Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Mycorrhiza-kaarten als hulpmiddel om kolonisatiepatronen en schimmelstrategieën in de wortels van Festuca rubra en Zea mays te verkennen

2.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63599

⸱

26 augustus 2022

 ,  ,  , 
1Department of Microbiology, Faculty of Agriculture, University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca

In dit artikel

Samenvatting

Het protocol beschrijft hier de methoden voor de beoordeling van de arbusculaire mycorrhiza kolonisatiepatronen en strategie in wortels voor twee soorten: Zea mays en Festuca rubra. Het gebruik van de MycoPatt-methode maakt de berekening van parameters, de conversie van mycorrhizastructuren in digitale gegevens en het in kaart brengen van hun werkelijke positie in wortels mogelijk.

Samenvatting

Arbusculaire mycorrhizaschimmels zijn symbionten in de wortels van planten. Hun rol is om de ontwikkeling van de gastheer te ondersteunen en het voedingsevenwicht in de ecosystemen te behouden. Het kolonisatieproces is afhankelijk van verschillende factoren zoals bodemecologie, de genetische diversiteit van de schimmels en gastheer en agronomische praktijken. Hun gesynchroniseerde werking leidt tot de ontwikkeling van een complex hyphal netwerk en leidt tot de secundaire ontwikkeling van blaasjes en arbuscules in de wortelcellen. Het doel van dit onderzoek was om de efficiëntie van de mycorrhizapatronen (MycoPatt) methode te analyseren voor de positionering van schimmelstructuren in de wortels van Festuca rubra en Zea mays. Een ander doel was om de schimmelkolonisatiestrategie te verkennen, zoals onthuld door mycorrhiza-kaarten van elke soort. De verwerving en assemblage van meerdere microscopische beelden maken mycorrhiza kolonisatiebeoordeling in zowel maïs- als roodzwenkgrasplanten mogelijk om informatie te geven over de realistische positie van de ontwikkelde structuren. De waargenomen mycorrhizapatronen benadrukken de variabele efficiëntie van elke plant in termen van het ontwikkelen van verbindingen met bodemsymbiotische schimmels, veroorzaakt door toegepaste behandelingen en groeifase. Mycorrhiza gedetailleerde kaarten verkregen via de MycoPatt-methode zijn nuttig voor de vroege detectie van plantefficiëntie in symbiotische acquisitie uit de bodem.

Inleiding

Arbusculaire mycorrhiza (AM) schimmels zijn een categorie van bodemgedragen endofyten die voortdurend een interessegebied zijn voor onderzoekers. Hun aanwezigheid in de wortels van de meeste planten en hun betrokkenheid bij voedingscycli maakt ze vitale componenten in de stabiliteit van elk ecosysteem waar kruidachtige planten aanwezig zijn 1,2. Door hun extra radiculair mycelium fungeert AM als een schimmelverlenging voor plantenwortels, vooral in moeilijk bereikbare gebieden3. De hoofdactiviteit is in de wortels van waardplanten, waar AM grote schimmeldradennetwerken en specifieke intracellulaire structuren ontwikkelt die arbuscules worden genoemd. Het gebrek aan gastheerspecificiteit stelt de symbiont in staat om meerdere soorten tegelijkertijd te koloniseren. Dit vermogen biedt AM de rol van toewijzing van hulpbronnen en regulering van voedingsstoffen in het ecosysteem; de schimmel biedt ook ondersteuning bij het overleven van planten en helpt bij de prestaties van de plant 4,5,6,7. De reactie van AM-soorten op gastheerwortels is zichtbaar in de extensie en locatie van het intra-radiculaire mycelium en de aanwezigheid en vorm van de arbuscules die intracellulair zijn ontwikkeld. De intracellulaire arbuscules fungeren als een uitwisselingspunt tussen de twee symbionten en vertegenwoordigen gebieden die worden gekenmerkt door snelle overdrachtsprocessen. De structuren die de AM produceren zijn soortafhankelijk en ontwikkelen naast arbuscules in de wortels ook blaasjes, sporen en hulpcellen.

Er zijn veel uitdagingen bij de beoordeling van AM-symbionten in plantenwortels 8,9. De eerste is hun constante ontwikkeling gedurende de hele vegetatieperiode van gastheren, wat leidt tot meerdere veranderingen in de hyphal arbusculaire structuur. De verschillende stadia van arbusculaire groei, tot hun ineenstorting, zijn duidelijk aanwezig in wortels, maar de senescente AM-structuren worden soms verteerd, waardoor ze slechts gedeeltelijk zichtbaar zijn10. De tweede uitdaging wordt vertegenwoordigd door de kleuringsmethode en het protocol, de grote diversiteit van wortelsystemen, de dimensie van hun cellen en de verschillen in dikte, waardoor het moeilijk is om een uniforme methode voor te stellen. De laatste uitdaging wordt vertegenwoordigd door de beoordeling en scoring van AM-kolonisatie. Er zijn talloze methoden die AM scoren met verschillende gradaties van objectiviteit, en de meeste zijn nog steeds beperkt tot microscopietechnieken. De eenvoudige zijn gebaseerd op de aanwezigheid / afwezigheid van structuren in de wortelschors, terwijl de meer complexe zijn gebaseerd op visuele scoring en het gebruik van kolonisatieklassen, met de integratie van de frequentie en intensiteit van het kolonisatiefenomeen. Er zijn de afgelopen decennia veel gegevens geproduceerd over de mycorrhiza-status van meerdere soorten, maar de meeste methoden zijn beperkt tot de waargenomen waarde van kolonisatie zonder te wijzen op de werkelijke positie van elke structuur in de wortelschors. Als antwoord op de noodzaak van nauwkeurigere resultaten over AM-kolonisatie, werd een methode ontwikkeld op basis van microscopische analyse van mycorrhizapatronen (MycoPatt) in wortels om in digitale vorm de gedetailleerde mycorrhiza-kaarten samen te stellen11. Ook maakt de methode de objectieve berekening van kolonisatieparameters en de bepaling van de werkelijke positie van elke structuur in de wortel mogelijk.

De positie van de AM-schimmelstructuren kan belangrijk zijn bij het beantwoorden van de volgende twee vragen. De eerste heeft betrekking op de analyse van de kolonisatie op één specifiek moment uit de vegetatiecyclus van een plant. In deze context is het zeer nuttig om de arbusculaire / blaasjesrijkdom te observeren, te rapporteren hoe ze zich in de wortel bevinden en een zeer duidelijk kolonisatiebeeld en parameters te geven. De tweede heeft betrekking op de detectie van schimmelstrategie en de oriëntatie ervan en zelfs de voorspelling van de toekomstige ontwikkeling ervan. Een toepassing van de MycoPatt kan zijn voor planten die dagelijks, elke 2-3 dagen, wekelijks of tijdens verschillende groeistadia worden geanalyseerd. In deze context is de locatie van de blaasjes / arbuscules belangrijk om het biologische mechanisme van AM-kolonisatie beter te begrijpen. Deze parameters en waarnemingen zijn zeer nuttig om de wiskundige parameters aan te vullen.

Het doel van dit artikel is om het vermogen van het MycoPatt-systeem aan te tonen om het inheemse AM-schimmelkolonisatiepotentieel en -strategie in Zea mays (maïs) wortels tijdens verschillende ontwikkelingsstadia en in Festuca rubra (rood zwenkgras) wortels onder verschillende langdurige bevruchtingsomstandigheden te verkennen. Om het doel te bereiken, werden twee grote databases van twee experimenten geanalyseerd. Het maïsexperiment werd opgezet in Cojocna (46°44′56" lat. N en 23°50′0" lang. E), in de Experimentele Didactische Boerderij van de Universiteit voor Landbouwwetenschappen en Diergeneeskunde Cluj op een phaeoziom met een leemachtige textuur bodem12. Het roodzwenkgrasexperiment maakt deel uit van een grotere experimentele site die in 2001 is opgericht in Ghețari, Apuseni Mountains (46°49'064" lat. N. N en 22°81'418'' lang. E), op een preluvosol (terra rossa) bodemsoort13,14. Maïs werd verzameld in vijf verschillende groeifenofas12: B1 = 2-4 bladeren (als controlepunt voor het begin van mycorrhiza-kolonisatie); B2 = 6 bladeren; B3 = 8-10 bladeren; B4 = cob-vorming; B5 = fysiologische volwassenheid. Vanaf het 2-4 bladeren stadium (A0) werd een organische behandeling toegepast, wat resulteerde in een tweegradefactor (A1 = controle en A2 = behandeld). Wortels van rood zwenkgras werden verzameld bij de bloei van een experiment met vijf langdurige bevruchtingen13,14: V1 = controle, niet-bevrucht; V2 = 10 t·ha-1 mest; V3 = 10 t·ha-1 mest + N 50 kg·ha-1, P2O5 25 kg·ha-1, K2O 25 kg·ha-1; V4 = N 100 kg·ha-1, P2O5 50 kg·ha-1, K2O 50 kg·ha-1; V5 = 10 t·ha-1 mest + N 100 kg·ha-1, P2O5 50 kg·ha-1, K2O 50 kg·ha-1. In elke ontwikkelingsfase werden uit elke bemestingsvariant vijf planten verzameld. De kleuringsprotocollen en hun prestaties in termen van monsterverwerkingstijd en kwaliteit van de kleuring werden geanalyseerd. De relatie tussen de ontwikkeling van AM-schimmeldraden en de aanwezigheid van zijn structuren in wortels werd voor elke soort afzonderlijk geanalyseerd en voortgezet met de identificatie van de meest tolerante wortels voor kolonisatie. De specifieke kolonisatiepatronen van elk wortelstelsel werden geanalyseerd op basis van kolonisatiekaarten en de waarde van AM-parameters.

Maïs is een eenjarige plant, wat een continue groei van de wortels impliceert, en dat was de belangrijkste reden om de MycoPatt in de groeifasen toe te passen. Rood zwenkgras is een overblijvende plant uit een grasland dat lange tijd is behandeld met verschillende meststoffen. De wortels hebben een kortere ontwikkeling van 1 jaar en de anthese wordt beschouwd als het vegetatiepunt wanneer de plant zijn metabolisme verandert van vegetatief naar generatief. Om deze planten tijdens deze intense activiteitsperiodes te vangen, werden de bovengenoemde tijdstippen gekozen. Bemonstering tijdens de vegetatieperiode is moeilijk voor deze soort wanneer deze in natuurlijke graslanden wordt gekweekt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Selectie van biologisch materiaal, wortelbemonstering en opslag

  1. Verzamel de volledige wortel van planten met een schop (figuur 1A) afzonderlijk voor elke variant en repliceer. Verwijder voorzichtig, met de hand, de grote grondaggregaten van de wortels. Was het hele wortelstelsel en meet het op een schaal met cellen van 1 cm x 1 cm (figuur 1B). Snijd de wortels voor elke plant afzonderlijk en plaats ze in een plastic zak.
  2. Verzamel alle schone wortels van elke plant in een plastic zak en verzamel alle monsters van één variant in één grotere zak. Schrijf op elke zak de naam van het stadium/de variant en de bemonsteringsdatum. Bewaar de wortels in een koelkast of vriezer bij een temperatuur tussen −4 °C en −20 °C totdat ze verwerkt zijn.

2. Wortelverwerking, clearing en kleuring voor microscopie

OPMERKING: Gebruik handschoenen, een masker en een microbiologische /chemische capuchon voor deze stap van het protocol.

  1. Zorg ervoor dat het ontdooien van de wortel langzaam gebeurt bij kamertemperatuur. Gebruik voor alle verwerkingsstappen kleine potten (30-50 ml) om de hoeveelheid benodigde middelen te verminderen.
  2. Voer de volgende vier stappen uit van de langzame opruim- en kleuringsprocedure15. Doe alle stappen op kamertemperatuur. Deze methode maakt de verwerking van een groot aantal monsters tegelijkertijd mogelijk zonder het gebruik van een waterbad om te koken.
    1. Wortel opruimen: Plaats alle wortels van één plant in een pot. Bereid een 10% NaOH-oplossing met kraanwater en giet het in elke pot totdat deze de wortels volledig bedekt. Schud de potten krachtig gedurende 1 min of 2 minuten om een homogene dispersie van de opruimoplossing in de wortels te produceren. Herhaal deze procedure na 24 uur en laat de wortels ten minste 48 uur in de opruimoplossing zitten.
      OPMERKING: Schone wortels hebben een lichtgeel (tot wit) aspect en de consistentie is zacht (ze kunnen gemakkelijk worden verpletterd door met een pincet te drukken).
    2. Wortelspoeling: Haal de inhoud van één pot per keer door een zeef. Recycle de opruimoplossing. Spoel de wortels meerdere keren in leidingwater totdat de opruimoplossing volledig is verwijderd.
      OPMERKING: Als de opruimoplossing niet volledig wordt verwijderd, heeft dit invloed op de kwaliteit van de kleuringsprocedure.
    3. Wortelvlekken: Plaats de gespoelde wortels in een schone pot. Bereid een 5%:5% inktazijnoplossing met kraanwater (5 ml blauwe inkt + 5 ml 9% azijnzuur + 90 ml kraanwater). Giet de oplossing in elke pot totdat deze de wortels volledig bedekt. Schud de potten krachtig gedurende 1 minuut of 2 minuten om een homogene dispersie van de kleuringsoplossing in de wortels te produceren. Herhaal deze procedure na 24 uur en laat de wortels in deze oplossing gedurende 48 uur.
      OPMERKING: Gekleurde wortels hebben een intens blauwe kleur.
    4. Wortel gedeeltelijk vasthoudend: Spoel de gekleurde wortels in kraanwater gedurende 1-2 min. Schud de potten krachtig om de extra vlekkenoplossing te verwijderen. Herhaal de procedure als de kleuring te intens is en geen duidelijke microscopische evaluatie mogelijk maakt.
      OPMERKING: Gekleurde wortels kunnen tot 1 week bij kamertemperatuur in leidingwater worden bewaard zonder de kleuringskwaliteit te veranderen (figuur 2). Voor langere periodes kunnen wortels tot 2-3 maanden worden gehandhaafd in een 5% commerciële appelazijnoplossing (5% azijnzuur).

3. Wortelverwerking voor microscopie

  1. Wortelsegmentatie: Plaats de gekleurde wortels van elk monster op een geschaalde snijplank (figuur 3A). Snijd de wortels in segmenten van 1 cm (figuur 3B). Kies 15 segmenten voor elke variant.
  2. Zachte breekmethode voor segmentvoorbereiding: Verdeel de wortels op een glijbaan. Gebruik een lamineerzakje om de wortels te bedekken en plet ze voorzichtig vanaf een rand (figuur 3C,D). Gebruik een zacht plastic gereedschap, bijvoorbeeld een pincet, scalpelhandvat, pen of een potlood met een gum, om de wortels langzaam op de dia weer te geven. Verwijder het lamineerzakje voorzichtig en bedek het monster met een coverslip (figuur 3E).
    OPMERKING: Wortels hebben een buisvorm, dus het is noodzakelijk om ze in een tweedimensionaal vlak te scheiden. Deze actie veronderstelt de scheiding van wortels op het middelste punt, wat leidt tot de weergave van de twee delen van de interne diameter. Het gebruik van lamineerzakjes in de zachte breekprocedure maakt het mogelijk om de wortels, die een cilindervorm hebben, in twee stukken weer te geven - een aan de linkerkant en een aan de rechterkant - naar hun middenpunt. Op deze manier wordt de hele wortel diepgaand geanalyseerd en is de kolonisatiegraad de parameter die de volumetrische kolonisatie laat zien (beschreven in het oorspronkelijke werk op MycoPatt11). Kortom, we snijden een cilinder doormidden en daarna bouwen we hem wiskundig opnieuw op.
  3. Voeg met een pipet water toe aan een hoek van de glijbaan en laat het water langzaam op de glijbaan verspreiden (figuur 3F). Verwijder het extra water met een papieren handdoek.

4. Microscopische analyse van de wortelmonsters

  1. Gebruik een microscoop uitgerust met een camera met een goede resolutie.
  2. Analyseer de dia's vanaf een extremiteit. Leg elk microscopisch veld vast. Hernoem elke afbeelding die is vastgelegd met een code die de echte post-assemblage van root-onderdelen mogelijk maakt. Gebruik voor dikke wortels de vergroting van 10x of 40x en voor dunne wortels de 40x vergroting. Gebruik hetzelfde doel en dezelfde vergroting voor de hele set wortels van een soort.

5. Post-microscopie beeldassemblage

  1. Gebruik presentatiesoftware om een tekentafel te ontwerpen voor het samenstellen van afbeeldingen. Stel de breedte in op 2-3 cm breder dan de afbeeldingsbreedte. Voeg alle vastgelegde afbeeldingen uit één segment toe in de volgorde van hun opname en reconstrueer de volledige lengte van het hoofdsegment (figuur 4A).
    1. Kortom, verzamel in totaal 15 foto's voor elk segment van 1 cm en organiseer ze verticaal, beginnend met 1 tot 15, in de presentatiesoftware om het segment te reconstrueren.
  2. Lijn de afbeeldingen in het midden uit. Gebruik de verticale uitlijning om ervoor te zorgen dat elke afbeelding de vorige volgt. Plaats op alle afbeeldingen een raster van 10 cellen x 150 cellen om het hele wortelsegment te bedekken.
    1. Plaats bovendien op elke afzonderlijke afbeelding een raster van 10 x 10 en voeg in elke cel van dit raster een getal in van één tot zes als een AM-structuur zichtbaar is of laat leeg als er geen AM-structuur aanwezig is. Op deze manier is de nauwkeurigheid van het proces maximaal en worden er geen fouten in de locatie van de AM-structuren waargenomen.
  3. Voeg een tabel toe voor een raster van 10 cellen in breedte en 150 cellen in lengte (15 vierkanten van 10 cellen x 10 cellen). Wijzig de afmetingen van de tabelbreedte in de breedte van de afbeeldingen. Wijzig de lengte van de tabel zodat deze uit alle afbeeldingen bestaat (figuur 4B).

6. Scoren van mycorrhiza-kolonisatie

  1. Gebruik het unieke getal om elk type structuur te scoren zoals beschreven in de mycorrhizapatronen methode11: 1 voor schimmeldraden; 2 voor arbuscules; 3 voor blaasjes; 4 voor sporen; 5 voor hulpcellen; en 6 voor toegangspunten (figuur 4C). Scoor elke waargenomen mycorrhizastructuur van elke cel van de eerder toegepaste rasters (figuur 4D).

7. Ruwe data analyse en resultaat extractie

  1. Voeg alle verkregen scores in de MycoPatt-spreadsheetin 11. Gebruik de kopieer-/plakfunctie om alle scores van de presentatie over te zetten naar het eerste blad met de naam rawdata (figuur 5).
  2. Primaire analyse van resultaten: Gebruik het derde blad met de naam parameters in de MycoPatt-spreadsheettool om de resultaten te visualiseren als percentages (%) afzonderlijk in drie vormen (figuur 6A-C). Gebruik de kolommen A tot en met K om het horizontale beeld van kolonisatie te analyseren; kolommen M tot W om het verticale beeld van kolonisatie te analyseren; en kolommen Y tot AI om de transversale (gemiddelde) kolonisatie te analyseren voor elk van de 15 10 x 10 vierkanten (lijnen 2-17) en de uiteindelijke gemiddelde kolonisatie (regels 19-20).
    OPMERKING: De transversale gemiddelde kolonisatie wordt gebruikt voor de berekening van de reële kolonisatieparameters, gerelateerd aan zowel horizontale als verticale analyse. Op deze manier kunnen er geen fouten worden gemaakt in vergelijking met wanneer alleen de horizontale of verticale analyse wordt gebruikt (in detail beschreven in het oorspronkelijke werk11). Ook wordt deze set parameters berekend voor het gehele oppervlak van het microscopische veld.
    1. Gebruik de definities en formules, specifiek voor elke parameter, om de resultaten te analyseren11. Gebruik de volgende kolonisatieparameters: frequentie van kolonisatie (%), intensiteit van kolonisatie (%), arbuscules (%) en blaasjes (%), sporen (%) en hulpcellen (%), toegangspunten (%), het percentage niet-mycorrhizagebieden (%), de totale kolonisatiegraad (%), en het rapport van mycorrhiza / niet-mycorrhizale gebieden.
      OPMERKING: Als arbuscules, blaasjes, sporen, hulpcellen en toegangspunten ontbreken in geanalyseerde monsters, zal de MycoPatt-spreadsheet ze als nul (0) scoren.
  3. Productie en extractie van mycorrhiza-kaarten: Visualiseer het beeld dat wordt verkregen door de conversie van mycorrhizastructuurcode in kleuren in het tweede blad van de MycoPatt-benoemde grafieken (figuur 7A). Exporteer de resulterende afbeelding in het grafiekblad als een afbeelding (figuur 7B). Gebruik de kleurcode in de legenda voor de analyse van mycorrhizapatronen.
  4. Mycorrhiza kaartanalyse: Identificeer de belangrijkste structuren en hun assemblage op mycorrhizakaarten. Beschrijf het mycorrhiza-kolonisatiepatroon dat wordt waargenomen in de geanalyseerde wortels. Beschrijf de mycorrhiza-kolonisatiestrategie op basis van waargenomen structurele ontwikkeling in de wortel, het vertakkingspatroon en de ontwikkeling van arbuscule / blaasjes.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het juiste gebruik van de zachte verpletteringsmethode van de wortels na de kleuringsprocedures biedt goede details van mycorrhizastructuren, zowel voor Zea mays (figuur 8A-C) als Festuca rubra (figuur 9A-E), een goed contrast tussen mycorrhizastructuren en wortelcellen, en een bevestiging van de stele vanwege de blauwe kleur. Als de opruim- en kleuringsprocedures niet slagen, ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Studies over mycorrhiza kolonisatie zijn van vitaal belang voor de ontwikkeling van nieuwe strategieën op agronomisch gebied. Het potentieel van meerdere gecultiveerde planten om een symbiotische associatie te vormen met arbusculaire mycorrhiza's maakte ze een belangrijk onderdeel van de duurzame ontwikkeling van het agro-ecosysteem en het behoud van zijn gezondheid 16,17,18,19,20.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

