Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Intravitreale injecties in het schapenoog

3.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63823

⸱

5 juli 2022

 , 
1Faculty of Agriculture and Life Sciences, Lincoln University

In dit artikel

Samenvatting

Intravitreale injecties werden uitgevoerd in het schapenoog met als doel virale gemedieerde gentherapie op het netvlies af te leveren.

Samenvatting

Er zijn verschillende methoden voor de afgifte van therapeutische middelen aan het netvlies, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog vult en de vorm van de oogbol behoudt. Hoewel de IVT-route minder specifiek gericht is dan subretinale toediening, is het veel minder invasief en wordt het veel gebruikt in klinische omgevingen voor een reeks oogziekten.

We hebben eerder de werkzaamheid aangetoond van intravitreale toediening van een adeno-geassocieerd virus (AAV) -gemedieerd gentherapieproduct (AAV9). CLN5) bij schapen met een natuurlijk voorkomende CLN5-vorm van neuronale ceroïde lipofuscinose (NCL). Getroffen schapen kregen IVT-gentherapie in één oog, waarbij het andere onbehandelde oog diende als een interne controle. De retinale structuur en functie werden tot 15 maanden na de behandeling in het behandelde oog gehandhaafd, terwijl het onbehandelde oog tijdens postmortaal onderzoek een progressief afnemende functie en ernstige atrofie vertoonde. Op basis van de schapenstudies werd het CLN5-gentherapieproduct in september 2021 door de Amerikaanse Food and Drug Administration goedgekeurd als kandidaat-experimenteel nieuw medicijn (IND). Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor IVT-toediening van een therapeutische virale vector aan het schapenoog.

Inleiding

Verschillende methoden kunnen worden gebruikt om therapeutische middelen aan het netvlies toe te dienen, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Elke toedieningsweg omvat het overwinnen van barrières zoals de bloed-retinabarrière of de binnenste en buitenste beperkende membranen en heeft verschillende werkzaamheidssnelheden, afhankelijk van het geneesmiddel dat wordt toegediend en het specifieke retinale doel 1,2.

Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog inneemt. De primaire functie van het glasvocht is om de vorm van de oogbol te behouden en oculaire weefsels, zoals de lens en het netvlies, op hun plaats te houden. De glasachtige humor bestaat grotendeels uit water, met kleine hoeveelheden collageen, hyaluronzuur en andere niet-koolzuurhoudende eiwitten3. IVT-injectie is een eenvoudige en veel voorkomende procedure die routinematig wordt gebruikt om een breed scala aan oculaire aandoeningen te behandelen, waaronder leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, diabetisch macula-oedeem, diabetische retinopathie, retinale ader occlusie en verschillende erfelijke retinale dystrofieën 4,5.

Neuronale ceroïde lipofuscinoses (NCL; Battenziekte) zijn een groep dodelijke lysosomale stapelingsziekten die ernstige degeneratie van de hersenen en het netvlies veroorzaken. Er zijn momenteel 13 bekende varianten van NCL als gevolg van mutaties in verschillende genen (CLN1-8, CLN10-14) die voornamelijk kinderen treffen, maar verschillende leeftijden van aanvang en ernst van de ziekte hebben6. De NCL's delen gemeenschappelijke progressieve symptomen, waaronder cognitieve en motorische achteruitgang, epileptische aanvallen en verlies van gezichtsvermogen. Er is geen remedie voor NCL; hersengestuurde enzymvervangingstherapie is momenteel echter in klinische onderzoeken voor CLN2-ziekte 7,8, en AAV-gemedieerde gentherapie is veelbelovend gebleken in preklinische studies, met een klinische proef voor CLN5-gentherapie die naar verwachting in 2022 zal beginnen 9,10.

