Methodenartikel

Biomoleculaire beeldvorming van cellulaire opname van nanodeeltjes met behulp van multimodale niet-lineaire optische microscopie

DOI:

10.3791/63637

⸱

16 mei 2022

 ,  ,  , 
1Biomedical Physics, School of Physics and Astronomy, University of Exeter

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit artikel presenteert de integratie van een spectrale focusmodule en een dual-output pulslaser, waardoor snelle hyperspectrale beeldvorming van gouden nanodeeltjes en kankercellen mogelijk wordt. Dit werk is bedoeld om de details van multimodale niet-lineaire optische technieken te demonstreren op een standaard laserscanmicroscoop.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het onderzoeken van gouden nanodeeltjes (AuNP's) in levende systemen is essentieel om de interactie tussen AuNP's en biologische weefsels te onthullen. Bovendien, door niet-lineaire optische signalen zoals gestimuleerde Raman-verstrooiing (SRS), twee-foton geëxciteerde fluorescentie (TPEF) en transiënte absorptie (TA) in een beeldvormingsplatform te integreren, kan het worden gebruikt om biomoleculair contrast van cellulaire structuren en AuNP's op een multimodale manier te onthullen. Dit artikel presenteert een multimodale niet-lineaire optische microscopie en past deze toe om chemisch specifieke beeldvorming van AuNP's in kankercellen uit te voeren. Dit beeldvormingsplatform biedt een nieuwe benadering voor het ontwikkelen van efficiënter gefunctionaliseerde AuNP's en het bepalen of ze zich in vasculatuur rond de tumor, pericellulaire of cellulaire ruimtes bevinden.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gouden nanodeeltjes (AuNP's) hebben een groot potentieel getoond als biocompatibele beeldvormingsondes, bijvoorbeeld als effectieve oppervlakte-verbeterde Raman-spectroscopie (SERS) substraten in verschillende biomedische toepassingen. Belangrijke toepassingen zijn gebieden zoals biosensing, bioimaging, oppervlakte-verbeterde spectroscopieën en fotothermische therapie voor kankerbehandeling1. Bovendien is het onderzoeken van AuNP's in levende systemen cruciaal voor het beoordelen en begrijpen van de interactie tussen AuNP's en biologische systemen. Er zijn verschillende analytische technieken, waaronder Fourier transform infrared (FTIR) spectroscopie2, laserablatie inductief gekoppelde massaspectrometrie (LA-ICP-MS)3 en magnetische resonantie beeldvorming (MRI)4 die met succes zijn gebruikt om de verdeling van AuNP's in weefsels te onderzoeken. Niettemin hebben deze methoden verschillende nadelen, zoals tijdrovend zijn en complexe monstervoorbereiding3 met zich meebrengen, die lange verwervingstijden vereisen, of het ontbreken van sub-micron ruimtelijke resolutie 2,4.

In vergelijking met conventionele beeldvormingstechnieken biedt niet-lineaire optische microscopie verschillende voordelen voor het onderzoeken van levende cellen en AuNP's: de niet-lineaire optische microscopie bereikt een diepere beelddiepte en biedt intrinsieke 3D optische sectiemogelijkheden met behulp van bijna-IR ultrasnelle lasers. Met de significante verbetering van de beeldvormingssnelheid en detectiegevoeligheid is aangetoond dat twee-foton geëxciteerde fluorescentie (TPEF)5,6,7 en tweede harmonische generatie (SHG)8,9,10 microscopie niet-invasieve beeldvorming van endogene biomoleculen in levende cellen en weefsels verder verbeteren. Bovendien is het mogelijk om met behulp van nieuwe pomp-sonde niet-lineaire optische technieken zoals transiënte absorptie (TA)11,12,13,14 en gestimuleerde Raman-verstrooiing (SRS)15,16,17,18, labelvrij biochemisch contrast van cellulaire structuren en AuNP's af te leiden. Het visualiseren van AuNP's zonder het gebruik van extrinsieke labels is van groot belang, omdat chemische verstoringen van de nanodeeltjes hun fysische eigenschappen en dus hun opname in cellen zullen wijzigen.

Dit protocol presenteert de implementatie van een Spectral Focusing Timing and Recombination Unit (SF-TRU) module voor een dual-golflengte pulslaser, waardoor snelle multimodale beeldvorming van AuNP's en kankercellen mogelijk is. Dit werk is bedoeld om de details van geïntegreerde TPEF-, TA- en SRS-technieken op een laserscanmicroscoop te demonstreren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Het lasersysteem inschakelen

  1. Schakel het vergrendelingssysteem in en selecteer de armlaser voordat u het systeem start.
  2. Schakel de pc in met de software om de femtosecondelaser met dubbele uitgang te bedienen.
  3. Laad de software voor de femtoseconde laser met dubbele uitgang; deze software maakt het mogelijk om de laser aan en uit te schakelen en regelt direct de golflengte van de pompstraal.
  4. Schakel de laseremissie in door het aan/uit-pictogram 3 ingedrukt te houden.
  5. Wacht tot de laser is opgewarmd en het laserklare lampje groen brandt in de software.
  6. De golflengte van de pompbundel wordt direct via de software geregeld; dit kan variëren van 680-1.300 nm. Voor cellulaire beeldvorming in het C-H Raman trillingsgebied selecteert u 802 nm.
  7. Open de luiken van de afstembare pompbundel en 1.045 nm Stokes-straal door de diafragmabeelden 3 s ingedrukt te houden.
    LET OP: Laserveiligheidsgeleiding de femtosecondelaser met dubbele uitgang is een infraroodpulslaser van klasse IV en kan permanente schade aan het gezichtsvermogen veroorzaken. Daarom moeten alle lokale regels voor laserveiligheid worden gevolgd bij het uitvoeren van deze procedure: (i) Alleen geautoriseerde gebruikers die een laserveiligheidstraining hebben gevolgd, kunnen de procedure uitvoeren. (ii) Toegang tot het lab is via swipe-kaarttoegang met een vergrendeling op de kamerdeur. (iii) Voor het grootste deel van de operatie zijn de laserstralen volledig ingesloten. (iv) Wanneer de laserstraal wordt blootgesteld, moet een laserveiligheidsbril worden gedragen (gebruik de LG9-laserveiligheidsbril, die OD 7+ blokkering van zowel de pomp als de Stokes-stralen geeft).

2. Inschakelen van de Spectral Focusing Timing and Recombination Unit (SF-TRU)

  1. Laad de ATM-software op dezelfde pc met de lasersoftware, die de vertragingsfasen en laserverzwakkers in de SF-TRU-eenheid regelt.
    OPMERKING: Deze eenheid is verantwoordelijk voor het zorgen dat de pomp en Stokes-balken ruimtelijk overlappen, de dispersie in de pomp en Stokes-balken regelen en de tijdvertraging tussen de pomp en Stokes-balken regelen. De polarisatie van zowel pomp- als Stokes-balken is verticaal. Merk op dat elke bundel is uitgerust met een halve golfplaat om polarisaties onafhankelijk te regelen voordat de SF-TRU wordt verlaten.
  2. Zorg ervoor dat zowel de pomp als de Stokes-lasers zijn gedempt tot <10% (pomp) en <15% (Stokes-stralen). Als stralen niet worden gedempt, kan het laservermogen schade aan het systeem veroorzaken en biologische monsters verbranden.
  3. Stel voor cellulaire beeldvorming de optimale laserinstellingen in op 6% (pomp) en 10% (Stokes), wat overeenkomt met 12 mW en 30 mW bij het monster.
  4. De SF-TRU heeft twee instellingen: femtoseconde (fs) modus en picoseconde (ps) modus.
  5. Voor de fs-modus drukt u op de knoppen aan weerszijden van de doos (dit verwijdert de dispersieroosters uit het straalpad).
  6. Voor de ps-modus trek je de knoppen aan weerszijden van de doos uit (dit plaatst de dispersieroosters in het straalpad).
  7. Voor hyperspectrale beeldvorming selecteert u de ps-modus.
  8. Zorg ervoor dat de vertragingsfase zich in de juiste positie bevindt zodat de pomp- en Stokes-bundels tijdelijk worden overlapt voor C-H-beeldvorming op dit systeem.
  9. Zorg ervoor dat de dispersie-instellingen van de pomp en de Stokes-straal correct zijn; voor een 802 nm pomp is dit 5 mm voor de pompbalk en 30 mm voor de Stokes balk.

3. Modulering van de Stokes-bundel voor SRS-beeldvorming

  1. Moduleer voor SRS-detectie de intensiteit van de Stokes-bundel.
  2. Schakel de signaalgenerator in voor de bundelmodulatie.
  3. Roep eerdere instellingen op, die als volgt zijn:
    UITGANG 1: Blokgolf: Frequentie = 19,5 MHz, Amplitude = 1,4 V.
    UITGANG 2: Blokgolf: Frequentie = 19,5 MHz, Amplitude = 300 mV.
  4. Schakel uitgangen 1 en 2 in.
  5. Sluit Uitgang 1 via een BNC-kabel aan op een versterker voor de EOM in de SF-TRU box.
  6. Sluit Uitgang 2 aan op de lock-in versterker die wordt gebruikt voor SRS-detectie via een BNC-kabel.
  7. Schakel de voeding naar de versterker op het portaal in.

4. De lock-in versterker inschakelen

  1. Gebruik voor SRS-beeldvorming de SRS-detectiemodule die bestaat uit een fotodiode met groot oppervlak en een speciaal gebouwde lock-in-versterker.
  2. Schakel de voeding in voor de lock-in versterker op het portaal.
  3. Laad de software voor de lock-in versterker "SRS detection Module" op de PC.
  4. Kies in de software de volgende instellingen: Fase = 0°, Offset = -80 mW, Versterking = 58 dB.
  5. Selecteer de lock-in versterker integratie tijdconstante in de software: voor cell imaging geeft de tijdconstante van 2 μs beelden van goede kwaliteit.

5. Werken op de laserscanmicroscoop

  1. Schakel stekkers in van alle apparatuur behalve de afstandsbedieningskast. Wacht tot de stand-by brandt op de bedieningskast aan de bovenkant van het portaal.
  2. Schakel de afstandsbedieningsbox op het portaal in en schakel de achterkant van de doos in. Wacht tot het afstandsbedieningslampje blauw wordt (op de bedieningskast) en druk op Bediening starten.
  3. Schakel de pc van de laserscanmicroscoop in.
  4. Voer de confocale microscoopsoftware uit.
  5. Controleer het lichtpad van de microscoop via de computersoftware.
    OPMERKING: Er zijn enkele wijzigingen aangebracht aan de microscoop om deze geschikt te maken voor SRS-beeldvorming: (i) In het bundelpad is een korte doorgang van 775 nm toegevoegd aan het filterwiel waar de laserstralen de scaneenheid binnenkomen, dit kan worden geselecteerd op het tabblad Lightpath in de computersoftware. (ii) In plaats van de ingebouwde PMT's van de confocale microscoop te gebruiken voor detectie, is een op maat gemaakte detector toegevoegd aan het doorgelaten lichtpad, die zowel SRS- als CARS-detectie mogelijk maakt. (iii) De uitgangen van deze detectoren zijn aangesloten op de analoge box op het portaal. CARS-signaal van de PMT wordt via een BNC-kabel op CD1 aangesloten en het SRS-signaal van de lock-in versterker wordt via een BNC-kabel op CD2 aangesloten.
  6. Bedien de focus via het aanraakscherm of de knoppen van de afstandsbediening of de computersoftware.
  7. Selecteer de gewenste beeldinstellingen in de software; dit omvat zoom, de afbeeldingsgrootte in pixels en pixel dwell time.
  8. Zorg ervoor dat de beeldsnelheid (pixel dwell time) groter is dan de integratietijd die is ingesteld in de lock-in versterkersoftware.
    OPMERKING: Een NA 1.2 water onderdompelingsobject werd gebruikt voor beeldvorming.

6. Een monster in de microscoopfase monteren

  1. Bereid de celmonsters als volgt voor op beeldvorming.
    1. Kweek 4T1 muis mammacarcinoomcellen in RPMI-1640 aangevuld met 10% Foetaal Runderserum (FBS). Verander het medium om de 2 dagen en passeer de cellen bij 70% -80% samenvloeiing.
      OPMERKING: Passages 8-10 werden gebruikt in de loop van de hier beschreven experimenten.
    2. Voor beeldvormingsexperimenten incubeer 1 x 105 cellen op vierkante coverslips gedurende 24 uur bij 37 °C, 5% CO2. Was vervolgens de cellen met voorverwarmde fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) en incubeer met gouden nanodeeltjes (1:100 verdunning in celkweekmedium, voorraadconcentratie: 2,3 x 1010 deeltjes / ml, diameter: 60 nm) gedurende 4 uur.
    3. Was voorafgaand aan de beeldvorming de cellen met ijskoude PBS en fixeer ze met 4% paraformaldehyde in PBS gedurende 15 minuten bij kamertemperatuur (RT). Was de cellen met PBS 3x en monteer ze vervolgens tussen twee coverslips voor beeldvorming.
  2. Plaats een druppel gedestilleerd water bovenop het waterdompelobjectief dat de laserstralen richt op het monster tussen het objectief en het monster. Plaats het monster vervolgens op het microscoopstadium.
  3. Een condensor met NA 1.4 vangt het voorwaarts voortgeplante licht op. Breng een druppel water aan tussen de condensor en het monster voor beeldvorming. Stel de hoogte van de condensor in op ongeveer 1 mm boven het monster om de maximale hoeveelheid licht te verzamelen.
  4. De SRS-detector bevindt zich op een beweegbare houder, waardoor deze in en uit het optische pad van de collectie kan worden geschoven. Om met wit licht op het monster te kunnen focussen, beweegt u de SRS-detector uit het bundelpad.
  5. Plaats de detector terug in het bundelpad, klaar voor SRS-beeldvorming.

7. De Raman-verschuiving wijzigen en een hyperspectrale gegevensstack verzamelen

OPMERKING: De Raman-verschuiving waarbij de beeldvorming plaatsvindt, is afhankelijk van de vertragingsfasepositie in de SF-TRU-box en de golflengte van de pompstraal van het lasersysteem.

  1. Voor grote veranderingen in de Raman-verschuiving wijzigt u de lasergolflengte. Selecteer bijvoorbeeld voor het in beeld brengen van CH-trillingen tussen 2.800-3.100 cm-1 802 nm, terwijl u voor beeldvorming rond 1.600 cm-1 voor de amide I-piek de pompbundel bij 898 nm selecteert. Pas dit aan via de software.
  2. Om kleine aanpassingen in de Raman-shift te bereiken, scant u de vertragingsfase in de SF-TRU-eenheid.
  3. De SF-TRU geeft vertragingsfaseposities in millimeters (mm). Om de positie van de vertragingsfase om te zetten van mm naar cm-1, voert u de kalibratiehyperspectrale scan uit met behulp van een monster van polystyreenparels en vergelijkt u de piekposities in de kalibratiescan met die van een spontane Raman-opstelling. Dit levert een lineaire vergelijking op, die de positie van de vertragingsfase in mm omzet in Raman-verschuiving in cm-1.
  4. Om een hyperspectrale scan te genereren, neemt u een tijdreeks van afbeeldingen op verschillende posities in de vertragingsfase.
  5. Als u beeldacquisitie en beweging van de vertragingsfase wilt synchroniseren, gebruikt u de analoge eenheid om TTL-signalen van en naar het SF-TRU-systeem te verzenden en te ontvangen.
    OPMERKING: Om dit te doen, heeft de analoge box de volgende verbindingen: (i) TRIG OUT VD1 - deze is verbonden met de SF-TRU via een BNC en stuurt een TTL-signaal om de vertragingsfase te vertellen om +1 increment te verplaatsen. (ii) TRIG In 1- hier wordt een signaal ontvangen via BNC wanneer de vertragingsfase zijn beweging heeft voltooid, en dit wordt gebruikt om het volgende beeld in de tijdreeks te activeren.
  6. Selecteer voor de hyperspectrale dataset de volgende instellingen in de confocale microscoopsoftware:
    1. Selecteer op het tabblad Trigger de optie Start by TTL trigger (ON) en Trigger (elk frame).
    2. Stel op het tabblad Serie de tijdreeks AAN en de z-serie UIT in.
    3. Stel het aantal frames in de tijdreeks in om overeen te komen met het aantal stappen in de ATM-software (hier worden 101 stappen gebruikt).
  7. Ga in de ATM-software naar het tabblad Uitvoeren .
    1. Stel de posities van de vertragingsfase in millimeters in voor het begin en de stop van de hyperspectrale scan. Gebruik voor CH-gebied met hoog golfnummer de startpositie = 90,25 mm en de stoppositie = 92,25 mm.
    2. Zorg ervoor dat het aantal stappen overeenkomt met het aantal frames in de confocale microscoopsoftware.
  8. Nadat u de juiste instellingen hebt gecontroleerd, start u eerst de hyperspectrale stapel in de confocale microscoopsoftware. Ga naar Acquire en klik op Scan starten. Klik vervolgens in de ATM-software op Start. Dit initieert het verzamelen van een reeks afbeeldingen, met incrementele verhogingen van de vertragingsfasepositie tussen de geselecteerde start- en stopposities
  9. Exporteer de hyperspectrale beeldreeks als een multi-frame .tif bestand en gebruik een geschikt softwarepakket om de kalibratie uit te voeren.
  10. Zodra de kalibratie is voltooid, gebruikt u de lineaire kalibratievergelijking om de positie van de vertragingsfase om te zetten in de Raman-verschuivingen.
  11. Ga als volgt te werk voor het schakelen tussen beeldvorming in het CH-trillingsgebied (2.800-3.100 cm-1) en het amide I-trillingsgebied 1.500-1.700 cm-1.
    1. Wijzig de golflengte van de pomp in de lasersoftware van 802 nm naar 898 nm.
    2. Wijzig de Stokes-dispersie-instelling in de ATM-software van 30 mm naar 5 mm.
    3. Breng een kleine aanpassing aan de spiegel in het verspreidingspad van de pompbundel in de SF-TRU-box. Dit wordt gedaan door de onderste knop op de spiegelbevestiging aan te passen, waardoor de spiegelhoek incrementeel verandert.
    4. Wanneer u een hyperspectrale scan uitvoert over het amide I-gebied, stelt u de start- en stopposities in de ATM-software in op respectievelijk 89 en 91 mm
      LET OP: Laserveiligheidsbril moet voor deze stap worden gedragen, omdat de laserstraal wordt blootgesteld.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De Spectral Focusing Timing and Recombination Unit (SF-TRU) module wordt geïntroduceerd tussen de dual-output femtoseconde laser en de gemodificeerde laserscanmicroscoop. Het instelbare ultrasnelle lasersysteem dat in deze studie wordt gebruikt, heeft twee uitgangspoorten die één straal leveren op een vaste golflengte van 1.045 nm en de andere bundel die instelbaar is in het bereik van 680-1.300 nm. Een gedetailleerd schema van de SF-TRU-module en het multimodale beeldvormingsplatform is weergegeven in

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie heeft de combinatie van SF-TRU-module en ultrasnel lasersysteem met dubbele uitgang gepresenteerd en zijn toepassingen voor multimodale microspectroscopie gedemonstreerd. Met zijn vermogen om de opname van gouden nanodeeltjes (AuNP's) door kankercellen te onderzoeken, kan het multimodale beeldvormingsplatform de cellulaire reacties op hypertherme kankerbehandelingen visualiseren wanneer laserstralen worden geabsorbeerd door AuNP's.

Bovendien worden snelle chemisch specifieke beeldv...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd ondersteund door EPSRC Grants: Raman Nanotheranostics (EP/R020965/1) en CONTRAST facility (EP/S009957/1).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

```html

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
APE SRS Detection UnitAPE (Angewandte Physik & Elektronik GmbH)APE Lock-in ModuleGecombineerd systeem met een grootoppervlakte Si-fotodiode voor het detecteren van de pompstraal samen met een Lock-In versterker voor het detecteren van de straalmodulaties
Confocal Scanning UnitOlympusFV 3000Confocale scanunit gebruikt voor beeldvorming
CML Latex Beads, 4% w/v, 1.0 µmInvitrogenC37483Polystyreen microsferen
CoverslipsThorlabsCG15CH222 mm x 22 mm coverslips voor het zaaien van cellen
FBSGibco10500-064Foetaal bovien serum (hitte geïnactiveerd)
FlouviewOlympusFV31S-SWBesturingssoftware voor laserscanmicroscoop
Function GeneratorBX precision40543Wordt gebruikt om een vierkante golffunctie te genereren die wordt toegevoerd aan EOM in SF-TRU om modulaties in de stokes straal te produceren
Gold NanoparticlesNanopartzA11-60Sferische goud nanodeeltjes, 60 nm diameter
Input Output InterfaceOlympusFV30 ANALOGDeze eenheid maakt spanningsaflezingen van PMT en LockIn mogelijk om in de confocale scansoftware te worden ingevoerd en maakt het mogelijk om timingpulsen te verzenden tussen de olympus microscoop en de SF-TRU eenheid.
InSight X3NewportSpectra-PhysicsDual-output femtoseconde gepulseerde laser. Afstembare (680–1300 nm) en vaste (1045 nm) laseruitgangen met de herhalingssnelheid van 80 MHz.
Microscope FrameOlympusIX83Omgekeerd microscoop
Mouse 4T1 cellsATCCCRL-2539Muis borstkankercellen
NA 1.2 Water Immersion ObjectiveOlympusUPLSAPO60XW/IRDe multifoton 60x objectief heeft een werkafstand van 0,28 mm. Andere soortgelijke objectieven kunnen worden gebruikt.
NA 1.4 CondenserNikonCSC1003Andere condensors met NA hoger dan het excitatie-objectief kunnen ook worden gebruikt.
PMTHamamatsuR3896PMT gebruikt voor het detecteren van anti-stokes foto's voor CARS microscopie
PMT ConnectorHamamatsuC13654-01-Y002Connector voor PMT
Power SupplyRSRSPD-3303 CProgrammeerbare voeding die wordt gebruikt om de juiste spanning aan de PMT te leveren
RPMI-1640GibcoA10491-01Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium is sindsdien geschikt gebleken voor een verscheidenheid aan zoogdiercellen.
SF-TRUNewport Spectra PhysicsSF-TRUSysteem ontworpen voor het regelen van de tijdsvertraging en dispersie van de 2 laseruitgangen en voor het uitvoeren van de straalmodulaties die nodig zijn voor SRS
```

