantaten, het terugtrekken van de zenuwstomp nooit een probleem zal zijn32. De methode vereiste de gelijktijdige operatie op twee of drie dieren tegelijk, waarbij een transplantaat van 7 mm werd genomen om in een defect van 5 mm te plaatsen dat bij een ander dier werd veroorzaakt. De defectgrootte van het tweede dier werd vervolgens gebruikt om indien nodig een nog kleinere defect in een ander dier te enten. Dit resulteerde in een uitgebreide methode voor gelijktijdige chirurgie om defecten met donorzenuwen te transplanteren die altijd groter zijn dan het zenuwdefect om spanningsloos herstel te garanderen. In combinatie met de vereiste van minimale manipulatie biedt dit een mogelijkheid om de transplantaatlengte rechtstreeks bij syngene dieren te bestuderen zonder asymmetrische transplantaatopeningen die alomtegenwoordig zijn in de literatuur 20,32,34.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Het experimentele ontwerp en de dierprotocollen werden goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het Penn State University College of Medicine. Volwassen C57BL/6J mannelijke muizen van 10 weken oud, met een gewicht van 20-25 g, werden gebruikt voor de onderzoeken. De dieren werden gehuisvest in de dierenfaciliteit onder steriele diermanagementomstandigheden en ze werden ten minste 5 dagen voor het uitvoeren van de onderzoeken geacclimatiseerd.

1. Voorbereiding van dieren

  1. Verdoof de dieren diep met een cocktail van ketamine (100 mg/kg) en xylazine (10 mg/kg) via intraperitoneale injectie met een naald van 26 G.
  2. Scheer de rechterachterpoot en onderrug van de dieren met een trimmer en reinig vervolgens met alcohol bereid met 10% povidon-jodiumoplossing met behulp van steriele applicators met wattenstaafjes (zie materiaaltabel).
  3. Breng oogheelkundige smeerzalf aan op de ogen met behulp van steriele applicators met wattenstaafjes om uitdroging van de ogen te voorkomen.
  4. Plaats de dieren na het preppen op een homeotherm verwarmingskussen (zie materiaaltabel) om de lichaamstemperatuur op 37 °C te houden.
  5. Plak de achterpoten van de muizen op het verwarmingskussen en plaats ze voorzichtig symmetrisch zodat het kniegewricht een rechte hoek maakt met het lichaam.
  6. Steriliseer alle chirurgische instrumenten door te autoclaveren en plaats ze vervolgens op het steriele kussen.
    OPMERKING: De chirurg moet een steriel masker, jas en handschoenen dragen voordat hij operaties uitvoert.

2. Traumatisch perifeer zenuwletsel (TPNI) model generatie

  1. Maak na de voorbereiding een laterale huidincisie (~2 cm) over de lengte van het dijbeen met behulp van een schaar en een precisie stereo zoom binoculaire microscoop (zie Materiaaltabel).
  2. Leg de heupzenuw (SN) botweg bloot door de iliotibiale band met behulp van een ontleedschaar en een microchirurgische tang. Vermijd iatrogene mechanische schade aan de SN.
  3. Sluit de huid af met chirurgische nietjes na TPNI-operaties (stap 4-9). Buprenorfine met langzame afgifte (0,05 mg/kg) (zie materiaaltabel) subcutaan toedienen aan alle dieren als pijnstiller.
  4. Voer Ischiaszenuw Crush Injury (SNCI) uit door de onderstaande stappen te volgen.
    1. Plaats de SN ongeveer 3 mm proximaal van de trifurcatie in de platte vorm tussen de uiteinden van de tang (Figuur 1A).
      OPMERKING: Er moet uiterste zorg worden besteed aan het voorkomen van een misvormde positie, die variaties in de experimentele resultaten tussen dieren/groepen met zich meebrengt.
    2. Voer de SNCI uit met behulp van een gekalibreerde tang en op maat gemaakte aluminium mallen (Figuur 1C)31,35 om te resulteren in een specifieke druk over een vaste breedte (3.5 mm).
