Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een heterotopisch harttransplantatiemodel bij ratten met behulp van donorharten voor circulatoire dood

1.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63844

⸱

18 mei 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

In dit artikel

Samenvatting

Hier beschrijven we de voorbereiding en technische details van heterotope harttransplantatie bij muizen met behulp van een donorhart voor bloedsomloopdood.

Samenvatting

Het doel van dit protocol is het opzetten van een heterotopisch harttransplantatiemodel bij ratten met donatie na circulatoire dood (DCD) donorharten. Er zijn twee opstellingen voor dit protocol: hartdonor opstelling en ontvanger instelling. In de hartdonoropstelling worden Sprague Dawley-ratten verdoofd, endotracheaal geïntubeerd en beademd. De rechter halsslagader wordt gecanuleerd om heparine en het verlammende middel vecuroniumbromide af te geven. Het DCD-proces wordt gestart door de ventilatie te beëindigen. Na 20 minuten wordt het hart blootgelegd en wordt de aorta distaal van de brachiocephalische tak afgeklemd. Op 25 minuten na het beëindigen van de beademing wordt ijskoude oplossing van de Universiteit van Wisconsin (UW) door de halsslagaderkatheter geperfundeerd om het hart te spoelen. Het hart wordt verkregen door de aorta, longslagader, venae cavae en longaders te delen en opgeslagen in UW-oplossing voor implantatie. In de ontvangeropstelling wordt de Lewis-rat verdoofd met isofluraan. Buprenorfine met langzame afgifte wordt subcutaan toegediend om een soepel postoperatief herstel te bevorderen. Via een middellijn abdominale incisie worden de infrarenale aorta en de inferieure vena cava geïsoleerd en afgeklemd met een atraumatische vasculaire klem. De donorhartaorta en de longslagader worden gehecht aan respectievelijk de ontvangende abdominale aorta en vena cava met een lopende 8-0 Prolene. De vaatklem wordt verwijderd om het hart te herstellen. De buikwand wordt gesloten en de rat wordt hersteld. Na een bepaald interval (24 uur tot 2 weken) wordt de ontvangende rat verdoofd, wordt het getransplanteerde hart blootgelegd en wordt een ballontipkatheter via de apex in de linkerventrikel ingebracht om de ontwikkelde druk en dP/dt te registreren met behulp van een data-acquisitiesysteem. Het hartweefsel wordt verzameld voor histologie, immunologie of moleculaire analyse. Een succesvol DCD-donormodel voor harttransplantatie bij ratten zal verder onderzoek mogelijk maken naar de cardioprotectieve benaderingen om de harttransplantatieresultaten van DCD-donoren te verbeteren.

Inleiding

Een klein diermodel van harttransplantatie (HTx) is van cruciaal belang voor het uitvoeren van onderzoek naar de pathofysiologische aandoeningen die het getransplanteerde hart aantasten. Heterotope HTx in een muizenmodel, zoals beschreven door Oto en Lindsey, heeft onderzoekers in staat gesteld de pathofysiologische veranderingen te bestuderen die worden waargenomen in de omstandigheden van ischemie en reperfusie1. Traditioneel worden donorharten voor transplantatie verkregen van kloppende hartdonoren, ook wel bekend als donatie na hersendood (DBD) donoren; er is echter een onevenredige toename van het aantal patiënten dat HTx2 nodig heeft. Meer recentelijk zijn harten van donoren van circulatoire dood, ook bekend als donatie na circulatoire dood (DCD) donoren, gebruikt voor transplantatie in experimentele settings3. Het belangrijkste onderscheid tussen DBD- en DCD-donorharten is dat in de laatste harten worden blootgesteld aan verschillende perioden van ischemie, waardoor het gebruik ervan in de routinematige HTx-praktijk wordt uitgesloten.

De eerder beschreven literatuur over heterotope HTx bij muizen heeft alleen gebruik gemaakt van kloppende hartdonoraandoeningen 4,5,6. Heterotope DCD-harttransplantatie vereist subtiele aanpassingen, zonder welke het getransplanteerde hart niet zal kloppen7. Dit protocol is bedoeld om een verfijnde techniek van DCD HTx bij ratten met de lezers te delen. Wereldwijde myocardischemie is aangeboren voor DCD-orgaandonatie. Een experimentele opstelling die globale myocardischemie nabootst, is alleen bestudeerd in de ex vivo-opstelling 5. Bevindingen uit ex vivo studies zijn mogelijk niet van toepassing op het DCD HTx-werk, aangezien er significante verschillen bestaan tussen in vivo (DCD) en ex vivo globale ischemiemodellen5. De resultaten, of het gebrek daaraan, van interventies om reperfusiemyocardischemie in ex vivo-modellen te verminderen, zijn mogelijk niet reproduceerbaar in het DCD HTx-model. Daarom is het essentieel om de menselijke DCD HTx te simuleren in een diermodel, waarvan de bevindingen een hogere translationele waarde kunnen hebben. Het hier beschreven DCD HTx-model stelt de onderzoeker in staat om de klinische DCD HTx nauwkeurig te simuleren en de mogelijkheid te bieden om reperfusieschade te verminderen door middel van interventies in zowel het donorhart als de ontvanger. Na herstel van de ontvangende rat kunnen de functie, histopathologie en immunologie van het getransplanteerde hart met verschillende tussenpozen worden bestudeerd vanaf het moment van transplantatie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de instelling en de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren, gepubliceerd door de National Institutes of Health (NIH-publicatie nr. 86-23, herzien in 2011)8. De volgende procedures zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Virginia Commonwealth University. Alle procedures werden uitgevoerd volgens de OSHA-richtlijnen (Occupational Safety and Health Administration) en de aanbevolen steriele technieken9. De Sprague Dawley-ratten werden gehuisvest onder gecontroleerde vochtigheid bij een temperatuur van 23 °C en 12 uur donker/lichtcycli.

1. Opzet van het lab

NOTITIE: Wijs een speciale ruimte toe om steriele overlevingsoperaties bij knaagdieren uit te voeren met een operatiemicroscoop. Houd de omgevingstemperatuur van de operatiekamer zo warm; Het gebruik van verwarmingskussens, zowel voor operaties als voor het herstelproces, is essentieel om de lichaamstemperatuur van de ontvangende rat op peil te houden.

  1. Houd essentiële benodigdheden (materiaaltabel), waaronder spuiten, normale zoutoplossing 0,9% (NaCl), anesthetica (isofluraan, ketamine/xylazine), heparine, vecuroniumbromide, conserveringsoplossing, een ijsemmer en pijnstiller (buprenorfine langzame afgifte) op voorraad en direct beschikbaar.
  2. Leg de microchirurgische instrumenten (Figuur 1A, B) netjes neer op het operatieveld. Houd een flitssterilisatiekit bij de hand om de besmette essentiële instrumenten onmiddellijk schoon te maken.

2. In vivo voorbereiding van een DCD-donordonor bij ratten

  1. Verdoof de rat voor tracheale intubatie en canulatie van de halsslagader. Doof de Sprague Dawley-rat (8-12 weken oud) in een 3% isofluraankamer en verdoof hem vervolgens met ketamine/xylazine (100/10 mg/kg, intramusculair).
  2. Om de luchtpijp en de rechter halsslagader bloot te leggen, plaatst u een volledig verdoofde rattenrug en reinigt u de voorkant van de nek en borst met alcohol en povidonoplossing. Maak een V-vormige incisie met de top van de V dicht bij de kaak van de rat in de middellijn en elk ledemaat van de V wijst naar de corresponderende schouder. Scheid de huid van het onderhuidse weefsel en draai de huid om op de borst om de riemspieren van de nek bloot te leggen (Figuur 2A).
    1. Intubeer de rat door de middellijnbandspieren (sternomastoïd en sternohyoïd) met een tang te scheiden om de luchtpijp bloot te leggen (Figuur 2B). Omcirkel de luchtpijp met een 5-0 zijde en open deze door het spierweefsel gedeeltelijk te verdelen over de luchtpijpringen.
    2. Breng een 14 G angiocath in de luchtpijp en zet deze vast met de 5-0 zijde (Figuur 2C). Sluit de angiocath aan op een beademingsapparaat (1 ml/kg bij 90 ademhalingen/min).
    3. Identificeer voor canulatie van de rechter halsslagader de gemeenschappelijke halsslagader (deze ligt evenwijdig aan en direct aan de rechterkant van de luchtpijp), isoleer deze zorgvuldig over de volledige lengte van de nek en bind het distale (craniale) uiteinde af met een 5-0 zijde.
    4. Bevestig een hemostaat aan het vrije uiteinde van de stropdas voor tractie om canulatie van de halsslagader te vergemakkelijken.
    5. Mobiliseer het proximale meest voorkomende aspect van de halsslagader (naar de basis van de nek) en klem het vast met behulp van een vasculaire hemostaat . Gebruik onder een operatiemicroscoop een micro-irisschaar om de halsslagader te openen door deze gedeeltelijk anterieur te verdelen aan het meest distale uiteinde. Cannuleer de halsslagader met een angiocath van 22 G en zet deze vast met een 5-0 zijden stropdas (Figuur 2D).
    6. Bevestig een drieweg-stroomstopkraanadapter aan de angiocath voor gemakkelijke afgifte van medicijnen of cardioplegie-oplossing in de halsslagader en sluit deze aan op een druksensor om de hartslag en druk tijdens het DCD-proces te controleren (Figuur 2D). Een pulserende terugstroom van bloed moet worden opgemerkt wanneer de proximale vasculaire klem wordt losgelaten.
    7. Eenmaal vastgezet, sluit u de halsslagaderkatheter aan op de druksensor en dient u heparine (1.000 E/kg) en vecuroniumbromide (4 mg/kg) toe.
    8. Start van het DCD-proces: Laat het vecuroniumbromide 1 minuut circuleren. Let op tekenen van dierenleed en geef indien nodig extra anesthesie. Stop de beademing (hypoxie/ischemie) om het DCD-proces op gang te brengen. Let op de afwezigheid van ademhalingsactiviteit.
      OPMERKING: De ischemische tijd van DCD begint vanaf het moment dat de beademingsondersteuning wordt ingetrokken. