Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Transkatheter pulmonale klepvervanging van autoloog pericardium met een zelfuitbreidbare Nitinol-stent in een volwassen schapenmodel

2.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63661

⸱

8 juni 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Charité University Medicine Berlin, 2Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Deutsches Herzzentrum Berlin, 3DZHK (German Centre for Cardiovascular Research) and BMBF (German Ministry of Education and Research), 4BIH (Berlin Institute of Health), 5BCRT (BIH Center of Regenerative Therapies)

In dit artikel

Samenvatting

Deze studie toont de haalbaarheid en veiligheid aan van het ontwikkelen van een autologe longklep voor implantatie op de inheemse longkleppositie door een zelfuitbreidbare Nitinol-stent te gebruiken in een volwassen schapenmodel. Dit is een stap in de richting van het ontwikkelen van transkatheter pulmonale klepvervanging voor patiënten met disfunctie van de rechterventrikeluitstroom.

Samenvatting

Transcatheter pulmonale klepvervanging is vastgesteld als een haalbare alternatieve benadering voor patiënten die lijden aan rechterventrikeluitstroomkanaal of bioprothetische klepdisfunctie, met uitstekende vroege en late klinische resultaten. Klinische uitdagingen zoals verslechtering van de hartklep met stent, coronaire occlusie, endocarditis en andere complicaties moeten echter worden aangepakt voor levenslange toepassing, met name bij pediatrische patiënten. Om de ontwikkeling van een levenslange oplossing voor patiënten te vergemakkelijken, werd transkatheter autologe pulmonale klepvervanging uitgevoerd in een volwassen schapenmodel. Het autologe pericardium werd van de schapen geoogst via linker anterolaterale minithoracotomie onder algemene anesthesie met beademing. Het pericardium werd gedurende 2 dagen en 21 uur op een 3D-vormend hartklepmodel geplaatst voor niet-toxische cross-linking. Intracardiale echocardiografie (ICE) en angiografie werden uitgevoerd om de positie, morfologie, functie en afmetingen van de inheemse pulmonale klep (NPV) te beoordelen. Na het trimmen werd het verknoopte pericardium op een zelfuitbreidbare Nitinol-stent genaaid en samengedrukt tot een zelfontworpen toedieningssysteem. De autologe pulmonale klep (APV) werd geïmplanteerd op de NPV-positie via katheterisatie van de linker halsader. ICE en angiografie werden herhaald om de positie, morfologie, functie en afmetingen van de APV te evalueren. Een APV werd met succes geïmplanteerd bij schaap J. In dit artikel werd schaap J geselecteerd om representatieve resultaten te verkrijgen. Een 30 mm APV met een Nitinol-stent werd nauwkeurig geïmplanteerd op de NPV-positie zonder significante hemodynamische verandering. Er was geen paravalvulair lek, geen nieuwe pulmonale klepinsufficiëntie of stentvormige pulmonale klepmigratie. Deze studie toonde de haalbaarheid en veiligheid aan, in een langdurige follow-up, van het ontwikkelen van een APV voor implantatie op de NPV-positie met een zelf-uitbreidbare Nitinol-stent via jugulaire aderkatheterisatie in een volwassen schapenmodel.

Inleiding

Bonhoeffer et al.1 markeerden het begin van transkatheter pulmonale klepvervanging (TPVR) in 2000 als een snelle innovatie met aanzienlijke vooruitgang in de richting van het minimaliseren van complicaties en het bieden van een alternatieve therapeutische benadering. Sindsdien is het gebruik van TPVR voor de behandeling van het rechter ventriculaire uitstroomkanaal (RVOT) of bioprothetische klepdisfunctie snel toegenomen 2,3. Tot op heden hebben de TPVR-apparaten die momenteel op de markt beschikbaar zijn, bevredigende resultaten op lange en korte termijn opgeleverd voor patiënten met RVOT-disfunctie 4,5,6. Verder worden verschillende soorten TPVR-kleppen ontwikkeld en geëvalueerd, waaronder gedecellulariseerde hartkleppen en stamcelaangedreven hartkleppen, en hun haalbaarheid is aangetoond in preklinische grote diermodellen 7,8. Aortaklepreconstructie met behulp van een autoloog pericardium werd voor het eerst gemeld door Dr. Duran, waarvoor drie opeenvolgende uitstulpingen van verschillende grootte werden gebruikt als sjablonen om de vorming van het pericardium te begeleiden volgens de afmetingen van de aorta-annulus, met een overlevingspercentage van 84,53% bij de follow-up van 60 maanden9. De Ozaki-procedure, die wordt beschouwd als een klepreparatieprocedure in plaats van een klepvervangingsprocedure, omvat het vervangen van aortaklepblaadjes door het met glutataraldehyde behandelde autologe pericardium; in vergelijking met de procedure van Dr. Duran verbeterde het echter aanzienlijk bij het meten van de zieke klep met een sjabloon om vast pericardium10 te snijden en bevredigende resultaten werden niet alleen bereikt van de volwassen gevallen, maar ook van pediatrische gevallen11. Momenteel kan alleen de Ross-procedure een levende klepvervanger bieden voor de patiënt met een zieke aortaklep met duidelijke voordelen in termen van het vermijden van antistolling op lange termijn, groeipotentieel en een laag risico op endocarditis12. Maar re-interventies kunnen nodig zijn voor het pulmonale autograft en de rechter ventrikel naar de longslagader na zo'n complexe chirurgische ingreep.

De huidige bioprothesekleppen die beschikbaar zijn voor klinisch gebruik worden onvermijdelijk in de loop van de tijd afgebroken als gevolg van transplantaat-versus-gastheerreacties op het xenogene varkens- of runderweefsel13. Klepgerelateerde verkalking, afbraak en insufficiëntie kunnen na enkele jaren herhaalde interventies vereisen, vooral bij jonge patiënten die tijdens hun leven meerdere longklepvervangingen zouden moeten ondergaan vanwege het gebrek aan groei van de kleppen, een eigenschap die inherent is aan de huidige bioprothesen14. Bovendien hebben de momenteel beschikbare, in wezen niet-regeneratieve, TPVR-kleppen belangrijke beperkingen zoals trombo-embolische en bloedingscomplicaties, evenals beperkte duurzaamheid als gevolg van nadelige weefselremodellering die kan leiden tot terugtrekking van de bijsluiter en universele valvulaire disfunctie15,16.

Er wordt verondersteld dat het ontwikkelen van een native-like autologe pulmonale klep (APV) gemonteerd op een zelf-uitbreidbare Nitinol-stent voor TPVR met de kenmerken van zelfherstel, regeneratie en groeicapaciteit fysiologische prestaties en functionaliteit op lange termijn zou garanderen. En het niet-toxische crosslinker behandelde autologe pericardium kan ontwaken uit de oogst- en productieprocedures. Hiertoe werd deze preklinische studie uitgevoerd om een gestenteerde autologe longklep te implanteren in een volwassen schapenmodel met als doel ideale interventionele valvulaire substituten en een procedurele methodologie met een laag risico te ontwikkelen om de transkathetertherapie van RVOT-disfunctie te verbeteren. In dit artikel werd schaap J geselecteerd om de uitgebreide TPVR-procedure te illustreren, waaronder pericardiectomie en trans-halsaderimplantatie van een autologe hartklep.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Deze preklinische studie is goedgekeurd door de juridische en ethische commissie van het Regionaal Bureau voor Volksgezondheid en Sociale Zaken, Berlijn (LAGeSo). Alle dieren (Ovis aries) kregen humane zorg in overeenstemming met de richtlijnen van de Europese en Duitse Laboratory Animal Science Societies (FELASA, GV-SOLAS). De procedure wordt geïllustreerd door het uitvoeren van autologe pulmonale klepvervanging bij een 3-jarig, 47 kg, vrouwelijk schaap J.

1. Preoperatief beheer

  1. Huisvest alle experimentele schapen in dezelfde ruimte met stro gedurende 1 week vanaf de dag van aankomst tot de pericardiectomiedag om sociaal gezelschap te behouden (figuur 1A).
  2. Ontneem de schapen voedsel, maar geen water gedurende 12 uur voorafgaand aan de pericardiectomie en implantatie.
  3. Premedicaliseer de schapen met een intramusculaire injectie van midazolam (0,4 mg / kg), butorfanol (0, 4 mg / kg) en glycopyrrolaat (0,011 mg / kg of 200 mcg) 20 min vóór intubatie.

2. Inductie van algemene anesthesie

  1. Plaats aseptisch een intraveneuze (IV) veiligheidskatheter van 18 G, een injectiepoort en een T-poort in de cefalocale ader (figuur 1B).
  2. Anesthesie induceren door intraveneuze injectie van propofol (20 mg / ml, 1-2,5 mg / kg) en fentanyl (0, 01 mg / kg) om effect te hebben.
  3. Indicaties voor een adequaat niveau van sedatie zijn kaakontspanning, verlies van slikken en papillaire reflex. Intubeer het schaap na sedatie met een endotracheale buis van de juiste grootte (figuur 1C). Scheer het schaap en breng het vervolgens over naar de operatiekamer (OR).

3. Intraoperatieve anesthesiebehandeling voor pericardiectomie en implantatie

  1. Gebruik een mechanische ventilator met drukcyclus om intermitterende positievedrukventilatie (IPPV) met 100% zuurstof in de OK te initiëren.
  2. Sluit de schapen aan op het platform van het verdovingsapparaat en ventileer de schapen tijdens de anesthesie onder drukmodus (getijdenvolume (TV) = 8-12 ml / kg, ademhalingsfrequentie (RF) = 12-14 ademhalingen / min). Stel de TV en RF in om de eindgetijden kooldioxide (EtCO2) tussen 35-45 mmHg en de arteriële partiële druk van CO2 (PaCO2) onder de 50 mmHg te houden.
  3. Anesthesie handhaven in combinatie met isofluraan (met als gevolg een voorgestelde onderhoudsconcentratie van 1,5%-2,5%) in zuurstof met een stroomsnelheid van 1 l/min (geïnspireerde fractie zuurstof (FiO2) = 75%), gecombineerd met een infusie met continue snelheid (CRI) van fentanyl (5-15 mcg/kg/h) en midazolam (0,2-0,5 mg/kg/uur).
  4. Plaats een 18 G veiligheids-IV-katheter in de auriculaire slagader voor het meten van de invasieve bloeddruk (IBP).
  5. Sluit de schapen aan op het multifunctionele anesthesieplatform voor hemodynamische monitoring, dat de directe meting van invasieve bloeddruk (IBP) in de auriculaire slagader (nul op het niveau van het hart), lichaamstemperatuur met een rectale sonde, een lood-IV elektrocardiogram, plethysmografische zuurstofverzadiging (SpO2), TV, RF, EtCO2, hartslag (HR) en FiO2 weergeeft.
  6. Plaats een maagsonde om overtollig gas en vloeistoffen uit het reticulorumen te evacueren ter voorbereiding op de pericardiectomie. Rust de maagbuis uit met een markergeleidingsdraad als referentie voor de implantatie.
  7. Plaats een foley urinekatheter via de urethra in de blaas die is aangesloten op een urinezak. Adem de foleyballon op met minimaal 5 ml zoutoplossing (0,9% NaCl).
  8. Voer een geactiveerde stollingstest (ACT: 240-300 s) uit 30 minuten vóór implantatie om voldoende heparinisatie vóór en antagonisatie na de implantatie te bevestigen. Voer arteriële bloedgasanalyse (ABG's) uit om de interne omgeving 30 minuten voorafgaand aan pericardiectomie en implantatie en elk uur tijdens de twee procedures te analyseren.
  9. Dien de volgende antibiotica toe, namelijk sulbactam/ampicilline (20 mg/kg) 30 minuten via intraveneuze infuus voorafgaand aan pericardiectomie en implantatie. Zorg voor een continue infusie van kristalloïden (5 ml /kg / h, isotone uitgebalanceerde elektrolytoplossing) en hydroxyethylzetmeel (HES, 30 ml / h) gedurende de pericardiectomie en implantatie.

4. Pericardiectomie

  1. Voorbereiding op pericardiectomie
    1. Plaats het schaap op de operatietafel in de rechter laterale lighouding met 30° hoogte aan de linkerkant en zet vervolgens haar ledematen vast met harnassen en riemen.
    2. Steriliseer de chirurgische plaats (pericardiectomie: superieur aan het linker sleutelbeen, anterieur aan het borstbeen, inferieur aan het niveau van het diafragma en posterieur aan de linker midclaviculaire lijn) met chloorhexidine-alcohol voordat de minithoracotomie wordt uitgevoerd. Bedek de overige gebieden met steriele drapering (figuur 2A).
    3. Maak een huidincisie van 5 cm op de vierde intercostale parasternale positie met behulp van een # 10 chirurgisch mes onder algemene anesthesie.
    4. Dissecteer de pectoralis major- pectoralis minor- anterior serratus-intercostale spier via de linker laterale minithoracotomie (m-LLT) in 5 cm incisies in lengte achtereenvolgens en afzonderlijk in de derde en vierde intercostale ruimte voor ideale blootstelling (figuur 2B).
    5. Maak de incisie ten minste 2 cm verschoven van het borstbeen om letsel aan de linker interne thoracale slagader en aderen te voorkomen. Stop de ventilator gedurende 10 s om longletsel te voorkomen voordat u de thorax opent.
    6. Gebruik verschillende steriele gaasjes om de linkerlong samen te drukken voor een betere blootstelling van het chirurgische veld na het plaatsen van een ribspreider (figuur 2C). Visualiseer het pericardium en de thymus in het chirurgische veld (figuur 2D).
  2. Start de pericardiectomie op het aanhechtingspunt van het pericardium en het diafragma en oogst het pericardweefsel tussen de twee phrenische zenuwen, tot aan de innominate aderen, tot aan het diafragma.
    1. Druk de linkerlong samen zoals vermeld in stap 4.1.5 om de aanhechting van het diafragma-pericardium-mediastinale borstvlies bloot te leggen. Snijd het linker mediastinale borstvlies open bij de aanhechting van het diafragma-pericardium-mediastinale borstvlies door een incisie van 1 cm lang te maken met behulp van een chirurgische schaar. Verleng de incisie naar boven in de innominate aderen langs de lijn die 1 cm verschoven is van de linker phrenische zenuw (figuur 2E).
    2. Herhaal de procedure voor het rechterdeel van het hartzakje door de top met de vingers naar links te tillen. Ontleed het thymus- en pericardvet uit het borstbeen.
    3. Ontmoet de twee incisies van het pericardium voor de aorta. Klem de kruising van pericardium en thymus van de twee pericardiale incisies voor de aorta door ze stevig op hun plaats te houden en zes chirurgische knopen handmatig te binden met behulp van een 4-0 niet-resorbeerbare hechting.
    4. Vermijd letsel van de phrenische zenuw en de onderliggende vasculaire structuren, bij het oogsten van het pericardium. Dissecteer vetweefsel inclusief de thymus van het oppervlak van het pericardium tijdens pericardiectomie. Gebruik een cautery-tool (d.w.z. elektrotoom, Bovie) voor hemostase.
  3. Leg het geoogste pericardium met een centimeterschaal op de steriele plaat om het extra vetweefsel te verwijderen en was het vervolgens tweemaal in 0,9% NaCl (figuur 2F). Controleer alle chirurgische gebieden op hemostase.
  4. Hecht het geopende rechter mediastinale borstvlies twee keer met 3-0 polydioxanon aan de resterende rechter pericardiale rand. Blaas de rechterlong handmatig op tot het grootste volume met behulp van een beademingszak en houd deze 10 s vast voordat u de rechter thorax sluit. Hecht het geopende linker mediastinale borstvlies twee keer met 3-0 polydioxanon aan de resterende linker pericardiale rand.
  5. Sluit de linker thoracale incisies in vier lagen zoals hieronder beschreven.
    1. Hecht de intercostale spieren en anterieure serratus met 2- 0 polydioxanone op een eenvoudige onderbroken of cruciate manier, pectoralis major-pectoralis minor met 3-0 polydioxanone op een lopende manier, de subcutis met 3-0 polydioxanone op een cruciate manier en de huid met 3-0 nylon op een eenvoudige onderbroken manier. Plaats alle hechtingen met intervallen van 1 cm.
    2. Blaas de linkerlong handmatig op tot het grootste volume met behulp van een ademhalingsballon en houd deze 10 s vast voordat u de intercostale spieren sluit.
  6. Bedek de incisie met steriel gaas en druk deze handmatig gedurende 5 minuten om bloedingen na heparinisatie voor de nieuwe hartklepimplantatie te voorkomen. Verband vervolgens de operatieplaats.
  7. Stop de intraveneuze anesthetica en isofluraan bij het uitvoeren van de huid hechting om de diepte van de sedatie te verminderen.
  8. Verwijder de maagsonde en urinekatheter nadat de spontane ademhaling is teruggekeerd. Breng vervolgens de schapen met pulsoximetrie over naar de verkoeverkamer op de brancard.
  9. Verwijder de endotracheale buis wanneer de slikreflex, de papillaire reflex en de normale spontane ademhaling herstellen. Dien 0,5 mg/kg meloxicam eenmaal daags subcutaan toe vóór de implantatie.
  10. Zodra de anesthesie volledig is omgekeerd (d.w.z. wanneer het schaap zelfstandig kan staan), kunnen de schapen toegang krijgen tot voedsel en water.

5. Voorbereiding van de driedimensionale autologe hartklep

  1. Snijd het pericardium door het vetweefsel te verwijderen (figuur 3A, B, C) en plaats het vervolgens op de 3D-vormende hartklepvorm. (Vanwege een lopende octrooiaanvraag kunnen in deze stap geen cijfers worden verstrekt.)
  2. Plaats het pericardium en het 3D-vormende hartklepmodel in een incubator met een niet-toxische crosslinker (30 ml) gedurende 2 dagen en 21 uur (figuur 3D; vanwege de lopende patentaanvraag kunnen in deze stap geen cijfers en gedetailleerde informatie over niet-toxische crosslinker worden verstrekt).

6. Voorbereiding van de APV

  1. Was de verknoopte hartklep tweemaal in 0,9% NaCl en hecht deze na 2 dagen en 21 uur op discontinue wijze in een Nitinol-stent (30 mm in diameter, 29,4 mm hoog, 48 ruitcellen). Gebruik 5-0 polypropyleen om de hartklep op zijn plaats te hechten met zes tot acht knopen om de bevestigingspunten tussen de hartklep en de stent uit te lijnen. (Vanwege een octrooiaanvraag kunnen in deze stap geen cijfers worden verstrekt.)
  2. Snijd de drie vrije randen van de autologe longklep open met een chirurgisch mes nr. 15 (figuur 4A,B). Houd de gestenteerde longklep vast met een chirurgisch pincet, til de APV op en laat de APV in 0,9% NaCl om het openen en sluiten ervan te testen en om te evalueren of de drie commissures verder moeten worden gesneden om een grotere opening van de opening te bereiken.
  3. Incubeer de APV in een incubator gedurende 30 minuten voor sterilisatie in 47,6 ml PBS met 0,8% amfotericine B (0,4 ml) en 4,0% penicilline / streptomycine (2 ml). Krimp de gestentte hartklep in de kop van een toedieningssysteem (DS) met behulp van een commerciële krimpmachine voor tweevoudige tests (figuur 4C-D) en plaats deze in het toedieningssysteem (figuur 4E).