      OPMERKING: De details van het digitale druksensorapparaat voor SNCI met behulp van gekalibreerde pincet en op maat gemaakte kottermallen worden vermeld in onze eerder gepubliceerde rapporten31,35. Op maat gemaakte mallen werden gemaakt door gaten te boren in kleine stukjes aluminium. Van deze mallen is bevestigd dat ze specifieke drukken produceren met behulp van een digitale druksensor, met behulp van onderdelen en specificaties die openbaar beschikbaar zijn en eerder zijn beschreven31,35.
    3. Duw na het positioneren voorzichtig op de mal om het blok op de tang te bereiken en laat na 30 s de mal langzaam los en bevestig de verwonding door de veranderde structuur van de zenuw (Figuur 1B).
      OPMERKING: De structurele veranderingen van de zenuw bevestigen de mate van ernst van het letsel. Dit kan worden geverifieerd met behulp van microscopie in proefzaken.
    4. Begraaf na SNCI de zenuw tussen de spieren voorzichtig om iatrogeen letsel door een chirurg te voorkomen.
      OPMERKING: De verbrijzelingsletsels veroorzaakt door een gekalibreerde tang waren exact, betrouwbaar en reproduceerbaar, wat werd vastgesteld met behulp van precisieknijpdruksensor31 (Figuur 1D). Het tijdsverloop van real-time verbrijzelingsletseldruk door verschillende mal met tangen wordt weergegeven in figuur 2A,B.
  5. Voer doorsnede en lijm (TG) uit.
    1. Transecteer de SN volledig ~3 mm proximaal van de SN-trifurcatie met behulp van een dissectieschaar.
    2. Repareer na de transsectie de zenuwopening onmiddellijk door 10 μL fibrinelijm (zie materiaaltabel) rond de transsectieplaats aan te brengen om verdere verplaatsing van de doorgesneden zenuwuiteinden te beperken. De stollingstijd van fibrinelijm was ~15 s.
      OPMERKING: SN-kloof was ongecontroleerd en lukraak na transsectie vanwege terugtrekking, wat een variabele kan zijn voor het resulterende resultaat.
  6. Voer stapsgewijze doorsnijding en lijm (STG) uit.
    1. Transecteer de SN onvolledig (80% van de breedte) ~3 mm proximaal van de SN-trifurcatie met behulp van een dissectieschaar om spleetvorming te voorkomen.
    2. Breng vervolgens 10 μL fibrinelijm aan rond de snijplaats en doorsnijd de resterende 20% van de zenuw volledig voordat de lijm volledig stolt (~10 s).
      OPMERKING: Deze methode verminderde effectief de spleetvorming veroorzaakt door de elastische terugtrekking van de doorgesneden zenuwuiteinden, maar het was ook vrij van extra chirurgische manipulatie van de zenuw, in tegenstelling tot het TG-model (Figuur 3A).
  7. Voer Flip en Transsectie uit met lijm (FTG).
    1. Transecteer eerst het SN tot 40% van zijn breedte vanaf elke kant (Figuur 3B).
    2. Draai de distale stronk dwars om en breng 10 μL fibrinelijm aan rond de doorsnijdingsplaats.
    3. Transecteer vervolgens de centrale 20% zenuw volledig voordat de fibrinelijm volledig stolt (~10 s).
    4. Bevestig de volledige doorsnijding onder een directe microscoop.
  8. Voer een opening en transplantatie van de zenuw uit volgens de onderstaande stappen.
    1. Gebruik in een gradueel zenuwspleet- en transplantaatmodel paren muizen in serie voor cascade syngene zenuwtransplantatie32 in 1 reeks experimenten.
    2. Creëer bij een muis (bijvoorbeeld muis #1) een zenuwopening van 7 mm (G-7/0) aan de rechterkant SN, waar de zenuw ~3 mm proximaal van de SN-trifurcatie werd ontleed en op 7 mm afstand hiervan met behulp van een steriele schaalverdeling (Figuur 3C).
      OPMERKING: Een onherstelbare zenuwspleet werd gecreëerd door een heupzenuw van 7 mm te ontleden zonder transplantatie. Deze muis heeft het label G-7/0 omdat er een transplantaat van 7 mm wordt genomen, maar er geen reparatie wordt uitgevoerd.
    3. Breng na dissectie de doorgesneden zenuw onmiddellijk over naar de steriele toestand van de petrischaal met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) en begraaf de proximale stomp van de SN (muis #1) onder de spier met 10 μL fibrinelijm.
    4. Maak vervolgens in muis #2 een zenuwopening van 5 mm op de rechter SN en transplanteer het 7 mm ontlede zenuwgedeelte van muis #1 met behulp van fibrinelijm (10 μL, ~10 s) aan beide uiteinden (G-5/7) (Figuur 3C).
      OPMERKING: Tijdens het enten moet speciale aandacht worden besteed aan het voorkomen van verkeerde uitlijningen en andere iatrogene verwondingen van de SN door de chirurg.
  9. Voer stapsgewijze transsectie en hechtingen (STS) uit.
    1. Span de heupzenuw over 80% van zijn breedte (Figuur 3D) en repareer de stompen met behulp van epineurale hechtingen van 9-0 nylon.
    2. Na voltooiing wordt het resterende deel van de zenuw streng en gerepareerd met behulp van een enkele 9-0 nylon steek.
    3. Keer de zenuw om om de achterkant van de scheur bloot te leggen en gebruik twee 9-0 nylon hechtingen om de reparatie te voltooien.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het op maat gemaakte digitale druksensorapparaat (Figuur 1D) werkt door de verandering in weerstand van de FSR te detecteren wanneer er een kracht wordt uitgeoefend. Dit apparaat detecteert en registreert de meest bescheiden drukhoeveelheden die erop worden uitgeoefend met een responstijd van <5 μs, een bemonsteringsfrequentie van 20 Hz en een drukbereik van 2.5-25 lbs31. De verschillen in de door de tang (Figuur ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

De geschiedenis van TPNI-onderzoek strekt zich uit over meerdere decennia11,12. Vroege experimenten met honden en grotere soorten hebben het belang van diermodellen aangetoond in de studie van TPNI-uitkomsten 36,37,38. In de loop van de tijd zijn deze modellen overgestapt op kleinere knaagdieren, met hun gevestigde en veelgebruikte geval...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de NIH (K08 AR060164-01A) en DOD (W81XWH-16-1-0725; W81XWH-19-1-0773) in aanvulling op institutionele steun van het Pennsylvania State University College of Medicine, Hershey, PA 17033, VS.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Alcohol prepCOVIDIEN5110
BuprenorphineZooPharmBSRLAB0.5-211706
C57BL/6JJackson Laboratories, Bar HarborN/A
Wattenstaafjes met katoenPuritan25-8062WC
Dissectie schaarASSIASSI.SDC18R8
Fibrinegeel-TISSEELBaxter1501263
Krachtgevoelige weerstand (FSR)N/AFlexiForce A301
PincetFST-Dumont5SF Inox, 11252-00
GraphPad PrismGraphPad Software Inc.Versie 8.4.3.
Homeotherme verwarmingskussenKent ScientificRJ1675
Ketamine/KetavedVEDCOVED1220
Microchirurgische pincettenMiltex Premium instrumentenBL1901
Oftalmische smeermiddelzalfAkorn Animal HealthNDC 59399-162-35
PetrischaalVWR25384-092
Fosfaatgebufferde zoutoplossingGibco14190-144
PovidonjodiumSolimoL0017765SA
Precisie-knevelsensorapparaatOp maat gemaaktN/A
SchaarMiltex Premium21-536
Stereo zoom binocular microscopeWorld Precision InstrumentsModel PZMIII
Steriele handschoenenCardinal Health9L19E511
Chirurgische hechtingen3M-PreciseDS-25
Chirurgisch plakband3M-Microphore1530-0
HechtdraadEthiconBV130-5
SpuitBD-spuit309597
TrimmerPhilips ElectronicsMG3750
Xylazine/AnasedAkorn Animal Health, Inc.VAM4811

Referenties

  1. Robinson, L. R. Traumatic injury to peripheral nerves. Muscle & Nerve. 23 (6), 863-873 (2000).
  2. Campbell, W. W. Evaluation and management of peripheral nerve injury. Clinical Neurophysiology. Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 119 (9), 1951-1965 (2008).
  3. Dirschl, D. R., Dahners, L. E. The mangled extremity: when should it be amputated. The Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 4 (4), 182-190 (1996).
  4. Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. The Journal of Trauma. 45 (1), 116-122 (1998).
  5. Barton, N. Upper extremity disorders: frequency, impact and cost. Journal of Hand Surgery. Kelsey, J., Paemer, A., Nelson, L., Felberg, A., Rice, D. 23 (2), Churchill Livingstone. New York. ISBN 0-443-07912-9 255(1998).
  6. Evans, G. R. Peripheral nerve injury: a review and approach to tissue engineered constructs. The Anatomical Record. 263 (4), 396-404 (2001).
  7. Lundborg, G. Nerve injury and repair: regeneration, reconstruction, and cortical remodeling. , Elsevier Churchill Livingstone. Philadelphia. (2004).
  8. Thieme, Surgery of peripheral nerves: a case-based approach. , Stuttgart. New York. (2008).
  9. Brushart, T. M. Nerve repair. , Oxford University Press. New York. (2011).
  10. Menorca, R. M. G., Fussell, T. S., Elfar, J. C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clinics. 29 (3), 317-330 (2013).
  11. Faroni, A., Mobasseri, S. A., Kingham, P. J., Reid, A. J. Peripheral nerve regeneration: experimental strategies and future perspectives. Advanced Drug Delivery Reviews. 82-83, 160-167 (2015).
  12. Zochodne, D. W. The challenges and beauty of peripheral nerve regrowth. Journal of the peripheral nervous system: JPNS. 17 (1), 1-18 (2012).
  13. Isaacs, J. Major peripheral nerve injuries. Hand Clinics. 29 (3), 371-382 (2013).
  14. Siemionow, M., Brzezicki, G. Chapter 8: Current techniques and concepts in peripheral nerve repair. International Review of Neurobiology. 87, 141-172 (2009).
  15. de Ruiter, G. C. W., et al. Misdirection of regenerating motor axons after nerve injury and repair in the rat sciatic nerve model. Experimental Neurology. 211 (2), 339-350 (2008).
  16. Gordon, T. Nerve regeneration: understanding biology and its influence on return of function after nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 103-117 (2016).
  17. Sobotka, S., Mu, L. Muscle reinnervation with nerve-muscle-endplate band grafting technique: correlation between force recovery and axonal regeneration. The Journal of Surgical Research. 195 (1), 144-151 (2015).
  18. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. The Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  19. Orgel, M. G., Terzis, J. K. Epineurial vs. perineurial repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 60 (1), 80-91 (1977).
  20. Bassilios Habre, S., Bond, G., Jing, X. L., Kostopoulos, E., Wallace, R. D., Konofaos, P. The surgical management of nerve gaps: present and future. Annals of Plastic Surgery. 80 (3), 252-261 (2018).
  21. Lee, J. I., et al. A novel nerve transection and repair method in mice: histomorphometric analysis of nerves, blood vessels, and muscles with functional recovery. Scientific Reports. 10 (1), 21637(2020).
  22. Lee, J. I., et al. Purposeful misalignment of severed nerve stumps in a standardized transection model reveals persistent functional deficit with aberrant neurofilament distribution. Military Medicine. 186, Suppl 1 696-703 (2021).
  23. Sameem, M., Wood, T. J., Bain, J. R. A systematic review on the use of fibrin glue for peripheral nerve repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 127 (6), 2381-2390 (2011).
  24. Spotnitz, W. D. Fibrin sealant: the only approved hemostat, sealant, and adhesive-a laboratory and clinical perspective. ISRN surgery. 2014, 203943(2014).
  25. de V. Alant, J. D., Kemp, S. W. P., Khu, K. J. O. L., Kumar, R., Webb, A. A., Midha, R. Traumatic neuroma in continuity injury model in rodents. Journal of Neurotrauma. 29 (8), 1691-1703 (2012).
  26. Geary, M. B., et al. Erythropoietin accelerates functional recovery after moderate sciatic nerve crush injury. Muscle & Nerve. 56 (1), 143-151 (2017).
  27. Răducan, A., et al. Morphological and functional aspects of sciatic nerve regeneration after crush injury. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 54, 735-739 (2013).
  28. Elfar, J. C., Jacobson, J. A., Puzas, J. E., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. Erythropoietin accelerates functional recovery after peripheral nerve injury. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 90 (8), 1644-1653 (2008).
  29. Sundem, L., Chris Tseng, K. C., Li, H., Ketz, J., Noble, M., Elfar, J. Erythropoietin enhanced recovery after traumatic nerve injury: myelination and localized effects. The Journal of Hand Surgery. 41 (10), 999-1010 (2016).
  30. Govindappa, P. K., Talukder, M. A. H., Gurjar, A. A., Hegarty, J. P., Elfar, J. C. An effective erythropoietin dose regimen protects against severe nerve injury-induced pathophysiological changes with improved neural gene expression and enhances functional recovery. International Immunopharmacology. 82, 106330(2020).
  31. Wandling, G. D., Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. Novel real-time digital pressure sensor reveals wide variations in current nerve crush injury models. Military Medicine. 186, 473-478 (2021).
  32. Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Karuman, K., Gurjar, A. A., Govindappa, P. K., Guddadarangaiah, J. M., Manto, K. M., Wandling, G. D., Hegarty, J. P., Waning, D. L., Elfar, J. C. Functional recovery and muscle atrophy in pre-clinical models of peripheral nerve transection and gap-grafting in mice. Effects of 4-aminopyridine. Neural Regeneration Research. , (2021).
  33. Lee, D. H., You, J., Jung, J. W., Park, J. W., Lee, J. I. Comparison between normal and reverse orientation of graft in functional and histomorphological outcomes after autologous nerve grafting: An experimental study in the mouse model. Microsurgery. 41 (7), 645-654 (2021).
  34. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  35. Lee, J. I., Wandling, G. D., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. A novel standardized peripheral nerve transection method and a novel digital pressure sensor device construction for peripheral nerve crush injury. Bio-protocol. , (2022).
  36. Farinas, A. F., Stephanides, M., Kassis, S., Keller, P., Colazo, J. M., Thayer, W. P. Sciatic nerve injury model in rabbits: What to expect. Laboratory Animals. 54 (6), 559-567 (2020).
  37. Yao, Y., et al. Efect of longitudinally oriented collagen conduit combined with nerve growth factor on nerve regeneration after dog sciatic nerve injury. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 106 (6), 2131-2139 (2018).
  38. Schmitz, H. C., Beer, G. M. The toe-spreading reflex of the rabbit revisited--functional evaluation of complete peroneal nerve lesions. Laboratory Animals. 35 (4), 340-345 (2001).
  39. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. 60, 3606(2012).
  40. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  41. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and Cons. The International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  42. M, F. G., M, M., S, H., Khan, W. S. Peripheral nerve injury: principles for repair and regeneration. The Open Orthopaedics Journal. 8, 199-203 (2014).
  43. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  44. Carvalho, C. R., Reis, R. L., Oliveira, J. M. Fundamentals and current strategies for peripheral nerve repair and regeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1249, 173-201 (2020).
  45. Govindappa, P. K., Jagadeeshaprasad, M. G., Tortora, P., Talukder, M. A. H., Elfar, J. C. Effects of 4-aminopyridine on combined nerve and muscle injury and bone loss. The Journal of Hand Surgery. , (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Traumatisch zenuwletselzenuwcompressieletselzenuirlaceratiezenugrafting bij zenughiaatspierdenervatieledemaattraumagedragsbeoordelingspieratrofiemicrosurgisch zenuwletsel
Video binnenkort beschikbaar

Gerelateerde artikelen