Dit artikel maakt gebruik van gegevens die voortvloeien uit twee Ph.D. studies in het thematische gebied van "Corn Mycorrhizal Patterns Driven by Agronomic Inputs", uitgevoerd door Victoria Pop-Moldovan, en "Mycorrhiza Status and Development of Colonization in Mountain Grassland Dominant Species", uitgevoerd door Larisa Corcoz, onder de coördinatie van Prof. Dr. Roxana Vidican.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Apple vinegar 5%FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.O?ET DE MEREhttps://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-mere
Blue InkPelikan4001https://www.pelikan.com/pulse/Pulsar/ro_RO.Store.displayStore.224848./cerneal%C4%83-4001-de-la-pelikan
Cover slipsMenzel-GlaserD 263 Mhttps://si.vwr.com/store/product/20545757/cover-glasses-menzel-glaser
Forceps, PMPVitalab9.171 411http://shop.llg.de/info881_Forceps_PMP_lang_UK.
htm?UID=55005bf838d8000000000000
&OFS=33
Glass jar 47 mLIndigo CardsBORCAN 47 ML HEXAGONALhttps://indigo.com.ro/borcan-47-ml-hexagonal
Laminating PouchesPeachPP525-08Business Card (60x90mm) / https://supremoffice.ro/folie-laminare-60x90mm-125mic-carte-vizita-100-top-peach-pp525-08-510328
Microflow Class II ABS CabinetBioquell UK LtdMicroflow Class II ABS Cabinethttp://www.laboratoryanalysis.co.uk/graphics/products/034_11%20CLASS%202BSC%20(STD).pdf
Microscope slidesDeltalabD100001https://distrimed.ro/lame-microscop-matuite-la-un-capat-26x76-mm-deltalab/?utm_source=Google%20Shopping&utm_campaign=
google%20shopping%20distrimed&utm_medium=cpc&
utm_term=1647&gclid=CjwKCAjwu
YWSBhByEiwAKd_n_odzr8CaCXQ
hl9VQkAB3p-ODo2Ssuou9cnoRtz1Gb
xsjqPY7F05HmhoCj6oQAvD_BwE
Microsoft Office 365MicrosoftOffice 365Excel en Powerpoint; spreadsheet en presentatie
NaOHOltchim01-2119457892-27-0065http://www.sodacaustica.com.ro/pdf/fisa-tehnica-soda-caustica.pdf
Nitrile glovesSemperGuard816780637https://www.sigmaaldrich.com/RO/en/product/aldrich/816780637?gclid=CjwKCAjwuYWSBhByEiwAKd
_n_rmo4RRt8zBql7ul8ox
AAYhwhxuXHWZcw4hlR
x0Iro_4IyVt69aFHRoCmd
wQAvD_BwE
Optika cameraOPTIKACP-8; P8 Pro Camera, 8.3 MP CMOS, USB 3.0https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/c-p-series/
Optika MicroscopeOPTIKAB383pLhttps://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/b-380-series/
Protective mask FFP3Hermes GiftHERMES000100EN 149-2001+A1:2009 / https://www.emag.ro/set-10-masti-de-protectie-respiratorie-hermes-gift-ffp3-5-straturi-albe-hermes000100/pd/DTZ8CXMBM/#specification-section
ScalpelCutfix9409814https://shop.thgeyer-lab.com/erp/catalog/search/search.action;jsessionid=C258CA
663588CD1CBE65BF
100F85241B?model.query=9409809
White wine vinegar 9%FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.O?ET DE VIN ALBhttps://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-vin-alb

Referenties

  1. Trivedi, P., Leach, J. E., Tringe, S. G., Sa, T., Singh, B. K. Plant-microbiome interactions: From community assembly to plant health. Nature Reviews Microbiology. 18 (11), 607-621 (2020).
  2. Jeffries, P., Barea, J. M. 4 Arbuscular Mycorrhiza: A Key Component of Sustainable Plant-Soil Ecosystems. The Mycota. IX Fungal Associations. Hock, B. , SpringerVerlag. Berlin, Germany. 51-75 (2012).
  3. Parniske, M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology. 6 (10), 763-775 (2008).
  4. Gianinazzi, S., et al. Agroecology: The key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. Mycorrhiza. 20 (8), 519-530 (2010).
  5. Lee, E. -H., Eo, J. -K., Ka, K. -H., Eom, A. -H. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and their roles in ecosystems. Mycobiology. 41 (3), 121-125 (2013).
  6. Zhang, Y., Zeng, M., Xiong, B., Yang, X. Ecological significance of arbuscular mycorrhiza biotechnology in modern agricultural system. Ying Yong Sheng Tai Xue Bao = The Journal of Applied Ecology. 14 (4), 613-617 (2003).
  7. Shah, A. A., et al. Effect of endophytic Bacillus megaterium colonization on structure strengthening, microbial community, chemical composition and stabilization properties of Hybrid Pennisetum. Journal of the Science of Food and Agriculture. 100 (3), 1164-1173 (2020).
  8. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer. New York City, NY. (2015).
  9. Sun, X. -G., Tang, M. Comparison of four routinely used methods for assessing root colonization by arbuscular mycorrhizal fungi. Botany. 90 (11), 1073-1083 (2012).
  10. Smith, S., Read, D. Colonization of Roots and Anatomy of Arbuscular Mycorrhiza. Mycorrhizal Symbiosis. Smith, S. E., Read, D. J. , Academic Press. London, UK. 42-90 (2008).
  11. Stoian, V., et al. Sensitive approach and future perspectives in microscopic patterns of mycorrhizal roots. Scientific Reports. 9 (1), 10233(2019).
  12. Pop-Moldovan, V., et al. Divergence in corn mycorrhizal colonization patterns due to organic treatment. Plants. 10 (12), 2760(2021).
  13. Corcoz, L., et al. Mycorrhizal patterns in the roots of dominant Festuca rubra in a high-natural-value grassland. Plants. 11 (1), 112(2021).
  14. Corcoz, L., et al. Deciphering the colonization strategies in roots of long-term fertilized Festuca rubra. Agronomy. 12 (3), 650(2022).
  15. Stoian, V., Florian, V. Mycorrhiza - Benefits, influence, diagnostic method. Bulletin of University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca. Agriculture. 66 (1), 2009(2009).
  16. Prates Júnior, P., et al. Agroecological coffee management increases arbuscular mycorrhizal fungi diversity. PLoS One. 14 (1), 0209093(2019).
  17. Rillig, M. C., et al. Why farmers should manage the arbuscular mycorrhizal symbiosis. New Phytologist. 222 (3), 1171-1175 (2019).
  18. Rillig, M. C., et al. Towards an integrated mycorrhizal technology: Harnessing mycorrhiza for sustainable intensification in agriculture. Frontiers in Plant Science. 7, 1625(2016).
  19. Bhale, U. N., Bansode, S. A., Singh, S. Multifactorial Role of Arbuscular Mycorrhizae in Agroecosystem. Fungi and their Role in Sustainable Development: Current Perspectives. Gehlot, P., Singh, J. , Springer. New York City, NY. 205-220 (2018).
  20. Khaliq, A., et al. Integrated control of dry root rot of chickpea caused by Rhizoctonia bataticola under the natural field condition. Biotechnology Reports. 25, 00423(2020).
  21. Vaida, I., Păcurar, F., Rotar, I., Tomoș, L., Stoian, V. Changes in diversity due to long-term management in a high natural value grassland. Plants. 10 (4), 739(2021).
  22. Taxonomy of Arbuscular Fungi. , Available from: http://www.zor.zut.edu.pl/Glomeromycota/Taxonomy.html (2022).
  23. The International Collection of (Vesicular) Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Available from: https://invam.wvu.edu/collection (2022).
  24. The International Bank for the Glomeromycota. , Available from: https://www.i-beg.eu/ (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

MycoPatt methodearbusculaire mycorrhizaschimmelswortelkolonisatieFestuca rubra wortelsZea mays wortelswortelblekingmicroscopische analysehyfennetwerk
Mycorrhiza-kaarten als hulpmiddel om kolonisatiepatronen en schimmelstrategieën in de wortels van Festuca rubra en Zea mays te verkennen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.