7. Transkatheter autologe pulmonale klepimplantatie via de linker halsader

  1. Verdoof de schapen voor APV-implantatie zoals geïllustreerd in stap 1 tot en met 3.
  2. Toegang tot het vat: Scheer de schapen en steriliseer het chirurgische veld, dat superieur omvat aan de inferieure rand van de onderkaak, anterieur aan de voorste mediane lijn, inferieur aan de superieure rand van het linker sleutelbeen en posterieur aan de achterste mediane lijn met behulp van een povidon-jodium antisepticum voordat de implantatie wordt uitgevoerd. Bedek de resterende ongeschoren en niet-gesteriliseerde gebieden met steriele drapering.
    1. Markeer de linker halsader in de nek en plaats met behulp van de Seldinger-techniek de geleidingsdraad in de linker halsader. Vergroot het punctiepunt met een blad nr. 10, plaats een schede van 11 F in de linker halsader voor de ICE-sonde en het afgiftesysteem (figuur 5A, B). Plaats een ring-string hechting rond de mantelinleider met een 4-0 niet-absorbeerbare hechting.
  3. Intracardiale echocardiografie (ICE)17
    1. Voer ICE uit voor en onmiddellijk na de implantatie met behulp van een 10 Fr ultrasone katheter (figuur 5C). Beoordeelt de parameters, inclusief de afmetingen en functies van de NPV-, APV- en tricuspidalisklep op 2D, kleur, gepulseerde golf en continue Doppler in de korte en lange as.
    2. Evalueer de mate van valvulaire regurgitatie in de vena contracta door semikwantitatieve beoordeling18 via ICE (figuur 6).
  4. Angiografie19: Voer angiografie uit met behulp van een draagbare C-arm en een functioneel scherm om de implantatie te begeleiden door de diameters van de RVOT, NPV, longbol en supravalvulaire longslagader te meten, evenals om de APV na implantatie te evalueren (figuur 7A-D).
  5. Hemodynamiek20: Meet en registreer de druk van de rechterventrikel en longslagader voor en na de implantatie met behulp van een 5,2 F 145° pigtailkatheter. Meet de systemische arteriële druk via de auriculaire slagader.
  6. Implantatie
    1. Oprichting van het TPVR-kanaal: plaats een 0,035-inch schuine geleidedraad in de rechter longslagader onder begeleiding van fluoroscopie. Plaats vervolgens een 5,2 Fr pigtail-katheter in de linker halsader en breng deze in de rechter longslagader met de begeleiding van de eerder geplaatste geleidingsdraad onder fluoroscopie.
    2. Haal de schuine geleidedraad uit de linker halsader. Plaats een 5 Fr Berman angiografische ballonkatheter in de linker halsader en breng deze in de rechter longslagader met behulp van de geleidingsdraad.
    3. Vorm de 0,035-inch ultrastijve geleidingsdraad vooraf in een cirkel van ongeveer 8-10 cm lang met een diameter die gelijk is aan de afstand van het centrale punt van de tricuspidalisklep tot het centrale punt van de longklep volgens de fluoroscopiemeting en breng deze onder begeleiding van de ballonkatheter in de rechter longslagader (figuur 8A). Zorg ervoor dat de draad niet interfereert met de tricuspidalisklep chordae.
    4. Verwijd de huid met een mesje nr. 11 en verwijd de linker halsader met commerciële dilatatoren van 16 Fr tot 22 Fr achtereenvolgens (figuur 8B). Sluit de incisie met een 3-0 polydioxanone purse-string hechting na dilatatie (figuur 8C). Voer angiografie uit om de gewenste positie van het stentdragende deel van de DS te garanderen, zoals beschreven in19.
    5. Markeer de sinotubulaire overgang van de longklep in de eind-systolische en einddiastolische hartfasen tijdens pulmonale angiografie als de distale grens van de landingszone en het basale vlak van de longklep als de proximale grens van de landingszone.
    6. Heropen en inspecteer de gestenteerde autologe klep op krimp-geïnduceerde schade. Krimp de APV opnieuw in en plaats deze in de kop van de DS (figuur 8D). Breng de belaste DS via de voorgevormde geleidingsdraad door het rechterventrikelinstroomkanaal (RVIT) en de RVOT naar de NPV-positie (figuur 8E, F en figuur 9A).
    7. Trek de afdekbuis van de DS in en plaats de APV langzaam en direct over de NCW in de landingszone aan het einde van de diastolische fase onder fluoroscopische geleiding (figuur 9A-C). Wees voorzichtig wanneer geladen DS de kruising tussen de RVIT en de RVOT overschrijdt om myocardinfarct en ventriculaire fibrillatie te voorkomen. De optimale positie voor de APV is wanneer het middelste deel van de stent op de NCW wordt geplaatst.
    8. Trek de punt van de DS voorzichtig in de afdekbuis na het uitrollen en haal de DS van het schaap (figuur 9D). Herhaal ICE (figuur 6D-F), angiografie (figuur 7C-D) en hemodynamische metingen voor naonderzoek van de afmetingen en functies van de geïmplanteerde APV. Sluit de incisie aan de linkerkant van de nek met de vooraf geplaatste tas-string hechting en druk deze handmatig samen.

8. Peri-implantatie medicatie

  1. Dien de schapen voorafgaand aan de implantatie toe met heparine in een dosis van 5000 IE om een geactiveerde stollingstijd (ACT) van 240-300 s te behouden. Gebruik ACT-tests gedurende de hele procedure. Herhaal ACT-tests elke 30 minuten na het begin van de procedure om zowel voldoende heparinisatie vóór als antagonisatie na de implantatie te bevestigen.
  2. Dien vóór de APV-implantatie 10% magnesium toe in een dosis van 0,02 mol/l en amiodaron in een dosis van 3-5 mg/kg om hartritmestoornissen te voorkomen.
  3. Dien sulbactam/ampicilline (20 mg/kg) intraveneus toe om infectie en endocarditis te voorkomen aan het begin van de pericardiectomie- en implantatieprocedure.

9. Postoperatief beheer

  1. Voer een dagelijkse postoperatieve follow-up uit gedurende 5 dagen, waarbij de algemene toestand van de schapen wordt gecontroleerd in termen van hartslag en ritme, ademhalingsdiepte, ademhalingsritme en ademgeluid (voor het controleren van postoperatieve pneumonie), tekenen van pijn en andere afwijkingen. Controleer de wond op postoperatieve zwelling, ontsteking, roodheid, bloeding en secretie.
  2. Ga door met de antistolling gedurende 5 dagen met dalteparine 5000 IE of een andere laagmoleculaire heparine die eenmaal daags subcutaan wordt toegediend. Dien 1 mg/kg meloxicam toe via subcutane injectie voor postoperatieve analgesie gedurende 5 dagen.
  3. Voer een laboratoriumbloedtest uit, inclusief hematologie, leverfunctie, nierfunctie en serumchemie om de fysieke toestand van het schaap te evalueren.

10. Follow-up

  1. Voer ICE, cardiale magnetische resonantie beeldvorming (cMRI), angiografie en registreer hemodynamiek elke 3-6 maanden na implantatie gedurende maximaal 21 maanden. Voer ICE- en angiografie uit zoals hierboven geïllustreerd.
  2. Voer cMRI uit om de regurgitatiefractie (RF) te evalueren op een 3,0 T MRI-scanner met behulp van een standaard elektrocardiogram-gated cine-MRI-methode21. Voer de laatste cardiale computertomografie (CT) uit om de stentpositie en de vervorming van het rechterhart gedurende de gehele hartcyclus te evalueren, zoals geïllustreerd in onze vorige studie22.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Bij schapen J werden de APV (30 mm in diameter) met succes geïmplanteerd in de "landingszone" van de RVOT.

Bij schapen J bleef de hemodynamiek stabiel gedurende de linker anterolaterale minithoracotomie onder algemene anesthesie met beademing, evenals in de follow-up MRI en ICE (tabel 1, tabel 2 en tabel 3). Autoloog pericardium van 9 cm x 9 cm werd geoogst en bijgesneden door extra weefsel te verwijderen (figuur 3A-C

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie is een belangrijke stap voorwaarts in de ontwikkeling van een levende longklep voor TPVR. In een volwassen schapenmodel kon de methode aantonen dat een APV afgeleid van het eigen pericardium van het schaap kan worden geïmplanteerd met een zelf-uitbreidbare Nitinol-stent via jugulaire aderkatheterisatie. Bij schapen J werd de gestenteerde autologe longklep met succes in de juiste longpositie geïmplanteerd met behulp van een zelfontworpen universeel toedieningssysteem. Na implantatie vertoonde de hartk...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen financiële belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

We spreken onze oprechte waardering uit voor iedereen die heeft bijgedragen aan dit werk, zowel vroegere als huidige leden. Dit werk werd ondersteund door subsidies van het Duitse federale ministerie van Economische Zaken en Energie, EXIST - Transfer of Research (03EFIBE103). Yimeng Hao wordt ondersteund door de China Scholarship Council (CSC: 202008450028).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10 % MagnesiumInresa Arzneimittel GmbHPZN: 000911260.02 mol/ L, 10X10 ml
10 Fr Ultrasound catheterSiemens Healthcare GmbHSKU  10043342RHACUSON AcuNav™ ultrasound catheter
3D SlicerSlicerSlicer 4.13.0-2021-08-13Software: 3D Slicer image computing platform
Adobe IllustratorAdobeAdobe Illustrator 2021Software
AmiodaroneSanofi-Aventis Deutschland GmbHPZN: 45993823- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Amplatz ultra-stiff guidewireCOOK MEDICAL LLC, USAReference Part Number:THSF-35-145-AUS0.035 inch, 145 cm
Anesthetic device platformDrägerwerk AG & Co. KGaA8621500Dräger Atlan A350
ARROW Berman Angiographic Balloon CatheterTeleflex Medical Europe LtdLOT: 16F16M00705Fr, 80cm (X)
ButorphanolRichter Pharma AGVnr5319430.4mg/kg
C-ArmBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The NetherlandsCAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90Medisch electraal apparaat
Crimping toolEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9600CRCrimper
CTSiemens Healthcare GmbH−CT platform
DilatorEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9100DKSA14- 22 Fr
Ethicon SutureEthiconLOT:MKH2594- 0 gladde monofiele draad, niet-resorbeerbaar
Ethicon SutureEthiconLOT:DEE2743-0, 45 cm
Fast cath hemostasis introducerST. JUDE MEDICAL Minnetonka MNLOT Number: 345829711 Fr
FentanylJanssen-Cilag Pharma GmbHDE/H/1047/001-0020.01mg/kg
FragminPfizer Pharma GmbH, Berlin, GermanyPZN: 5746520Dalteparin 5000 IU/ d
Functional screenBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, The NetherlandsSystem ID: 44350921Medisch electraal apparaat
GlycopyrroniumbromidAccord Healthcare B.VPZN116491230.011mg/kg
Guide Wire MTERUMO COPORATION JAPANREF*GA35183M0.89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACTInternational Technidyne Corporation, Edison, USANJ 08820-2419ACT
HeparinMerckle GmbHPZN: 3190573Heparine-natrium 5.000 I.E./0,2 ml
Hydroxyethyl starch (Haes-steril 10 %)Fresenius Kabi Deutschland GmbHATC Code: B05A500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCTBracco ImagingPZN002299782.0–2.5 ml/kg, Contrastmiddel
IsofluraneCP-Pharma Handelsges. GmbHATCvet Code: QN01AB06250 ml, MAC: 1 %
Jonosteril InfusionslösungFresenius Kabi Deutschland GmbHPZN: 5416121000 ml
KetamineActavis Group PTC EHFART.-Nr. 799-7622–5 mg/kg/h
MeloxicamBoehringer Ingelheim Vetmedica GmbHM21020A-0920 mg/ mL, 50 ml
MidazolamHameln pharma plus GMBHMIDAZ501000.4mg/kg
MRIPhilips Healthcare−Ingenia Elition X, 3.0T
Natriumchloride (NaCl)B. Braun Melsungen AGPZN /EAN:04499344 / 40305390773610.9 %, 500 ml
Pigtail catheterCordis, Miami Lakes, FL, USAREF: 533-534A5.2 Fr 145 °, 110 cm
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116449520mg/ml, 1–2.5 mg/kg
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116444310mg/ml, 2.5–8.0 mg/kg/h
Safety IV Catheter with Injection portB. Braun Melsungen AGLOT: 20D03G834618 G Catheter with Injection port
Sulbactam- ampicillinPfizer Pharma GmbH, Berlin, GermanyPZN: 48431323 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbactam/ ampicillinInstituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. – Via Fossignano 2, Aprilia (LT) – ItalienATC Code: J01CR0120 mg/kg, 2 g/1 g
Surgical BladeBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN: 35484415 #
Surgical BladeBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN: 35484411 #
SutureJohnson & JohnsonHersteller Artikel Nr. EH7284H5-0 polypropyleen

Referenties

  1. Bonhoeffer, P., et al. Percutaneous replacement of pulmonary valve in a right-ventricle to pulmonary-artery prosthetic conduit with valve dysfunction. Lancet. 356 (9239), 1403-1405 (2000).
  2. Georgiev, S., et al. Munich comparative study: Prospective long-term outcome of the transcatheter melody valve versus surgical pulmonary bioprosthesis with up to 12 years of follow-up. Circulation. Cardiovascualar Interventions. 13 (7), 008963(2020).
  3. Plessis, J., et al. Edwards SAPIEN transcatheter pulmonary valve implantation: Results from a French registry. JACC. Cardiovascular Interventions. 11 (19), 1909-1916 (2018).
  4. Bergersen, L., et al. Harmony feasibility trial: Acute and short-term outcomes with a self-expanding transcatheter pulmonary valve. JACC. Cardiovascular Interventions. 10 (17), 1763-1773 (2017).
  5. Cabalka, A. K., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement using the melody valve for treatment of dysfunctional surgical bioprostheses: A multicenter study. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (4), 1712-1724 (2018).
  6. Shahanavaz, S., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement with the sapien prosthesis. Journal of the American College of Cardiology. 76 (24), 2847-2858 (2020).
  7. Motta, S. E., et al. Human cell-derived tissue-engineered heart valve with integrated Valsalva sinuses: towards native-like transcatheter pulmonary valve replacements. NPJ Regenerative Medicine. 4, 14(2019).
  8. Uiterwijk, M., Vis, A., de Brouwer, I., van Urk, D., Kluin, J. A systematic evaluation on reporting quality of modern studies on pulmonary heart valve implantation in large animals. Interactive Cardiovascular Thoracic Surgery. 31 (4), 437-445 (2020).
  9. Duran, C. M., Gallo, R., Kumar, N. Aortic valve replacement with autologous pericardium: surgical technique. Journal of Cardiac Surgery. 10 (1), 1-9 (1995).
  10. Sá, M., et al. Aortic valve neocuspidization with glutaraldehyde-treated autologous pericardium (Ozaki Procedure) - A promising surgical technique. Brazilian Journal of Cardiovascular Surgery. 34 (5), 610-614 (2019).
  11. Karamlou, T., Pettersson, G., Nigro, J. J. Commentary: A pediatric perspective on the Ozaki procedure. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 161 (5), 1582-1583 (2021).
  12. Mazine, A., et al. Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).
  13. Kwak, J. G., et al. Long-term durability of bioprosthetic valves in pulmonary position: Pericardial versus porcine valves. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (2), 476-484 (2020).
  14. Ou-Yang, W. B., et al. Multicenter comparison of percutaneous and surgical pulmonary valve replacement in large RVOT. The Annals of Thoracic Surgery. 110 (3), 980-987 (2020).
  15. Reimer, J., et al. Implantation of a tissue-engineered tubular heart valve in growing lambs. Annals of Biomedical Engineering. 45 (2), 439-451 (2017).
  16. Schmitt, B., et al. Percutaneous pulmonary valve replacement using completely tissue-engineered off-the-shelf heart valves: six-month in vivo functionality and matrix remodelling in sheep. EuroIntervention. 12 (1), 62-70 (2016).
  17. Whiteside, W., et al. The utility of intracardiac echocardiography following melody transcatheter pulmonary valve implantation. Pediatric Cardiology. 36 (8), 1754-1760 (2015).
  18. Lancellotti, P., et al. Recommendations for the echocardiographic assessment of native valvular regurgitation: an executive summary from the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 14 (7), 611-644 (2013).
  19. Kuang, D., Lei, Y., Yang, L., Wang, Y. Preclinical study of a self-expanding pulmonary valve for the treatment of pulmonary valve disease. Regenerative Biomaterials. 7 (6), 609-618 (2020).
  20. Arboleda Salazar, R., et al. Anesthesia for percutaneous pulmonary valve implantation: A case series. Anesthesia and Analgesia. 127 (1), 39-45 (2018).
  21. Cho, S. K. S., et al. Feasibility of ventricular volumetry by cardiovascular MRI to assess cardiac function in the fetal sheep. The Journal of Physiology. 598 (13), 2557-2573 (2020).
  22. Sun, X., et al. Four-dimensional computed tomography-guided valve sizing for transcatheter pulmonary valve replacement. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (179), e63367(2022).
  23. Knirsch, W., et al. Establishing a pre-clinical growing animal model to test a tissue engineered valved pulmonary conduit. Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1070-1078 (2020).
  24. Zhang, X., et al. Tissue engineered transcatheter pulmonary valved stent implantation: current state and future prospect. International Journal of Molecular Sciences. 23 (2), 723(2022).
  25. Al Hussein, H., et al. Challenges in perioperative animal care for orthotopic implantation of tissue-engineered pulmonary valves in the ovine model. Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 17 (6), 847-862 (2020).
  26. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  27. Schmidt, D., et al. Minimally-invasive implantation of living tissue engineered heart valves: . a comprehensive approach from autologous vascular cells to stem cells. Journal of the American College of Cardiology. 56 (6), 510-520 (2010).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Autologe pericardiale klepNitinol stent-implantatieschapenhartmodelrechter ventriculaire uitstroomtrajectintracardiake echocardiografieangiografische beoordelingcardiale computertomografieregeneratieve hartklep
Transkatheter pulmonale klepvervanging van autoloog pericardium met een zelfuitbreidbare Nitinol-stent in een volwassen schapenmodel
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.