Veel andere soorten ontwikkelen natuurlijk voorkomende vormen van NCL, waaronder katten, honden, schapen en koeien. Twee schapenmodellen van NCL worden momenteel actief bestudeerd in Nieuw-Zeeland: een CLN5-ziektemodel bij Borderdale-schapen en een CLN6-ziektemodel bij schapen in South Hampshire. Aangetaste schapen vertonen veel van de klinische en pathologische kenmerken van de menselijke ziekte, waaronder retinale atrofie en verlies van gezichtsvermogen 10,11. Hoewel hersengerichte CLN5-gentherapie bij schapen met CLN5-ziekte hersenatrofie en klinische achteruitgang kan voorkomen of stoppen, verliezen de behandelde schapen nog steeds hun gezichtsvermogen9. Dit benadrukte de noodzaak om het netvlies te behandelen om het gezichtsvermogen te behouden en een betere kwaliteit van leven te behouden, wat leidde tot de vaststelling van een protocol voor oculaire gentherapie bij schapen.

Het schapenoog vertegenwoordigt een goed model van het menselijk oog vanwege de gelijkenis in oogbolafmetingen, glasachtig volume en retinale structuur 10,12,13. Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor ivt-toediening van een klein volume (≤ 100 μL) therapeutische virale vector aan het schapenoog.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle experimentele protocollen zijn goedgekeurd door de Lincoln University Animal Ethics committee en zijn in overeenstemming met de Amerikaanse National Institutes of Health-richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van dieren in onderzoek en de New Zealand Animal Welfare Act (1999). Borderdale schapen werden gediagnosticeerd bij de geboorte14 en onderhouden op Lincoln University onderzoeksboerderijen. Drie 3 maanden oude homozygote (CLN5-/-) ooien kregen een enkele IVT-injectie in het linkeroog, waarbij het onbehandelde rechteroog als interne controle fungeerde. Elektroretinografie- en pathologiegegevens werden vergeleken met historische gezonde en beïnvloede controlegegevens. De virale vector die in deze studie werd gebruikt, was een zelfcomplementair adeno-geassocieerd virus serotype 9, met de chicken beta action (CBh) promotor en codon-geoptimaliseerde schapen CLN5 (scAAV9/CBh-oCLN5opt). De virale vector werd geleverd door de University of North Carolina Vector Core, NC, VS.

1. Voorchirurgie

  1. Autoclaaf de chirurgische kit (figuur 1).
  2. Vast de schapen gedurende 24 uur voor de operatie.
  3. Noteer live gewichten voorafgaand aan de operatie.

figure-protocol-1
Figuur 1: Intravitreale chirurgie kit. Instrumenten die nodig zijn voor IVT-chirurgie omvatten (1) een speculum om de oogleden open te houden en (2) een paar gebogen neustangen om het bulbaire bindvlies vast te pakken en het oog te draaien. (3) Een hemostaat met rechte neus is ook opgenomen als alternatief instrument om het bulbaire bindvlies vast te pakken en het oog op zijn plaats te houden als het terug in de oogbaan is gerold. Deze kit wordt voorafgaand aan de operatie geautoclaveerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Chirurgische ingreep