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Tabish, T. A., et al. Smart gold nanostructures for light mediated cancer theranostics: Combining optical diagnostics with photothermal therapy. Advanced Science. 7 (15), Weinheim, Baden-Württemberg, Germany. 1903441(2020).
  2. Tian, F., et al. Gold nanostars for efficient in vitro and in vivo real-time SERS detection and drug delivery via plasmonic-tunable Raman/FTIR imaging. Biomaterials. 106, 87-97 (2016).
  3. Jenkins, S. V., et al. Enhanced photothermal treatment efficacy and normal tissue protection via vascular targeted gold nanocages. Nanotheranostics. 3 (2), 145-155 (2019).
  4. Huang, J., et al. Rational design and synthesis of gammaFe2 O3 @Au magnetic gold nanoflowers for efficient cancer theranostics. Advanced Materials. 27 (34), Deerfield Beach, Fla. 5049-5056 (2015).
  5. Dilipkumar, A., et al. Label-free multiphoton endomicroscopy for minimally invasive in vivo imaging. Advanced science. 6 (8), Weinheim, Baden-Württemberg, Germany. 1801735(2019).
  6. Wang, C. -C., et al. Differentiation of normal and cancerous lung tissues by multiphoton imaging. Journal of Biomedical Optics. 14 (4), 044034(2009).
  7. Chrabaszcz, K., et al. Comparison of standard and HD FT-IR with multimodal CARS/TPEF/SHG/FLIMS imaging in the detection of the early stage of pulmonary metastasis of murine breast cancer. The Analyst. 145 (14), 4982-4990 (2020).
  8. Tsai, T. H., et al. Visualizing radiofrequency-skin interaction using multiphoton microscopy in vivo. Journal of Dermatological Science. 65 (2), 95-101 (2012).
  9. Wang, C. -C., et al. Early development of cutaneous cancer revealed by intravital nonlinear optical microscopy. Applied Physics Letters. 97 (11), 113702(2010).
  10. Li, F. -C., et al. Dorsal skin fold chamber for high resolution multiphoton imaging. Optical and Quantum Electronics. 37 (13), 1439-1445 (2005).
  11. Tong, L., et al. Label-free imaging of semiconducting and metallic carbon nanotubes in cells and mice using transient absorption microscopy. Nature Nanotechnology. 7 (1), 56-61 (2011).
  12. Chong, S., Min, W., Xie, X. S. Ground-state depletion microscopy: Detection sensitivity of single-molecule optical absorption at room temperature. The Journal of Physical Chemistry Letters. 1 (23), 3316-3322 (2010).
  13. Chen, T., et al. Transient absorption microscopy of gold nanorods as spectrally orthogonal labels in live cells. Nanoscale. 6 (18), 10536-10539 (2014).
  14. Liu, J., Irudayaraj, J. M. Non-fluorescent quantification of single mRNA with transient absorption microscopy. Nanoscale. 8 (46), 19242-19248 (2016).
  15. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).
  16. Wang, C. -C., et al. In situ chemically specific mapping of agrochemical seed coatings using stimulated Raman scattering microscopy. Journal of Biophotonics. 11 (11), 201800108(2018).
  17. Wang, C. -C., Yoong, F. -Y., Penfield, S., Moger, J. Visualization of active ingredients uptake in seed coats with stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings SPIE 10069, Multiphoton Microscopy the Biomedical Sciences XVII. , 1006928(2017).
  18. Hu, F., Shi, L., Min, W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nature Methods. 16 (9), 830-842 (2019).
  19. Zeytunyan, A., Baldacchini, T., Zadoyan, R. Module for multiphoton high-resolution hyperspectral imaging and spectroscopy. Proceedings SPIE 10498, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XVIII. , 104980(2018).
  20. Wang, C. -C., Wu, R. -J., Lin, S. -J., Chen, Y. -F., Dong, C. -Y. Label-free discrimination of normal and pulmonary cancer tissues using multiphoton fluorescence ratiometric microscopy. Applied Physics Letters. 97 (4), 043706(2010).
  21. Wang, C. -C., Chandrappa, D., Smirnoff, N., Moger, J. Monitoring lipid accumulation in the green microalga botryococcus braunii with frequency-modulated stimulated Raman scattering. Proceedings SPIE 9329, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XV. , 9329(2015).
  22. Figueroa, B., et al. Broadband hyperspectral stimulated Raman scattering microscopy with a parabolic fiber amplifier source. Biomedical Optics Express. 9 (12), 6116-6131 (2018).
  23. Cui, L., et al. In situ plasmon-enhanced CARS and TPEF for Gram staining identification of non-fluorescent bacteria. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 264, 120283(2022).
  24. Ma, J., Sun, M. Nonlinear optical microscopies (NOMs) and plasmon-enhanced NOMs for biology and 2D materials. Nanophotonics. 9 (6), 1341-1358 (2020).
  25. Sun, L., Chen, Y., Sun, M. Exploring nonemissive excited-state intramolecular proton transfer by plasmon-enhanced hyper-Raman scattering and two-photon excitation fluorescence. The Journal of Physical Chemistry C. 126 (1), 487-492 (2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Gold NanoparticlesStimulated Raman ScatteringTwo Photon FluorescenceTransient AbsorptionMultimodal ImagingCancer CellsHyperspectral ImagingMolecular Imaging

Gerelateerde artikelen