Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een retrograde implantatiebenadering voor peritoneale dialysekatheterplaatsing bij muizen

3.1K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63689

⸱

20 juli 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Dit artikel beschrijft wijzigingen van een procedure om een peritoneale dialysekatheter in een muizenmodel te implanteren om grote technische problemen te voorkomen die met de conventionele technieken worden waargenomen.

Samenvatting

Muizenmodellen worden gebruikt om verschillende aspecten van peritoneale dialyse (PD) te onderzoeken, zoals peritoneale ontsteking en fibrose. Deze gebeurtenissen veroorzaken peritoneaal membraanfalen bij mensen, wat een gebied van intensief onderzoek blijft vanwege de diepgaande klinische implicaties bij het beheer van patiënten met eindstadium nierziekte (ESKD). Ondanks het klinische belang van PD en de bijbehorende complicaties, lijden de huidige experimentele muizenmodellen aan belangrijke technische uitdagingen die de prestaties van de modellen in gevaar brengen. Deze omvatten PD-kathetermigratie en knikken en rechtvaardigen meestal eerdere verwijdering van de katheter. Deze beperkingen zorgen er ook voor dat een groter aantal dieren een studie moet voltooien. Om deze nadelen aan te pakken, introduceert deze studie technische verbeteringen en chirurgische nuances om vaak waargenomen PD-kathetercomplicaties in een muizenmodel te voorkomen. Bovendien wordt dit aangepaste model gevalideerd door peritoneale ontsteking en fibrose te induceren met behulp van lipopolysaccharide-injecties. In essentie beschrijft dit artikel een verbeterde methode om een experimenteel model van PD te maken.

Inleiding

Eindstadium nierziektelast
Chronische nierziekte (CKD) is een wereldwijd gezondheidsprobleem1. Huidige schattingen suggereren dat meer dan 850 miljoen mensen wereldwijd een nierziekte hebben. De prevalentie van nierziekte verdubbelt bijna het aantal mensen met diabetes (422 miljoen) en is meer dan 20 keer de prevalentie van kanker (42 miljoen) of HIV / AIDS (36,7 miljoen) patiënten wereldwijd2. Ongeveer een op de zeven Amerikanen heeft CKD en twee op de 1.000 Amerikanen hebben ESKD die een niertransplantatie of dialyseondersteuning vereisen3. Gezien de escalerende last van ESKD wereldwijd, is het optimaliseren van dialysetechnologie cruciaal3.

Peritoneale dialyse
PD is een aanzienlijk onderbenutte modaliteit voor de behandeling van ESKD in de Verenigde Staten. Volgens het Renal Data System (USRDS) van de Verenigde Staten was het percentage prevalente PD-patiënten slechts 11% in 2020 4,5. PD biedt verschillende voordelen ten opzichte van in-center hemodialyse (HD), waaronder een betere kwaliteit van leven, minder kliniekbezoeken en een daling van de Medicare-uitgaven 6,7. Bovendien is PD een thuistherapie en wordt het geassocieerd met een veel lager risico op ernstige infecties zoals bacteriëmie en endocarditis die vaak verband houden met hemodialysekatheters. Bovendien kan PD snel worden gestart met een dringend startprotocol, waardoor de noodzaak voor dialyse-initiatie met inwonende vasculaire kathetersafneemt 8. PD wordt beschouwd als de voorkeursmethode voor dialyse in de pediatrische ESKD-populatie9.

Peritoneale stoornis geïnduceerd door peritoneale dialyse
PD omvat het introduceren van PD-vloeistof (dialysaat) in het peritoneum, wat resulteert in ontsteking en remodellering van het peritoneale membraan in de loop van de tijd. Peritoneale ontsteking veroorzaakt fibrose, culminerend in het potentiële verlies van ultrafiltratiemogelijkheden van het membraan in de loop van de tijd. Behoud van het peritoneale membraan is een belangrijke uitdaging bij PD, en verder onderzoek is van cruciaal belang om ervoor te zorgen dat de beste klinische praktijken beschikbaar zijn voor beoefenaars. Er zijn gevestigde muizenmodellen om het begrip van pathofysiologische mechanismen van peritoneale infectie en ontsteking, opgeloste stof, watertransportkinetiek en membraanfalen te helpen bevorderen; toch beperken technische problemen met de katheter deze modellen vaak10.