  1. Houd het dier in bedwang en scheer met behulp van elektronische tondeuses de wol van één kant van de nek over de halsader.
  2. Sluit de halsader af door druk uit te oefenen aan de basis van de halsgroef en visualiseer de verhoogde ader.
  3. Neem de juiste hoeveelheid diazepam (0,3 mg/kg) en ketamine (7,5 mg/kg) op in een steriele spuit en bevestig een steriele naald van 20 G. Steek de naald in de halsader en trek voorzichtig terug op de zuiger om ervoor te zorgen dat het bloed de naaf binnendringt en de naald zich in de ader bevindt. Eenmaal bevestigd, induceren door intraveneuze (jugulaire) toediening.
  4. Plaats het dier onmiddellijk na inductie in dorsale lighouding, strek de nek uit en houd de tong omhoog en naar voren, met behulp van een laryngoscoop om het strottenhoofd te visualiseren. Voer endotracheale intubatie uit door voorzichtig een endotracheale buis (maat 6,0-9,0 afhankelijk van de grootte van de schapen) tussen de stembanden in te brengen wanneer het dier uitademt. Blaas de endotracheale manchet onmiddellijk op en bevestig de buis met een stropdas rond de onderkaak. Bevestig de luchtstroom door de buis.
  5. Breng het schaap over naar de operatietafel en plaats het in laterale lighouding.
  6. Sluit de endotracheale buis onmiddellijk aan op de slangen van de anesthesiemachine voor levering van isofluraan in 100% zuurstof. Begin in eerste instantie met 3% -4% isofluraan en verlaag vervolgens tot 2% -3% voor onderhoud. Observeer de spontane ventilatie van de schapen.
  7. Controleer de hartslag (pols), ademhalingsfrequentie, zuurstofverzadiging, CO2-niveaus aan het einde van de getijden en de rectale lichaamstemperatuur gedurende de hele procedure. Zie tabel 1 voor fysiologische waarden voor deze parameters bij verdoofde schapen (variabel, maar gebruik als leidraad).
  8. Plaats een groot, steriel, vierkant gordijn op een chirurgische operatiewagen, gevolgd door de steriele instrumenten.
  9. Plaats een steriel, fenestrated chirurgisch gordijn over het oog dat moet worden geïnjecteerd.
  10. Desinfecteer het oog aseptisch met een steriele spuit van 20 ml om het oog te irrigeren met 1-5% povidon-jodiumoplossing.
  11. Breng 1-2 druppels Alcaine 0,5% W / V oftalmische oplossing, als een lokaal verdovingsmiddel, aan op het oog.
  12. Plaats een Nopa Barraquer-Colibri oogspeculum (10 mm) op de oogleden om het oog open te houden.
  13. Pak het bulbaire bindvlies op het dorsolaterale aspect van het oog met een tang en draai de oogbol ventromediaal.
BewustVerdoofdAanbevolen kritisch interventiepunt
Hartslag (slagen/min)50-80 (rust) tot 280 (actief)50-80< 50, >100
Ademhalingsfrequentie (ademhaling/min)15-40 (rust) tot 350 (oververhit)10-30<8, >40
Zuurstofverzadiging (mm Hg)95-10098-100<90
Eindgetijden-CO2 (mm Hg)35-4535-45>55
Lichaamstemperatuur (°C)38.5-39.538.5-39.5< 36, >40

Tabel 1: Fysiologische waarden van parameters die moeten worden gecontroleerd bij verdoofde schapen.

3. Virale voorbereiding

  1. Bewaar AAV vector aliquots bij −80 °C tot gebruik.
  2. Ontdooi op de dag van de operatie het vereiste aantal injectieflacons voor IVT-toediening op ijs.
  3. Onmiddellijk voorafgaand aan toediening vortex de virale vector aliquot en centrifuge op 400 × g gedurende 10 s om de inhoud te verzamelen.
  4. Verdun elke virale vector aliquot in steriel gefilterde 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) tot de gewenste dosis in een eindvolume van 100 μL. Bereid vectorverdunningen in een steriele 1,5 ml eiwitarme microcentrifugebuis met behulp van steriele filterpipetpunten. Gooi alle verbruiksartikelen die in contact zijn geweest met de virale vector weg in desinfecterende oplossing (zie de materiaaltabel).
    OPMERKING: In de oorspronkelijke publicatie15 de dosis van het therapeutische middel (AAV9. CLN5) was 1,9 x 1010 virale genomen. De aanbevolen dosering zal variëren afhankelijk van het therapeutische middel dat wordt toegediend; daarom is er geen dosering opgenomen in het hier gepresenteerde standaardprotocol.
  5. Zuig de volledige 100 μL van het AAV-vectorpreparaat in een steriele, dode ruimtespuit met een lage dode ruimte met een permanent bevestigde naald van 28 G x 1/2 voor onmiddellijke injectie. Zorg ervoor dat de tijdsduur van voorbereiding tot injectie minder dan 2 minuten is.

4. Virale toediening

  1. Steek de naald ongeveer 7 mm achteraan in de sclera op het laterale aspect van het oog en schuin naar achteren om de lens te vermijden (figuur 2 en figuur 3). Dien de enkele injectie van 100 μL toe als een bolus zo dicht mogelijk bij het netvlies zonder het netvliesoppervlak te verstoren.
  2. Spoel het oog met ongeveer 10-15 ml povidon-jodiumoplossing gevolgd door 10 ml zoutoplossing voordat het speculum en de drape worden verwijderd.
  3. Draai het schaap om en herhaal dit indien nodig met het andere oog.

figure-protocol-2
Figuur 2: Ventromediale rotatie van de oogbol. (A) Grijp het bulbaire bindvlies met een niet-gekalmeerde tang en (B) draai ventromediaal (d.w.z. naar beneden en naar de snuit) om het dorsolaterale oppervlak van het oog voor injectie bloot te leggen. Afkortingen: V = ventraal, D = dorsaal, M = mediaal, L = lateraal. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-3
Figuur 3: Locatie en diepte van de injectie. De naald wordt geïnjecteerd op het dorsolaterale aspect van de oogbol en de volledige lengte van de naaldschacht (0,5 in/12,7 mm) wordt in het oog ingebracht. Let op de hoek van de naald naar de achterkant van het oog om de lens te vermijden en injecteer zo dicht mogelijk bij het netvlies. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

5. Postoperatief beheer

  1. Na voltooiing van de procedure stopt u de anesthesie van isofluraangasinhalatie, spoelt u de lijn met 100% zuurstof, koppelt u de slang los van de endotracheale buis en brengt u de schapen over naar de verkoeverkamer.
  2. Plaats de schapen in sternale lighouding, met poten eronder weggestopt, en controleer tot volledig herstel. Zorg ervoor dat de mond van het dier vrij is van obstakels.
  3. Wanneer de slikreflex wordt waargenomen, laat u de manchet van de endotracheale buis gedeeltelijk leeglopen en verwijdert u voorzichtig de buis uit de mond.
  4. Dien een intramusculaire niet-steroïde ontstekingsremmer toe in de biceps femoris-spier van de achterpoot, subcutane antibiotica aan de zijkant van de nek of achter de schouder en 0,5% chlooramfenicol oogdruppels aan het oppervlak van de oogbol.
  5. Zorg voor water en voedsel (luzernekorrels en kaf) zodra de schapen zonder hulp kunnen staan.
  6. Dien 0,5% chlooramfenicol oogdruppels 2-3 per dag toe gedurende 7 dagen na de operatie.
  7. Houd de schapen een nacht binnen voordat ze ongeveer 24 uur na de operatie terugkeren naar de buitenpaddock.
  8. Record rectale temperaturen dagelijks gedurende 3 weken. Controleer op eventuele veranderingen in pols- of ademhalingsfrequentie, voedselconsumptie, neurogedrag, lichaamstemperatuur, gewicht, houding, ooggezondheid en klinische symptomen van slechte gezondheid. Zoek een passende diergeneeskundige behandeling als er aanwijzingen zijn voor bijwerkingen.

6. Beoordeling van de werkzaamheid in vivo

  1. Als het doel van de IVT-injectie is om het gezichtsvermogen te behouden, controleer dan de werkzaamheid in vivo met methoden zoals doolhoftesten of elektroretinografie (ERG) om de retinale celfunctie te beoordelen of optische coherentietomografie (OCT) om de retinale structuur te beoordelen.
    OPMERKING: Deze werkzaamheidsmaatregelen zijn goed beschreven na IVT-gentherapie 11,15,16.

7. Postmortale weefselanalyse

  1. Voer schapeneuthanasie uit met een goedgekeurde methode op een geschikt eindpunt na intravitreale injectiechirurgie.
    OPMERKING: Voorgestelde euthanasiemethoden, zoals intraveneuze veterinaire euthanasiegeneesmiddelen of een penetrerende gevangen bout naar de cervicale wervelkolom gevolgd door snelle exsanguinatie, worden elders beschreven15,16.
  2. Oogst schapenoogbollen met een chirurgische scherpe / stompe gebogen schaar. Snijd de laterale en mediale canthus om de oogkasopening te vergroten en snijd vervolgens systematisch door de conjunctivale plooien, bindweefsel, spieren en oogzenuw om de oogbol uit de oogkas te bevrijden.
  3. Immersion-fix intacte, enucleated oogbollen in 10% formaline gedurende 2 uur, gevolgd door postfixatie in Bouin's oplossing gedurende 4 uur, waarbij een kleine (0,5 cm) snede in de sclera wordt gemaakt om voldoende perfusie mogelijk te maken. U kunt ook de oogbollen gedurende 48 uur onderdompelen in Davidsons oplossing bevestigen.
  4. Verwerk secties van oogweefsel via routinematige paraffinewas inbedding en sectie op 3-5 μm.
    OPMERKING: Kleuringsprocedures voor hematoxyline en eosine (H &E) kleuring en immunohistochemische analyse zijn eerder beschreven 15,16.
  5. Beoordeel de werkzaamheid in postmortaal weefsel door metingen zoals totale retinale dikte, retinale laagdikte, tellingen van buitenste nucleaire laag cellulaire rijen en immunohistochemische kleuring voor retinale celtypen, retinale glia of eiwitten van belang.
    OPMERKING: Voor protocollen voor deze analyses, zie eerdere publicaties 15,16.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

De werkzaamheid van IVT-toediening van een CLN5-gentherapievector bij het dempen van retinale disfunctie en degeneratie bij schapen met CLN5 NCL is eerder aangetoond door deze onderzoeksgroep15. Getroffen schapen kregen een enkele 100 μL IVT-injectie van CLN5 verpakt in een AAV serotype 9 (AAV9) vector (AAV9). CLN5) in één oog, waarbij het contralaterale oog dient als een onbehandelde interne controle. Het gezichtsvermogen werd maandelijks beoordeeld vanaf de leeftijd bij injectie (3 maanden) tot ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Intravitreale injecties zijn een van de meest voorkomende chirurgische procedures in de menselijke oogheelkunde en zijn effectief gebleken bij het leveren van AAV-gemedieerde gentherapieën aan het netvlies van schapen. We hadden eerder de werkzaamheid van AAV9 aangetoond. CLN5-gentherapie intravitreaal toegediend bij het verzwakken van retinale disfunctie en degeneratie bij schapen met CLN5 NCL15. Gehoopt wordt dat de vertaling van deze toedieningsweg naar menselijke NCL-patiënten ook nuttig zal b...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs willen Dr. Steve Heap (BVSc, CertVOphthal) bedanken voor zijn hulp bij het opstellen van dit protocol en het uitvoeren van de injecties beschreven door Murray et al.15. De auteurs erkennen ook financiering van CureKids New Zealand, de Canterbury Medical Research Foundation, Neurogene Inc en de Batten Disease Support and Research Association.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL low dead-space safety syringe with permanently attached 0.5 inch needleFisher Scientific, Auckland, New Zealand05-561-28Covidien Monoject Tuberculin Safety syringe or similar
1.5 mL microcentrifuge tubeSigma AldrichHS4323Autoclave tubes to sterilise prior to use
Anesthesia machine with gas bench and monitor Hyvet Anesthesia, Christchurch, New Zealand
Antibiotic eye drops Teva Pharma Ltd, Auckland, New ZealandCommercial name: Chlorafast (0.5% chloramphenicol)
BrightMount plus anti-fade mounting mediumAbcam, Cambridge, United Kingdomab103748
DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride)Sigma Aldrich, St. Louis, Missouri, United States10236276001
Diazepam sedativeIlium, Troy Laboratories Pty Ltd, Tauranga, New Zealand5 mg/mL
Endotracheal tubesFlexicare Medical Ltd, Mountain Ash, United KingdomStandard, cuffed. Sizes 7, 7.5, or 8 depending on sheep size
Eye speculumCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandKP151/14Nopa Barraquer-Colibri (10 mm)
Fenestrated surgical drapeAmtech Medical Ltd, Whanganui, New ZealandDI583Or similar 
Filter TipsInterlab, Auckland, New Zealand10, 200, and 1,000 µL 
Formaldehyde solution (37%)Fisher Scientific, Auckland, New ZealandAJA809-2.5PLMake up to 10% in distilled water with 0.9% NaCl
Goat anti-rabbit Alexa Fluor 594Invitrogen Carlsbad, CA, USA A-11012Use at a dilution of 1:500
Isoflurane anestheticAttane, Bayer Animal Health, Auckland, New Zealand
Ketamine HCl anesthetic/analgesicPhoenixPharm Distributors Ltd, Auckland, New Zealand100 mg/mL
Laryngoscope (veterinary)KaWe Medical, DenmarkMiller C blade, size 2
Needles Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand302025BD Hypodermic Needles, or similar
Non-steroidal anti-inflammatoryBoehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Auckland, New Zealand49402/008Commercial name: Metacam 20 (20 mg/mL meloxicam)
Non-toothed forcepsCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAB864/16Or similar 
Non-toothed hemostatCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAA150/12Or similar 
Normal goat serumThermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand16210072
Oxygen (medical)BOC Gas, Christchurch, New ZealandD2 cylinder, gas code 180
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand10010023Sterile, filtered
Povidone-Iodine solutionCapes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand005835Commercial name: Betadine (10% povidone-iodine)
Rabbit anti-cow glial fibrillary acidic protein (GFAP)Dako, Glostrup, DenmarkZ0334Use at a dilution of 1:2,500
Self-complementary adeno-associated virus serotype 9, containing the chicken beta action (CBh) promoter and codon-optimized ovine CLN5University of North Carolina Vector Core, NC, USA.scAAV9/CBh-oCLN5opt
Sodium Chloride 0.9% IV SolutionCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAHB1322Commercial name: Saline solution 
Subcutaneous antibioticsIntervet Schering Plough Animal Health Ltd, Wellington, New ZealandCommercial name: Duplocillin LA (150,000 IU/mL procaine penicillin and 115,000 IU/mL benzathine penicillin)
Surgical sharp blunt curved scissors Capes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandSSSHBLC130
Terumo Syringe Luer LockAmtech Medical Ltd, Whanganui, New ZealandSH159/SH160Sterile syringes; 10 mL for drawing up induction drugs, 20 mL for drawing up saline
Virkon Disinfectant PowderEBOS Group Ltd, Christchurch, NZ28461115

Referenties

  1. Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
  2. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
  3. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
  4. Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
  5. Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392(2021).
  6. Kousi, M., Lehesjoki, A. -E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
  7. Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
  8. Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
  9. Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
  10. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670(2022).
  11. Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188(2021).
  12. Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
  13. Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
  14. Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
  15. Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600(2021).
  16. Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
  17. Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
  18. Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
  19. Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
  20. Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
  21. Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
  22. Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
  23. Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -Y., Kim, S. -W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
  24. Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
  25. Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
  26. Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
  27. Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371(2019).
  28. Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344(2021).
  29. Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
  30. Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
  31. Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
  32. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
  33. Kleine Holthaus, S. -M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Retinale geneesmiddelentoedieninggentherapieretinale degeneratieelektroretinografie-analyseretinale histologiegliaal fibrillair zuur eiwitvirale vectortoedieningneuronale ceroid lipofuscinose
Intravitreale injecties in het schapenoog
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.