Analyseren van de peritoneale membraanveranderingen
Bij ESKD-patiënten wordt dialysaat traditioneel in de peritoneale holte geïntroduceerd via een Tenkhoff-katheter met een diepe en oppervlakkige manchet. De patiënten kunnen mogelijk kathetergerelateerde complicaties ervaren, waaronder kathetermigratie, infusiepijn en slechte drainage van het dialysaat 11,12,13. Twee belangrijke soorten peritoneale katheters zijn geïntroduceerd voor mensen, opgerold of recht, om deze complicaties te minimaliseren12. Verschillende wijzigingen, waaronder een extra manchet aan de conventionele katheters met twee manchetten, zijn toegevoegd aan de oorspronkelijke katheters om de overleving van de PD-katheter te verlengen11. De inbrengtechniek varieert afhankelijk van verschillende factoren door te voorkomen dat kathetermigratie na overleving wordt toegevoegd, waaronder de beschikbaarheid van de middelen en het expertiseniveau14.

Daarentegen hebben de muizenmodellen van peritoneale dialyse fundamentele verschillen in technieken en doel in vergelijking met menselijke peritoneale katheters. Peritoneale katheters in muizenmodellen worden bijvoorbeeld voornamelijk gebruikt om membraanveranderingen te bestuderen en zijn minder bedoeld voor bidirectionele drainagefuncties. De huidige techniek lijdt onder mogelijke port loslating en kathetermigratie als gevolg van de omgang met de dieren. In de conventionele muizenmodellen waren de toegangspoorten niet op de huid bevestigd. Dit aspect creëerde een onstabiele toegangspoort, die bij wakkere dieren los zou kunnen raken, wat resulteert in kathetermigratie. Gezien het belang van muizenmodellen in peritoneaal membraanonderzoek, is het noodzakelijk om effectieve chirurgische technieken te creëren om betrouwbare modellen te genereren. Daarom hebben we het conventionele model van PD-katheterplaatsing geoptimaliseerd. Het is belangrijk op te merken dat de katheter zelf histopathologische veranderingen in het peritoneale membraan veroorzaakt, en daarom moeten alle conclusies met betrekking tot het effect van PD-oplossingen in dierstudies in de context van de PD-katheter worden geïnterpreteerd als een vreemd lichaam 15,16,17.

Peritoneale membraan histopathologie
PD-falen is voornamelijk gerelateerd aan fibrose en overmatige angiogenese, wat resulteert in het verlies van een osmolaire concentratiegradiënt. Bovendien kan de peritoneale membraanfiltratiecapaciteit worden beïnvloed door peritonitis. Bovendien is infectieuze peritonitis een gevestigde oorzaak voor verandering in de dialysemodaliteit van peritoneale dialyse naar hemodialyse. 18.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Voor deze studie werden acht vrouwelijke C57BL/6J-muizen van 8-12 weken oud en een gemiddeld gewicht van 20 g gebruikt. De muizen werden onder standaardomstandigheden gehuisvest en werden ad libitum gevoed met chow en water. Deze studie werd uitgevoerd met de goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). De hier beschreven procedures werden uitgevoerd onder steriele omstandigheden.

1. Verdoof de muis in een Isofluraankamer en injecteer het pijnstillende middel subcutaan

  1. Houd het dier vanaf de basis van de staart vast. Houd het dier op het dorsumoppervlak van de niet-dominante hand.
  2. Breng het dier over naar de continue inductiekamer van het anestheticum gevuld met 3% -4% isofluraan. Bevestig adequate algemene anesthesie door de afwezigheid van een teen-knijpreflex in de rechter- en linkerachterpoten. Houd het onderhoud van de algemene anesthesie met Isofluraan 1% -3%.
  3. Breng oogheelkundige zalf aan op beide ogen.
  4. Dien een subcutane injectie van Buprenorfine toe.
    1. Los de bouillon van Buprenorfine op in een concentratie van 0,3 mg/ml in natriumchloride (NaCl) 0,9% om de uiteindelijke concentratie van 0,03 mg/ml te bereiken.
    2. Injecteer een dosering van 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfine, samen met 500 μl steriele NaCl 0,9%, 20 minuten voor de operatie in een muis van 20 g (2 μg of 66 μl van 0,03 mg/ml buprenorfine per muis).

2. Huidvoorbereiding

  1. Plaats de volledig verdoofde muis in een linker laterale positie en stel de rechterflank bloot aan de verwarmingsdeken. Scheer de rechterkant van de buik, net dicht bij de middellijn naar het paraspinale gebied en naar beneden naar de staart van het dier.
  2. Desinfecteer het geschoren gebied drie keer met behulp van een wattenstaafje met de afwisselende toepassing van de antiseptische oplossing of scrub en ofwel 70% alcohol of steriele zoutoplossing in een cirkelvormige beweging, beginnend bij de chirurgische incisieplaats en naar buiten bewegend. Gooi het wattenstaafje na elk gebruik weg. Zorg ervoor dat u niet overmatig natte niet-chirurgische delen van het dier met alcohol of antisepticum, omdat dit onderkoeling kan verergeren.
    OPMERKING: Het is belangrijk om antiseptische oplossingen goed te verdunnen en geen chirurgische scrubs op de huid achter te laten tijdens de operatie, omdat ze irriterend kunnen zijn en moeten worden afgespoeld. Controleer regelmatig de temperatuur van de verwarmingsdeken tijdens de procedure om ervoor te zorgen dat de temperatuur niet daalt.

3. Meet de lengte van de katheter en markeer het inbrengpunt in de buik en het buiskanaal over de voorbereide huid

  1. Wijs het toegangspoortvak 1 cm boven de staart van het dier toe. Houd het installatiesegment met de niet-dominante wijs- en duimvinger over het toegewezen gebied in de buurt van de staart.
  2. Plaats de katheter boven de huid en schat de plaats voor het inbrengen van de buis van de katheter in de buikholte. Markeer de toegewezen plaats voor het inbrengen van de buis, met inachtneming van de minimale buiging van de buis in de buurt van de voorste middellijn.
    OPMERKING: Alle procedures moeten worden uitgevoerd met steriele handschoenen en de katheter moet steriel worden gehouden tijdens de meting. Chirurgische gereedschappen moeten vóór gebruik bij 121 °C worden geautoclaveerd. Raadpleeg aanvullend figuur S1 voor de instrumenten die nodig zijn voor de procedure.

4. Pas het peritoneale katheterreservoirgedeelte aan

  1. Pons een zijgat over het frame van het reservoirgedeelte met de muisoorband (figuur 1 en figuur 2). Opgemerkt moet worden dat de oorpons een chirurgisch hulpmiddel is en steriel moet zijn.

5. Plaats de instillatiepoort

  1. Maak een horizontale 1 cm brede huidincisie 1 cm boven de staart. Ontleed botweg het onderhuidse vlak van de onderliggende spierlaag om een zakje te maken voor de plaatsing van de katheter om ervoor te zorgen dat de instillatiepoort zich vrij in de ideale poortzak bevindt.
  2. Houd de punt van de irisschaar naar de middellijn om een schuine tunnel te maken voor de plaatsing van de buis (figuur 3A).
  3. Haal de 3.0-hechting uit het aangepaste zijgat. Bevestig de toegangspoort tot het gespierde bed door de gepasseerde hechting aan te spannen, waardoor de slang cephalad blijft lopen.

6. Maak de incisie van de katheterpuntinjectie

  1. Maak een incisie van 1 cm over het voorheen gemarkeerde gebied in de buurt van de middellijn. Bevestig het goed ontwikkelde traktaat door een schaar door het traktaat te halen.
  2. Kies de katheterpunt voorzichtig met een tang om de katheter in een retrograde koers te plaatsen.
    OPMERKING: Vermijd het knijpen van de zijgaten van de buis.
  3. Laat de katheterbuis door het voorbereide kanaal lopen (figuur 3B). Maak een incisie van 1 cm over de spierlaag dicht bij de rechter middellijn.

7. Bevestig de werking van de katheter

  1. Voordat u alle incisies sluit, moet u ervoor zorgen dat de geplaatste katheter functioneel is. Controleer de functie met een spuit van 1 ml die is bevestigd aan de specifieke Huber-naald voor de poort.
  2. Injecteer 200 μL normale zoutoplossing in de instillatiepoort. Zoek naar een soepele doorstroming met een nultolerantie voor weerstand.
  3. Spoel de poort en katheter met 10% heparine om de doorgankelijkheid te behouden.

8. Sluit de huidincisies

  1. Sluit de huidincisies rond het poortreservoir (figuur 3C) met 3-0 absorbeerbare hechtingen.

9. Bevestig de katheterpunt in de buikholte

  1. Plaats een losse tas-string hechting met 4-0 ronde absorbeerbare hechting rond de ingesneden buikwandspier. Passeer het proximale vilt van de katheter in de incisie.
  2. Span de voorbereide tas-string hechting rond de buis terwijl het tweede vilt buiten de tassnaar blijft, over de spierlaag (figuur 3D) en sluit de huid met 3-0 absorbeerbare hechtingen (figuur 2).

10. Controleer de dieren postoperatief en dagelijks, dien postoperatieve analgesie en vloeistoffen toe en houd dagelijkse postoperatieve gegevens bij gedurende minimaal 7 dagen en tot volledig herstel

  1. Houd de katheter functioneel met een dagelijkse injectie van 200 μL normale zoutoplossing door de katheter.

11. Vloeistofinjecties

  1. Bevestig het rustige postprocedurale proces door de huidincisie zorgvuldig te inspecteren.
  2. Bereid LPS 2 mg/kg lichaamsgewicht voor intraperitoneale injecties (i.p.) door 40 μg lps te verdunnen met steriele fosfaatbuffered zoutoplossing (PBS) tot de werkconcentratie van 0,2 μg/μl (in wezen 10 μl voor 2 μg/g lichaamsgewicht en 200 μl LPS voor 20 g muizen).
  3. Start de injecties in de tweede week na de katheterimplantatie.
    1. Houd het dier voorzichtig vast met de niet-dominante hand en houd de instillatiepoort vast terwijl u de wijs- en duimvingers in de richting van het cefalmeer beweegt.
    2. Desinfecteer de huid boven het reservoir met 70% isopropylalcohol. Gebruik de spuit die aan de Huber naald is bevestigd om de LPS te injecteren.
      1. Nadat u de poort met de Huber-naald bent binnengegaan, injecteert u 100 μL normale zoutoplossing in de poort om het patentverloop te bevestigen.
      2. Injecteer de bereide 200 μL LPS, gevolgd door de 100 μL normale zoutoplossing voor buisirrigatie, en zorg ervoor dat er geen weerstand is.

12. Verdoof de muizen voordat u het peritoneum oogst en verzamel het peritoneale vocht

  1. Na 7 dagen LPS-injecties en 2 weken katheterimplantatie, plan voor de peritoneale biopsie.
  2. Plan voor algemene anesthesie.
    1. Verdoof de muis in een isofluraankamer en injecteer het pijnstillende middel subcutaan.
    2. Houd het dier vanaf de basis van de staart en houd het dier op het dorsumoppervlak van de hand.
    3. Breng het dier over naar de continue inductiekamer van het anestheticum gevuld met 3% -4% isofluraan. Bevestig adequate algemene anesthesie door de afwezigheid van een teen-knijpreflex in de rechter- en linkerachterpoten. Houd het onderhoud van de algemene anesthesie met isofluraan 1% -3%.

13. Peritoneale biopsie

  1. Leg het dier op de verwarmde deken in rugligging. Maak een midline huidincisie van de sub-xiphoid naar de blaas.
  2. Perfuseer het subfaciale vlak met koude PBS (figuur 3E).
  3. Zorg ervoor dat het vlak volledig is ontleed zonder de integriteit van het peritoneum te verstoren. Begin met het ontleden van het peritoneum van de laterale peritoneale reflectie in het linker onderste kwadrant, beginnend van het hilum naar de linkerflank, en blaas in het onderste aspect om monsters consistent te houden tussen dieren (figuur 3F).
  4. Na de peritoneale oogst, euthanaseer het dier door cervicale dislocatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Alle geïmplanteerde katheters waren functioneel tot het einde van het onderzoek en het losraken of knikken van de katheter bemoeilijkte geen van de geïmplanteerde katheters. De huidige, aangepaste techniek werd verder gevalideerd met een peritonitis-geïnduceerd model met behulp van LPS. De controlemuizen kregen 200 μL dagelijkse normale zoutoplossinginjecties, terwijl de experimentele muizen werden geïnjecteerd met 200 μL LPS, zoals besproken in protocolstap 11, gedurende een totaal van 7 dagen na katheterimplantatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Er worden drie muizenmodellen van PD beschreven. Dit omvat een blinde punctie van het peritoneale oppervlak, een open-permanent systeem en een gesloten systeem10. De blinde punctie van het peritoneale oppervlak omvat directe peritoneale toegang vergelijkbaar met intraperitoneale injecties, maar staat geen drainage van dialysaat toe. Omdat het een geblindeerde procedure is, kan deze methode de abdominale viscerale organen verwonden. Het open-permanente systeemmodel houdt de dialysekatheter en insti...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door NIH 1R01HL132325 en R21 DK119740-01 (VCC) en AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC en SL).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10% heparin Canada Inc., Boucherville, QC, Canada)Farmaceutisch product
     Buprenorfine 0.3 mg/mL     PAR Pharmaceutical             NDC 42023-179-05
C57BL/6J muizenThe Jackson LabIMSR_JAX:000664
CD31AbcamAb9498
            Clamp     Fine Science Tools               13002-10
            Forceps     Fine Science Tools               11002-12
Dumont #5SF ForcepsFine Science Tools11252-00
Dumont Vessel Cannulation ForcepsFine Science Tools11282-11
Fine Scissors - Large LoopsFine Science Tools14040-10
Fisherbrand Animal Ear-PunchFisher Scientific13-812-201
Hill HemostatFine Science Tools13111-12
Huber point needle Access  technologies PG25-500Nadel voor injecties
            Isofluraan, USP            Covetrus            NDC 11695-6777-2
            Lipopolysaccharide van E.coli            SIGMA              L4391
MicroscopeNikon Eclipse Inverted MicroscopeTE2000
Minute Mouse Port 4French met retentiekorrels en dwarsgaten    Access  technologies        MMP-4S-061108A
 Posi-Grip Huber point needles 25 G x 1/2´´   Access  technologies               PG25-500
            Scissors     Fine Science Tools               14079-10
Vicryl SutureAD-Surgical#L-G330R24

Referenties

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746(2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537(2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116(2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160(2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167(2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Erratum


Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 3/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Tags

Muismodelperitoneale fibroselipopolysaccharide-injectieperitoneale ontstekinghematoxyline-eosin-kleuringMasson's trichroomCD31-marker
Een retrograde implantatiebenadering voor peritoneale dialysekatheterplaatsing bij muizen
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.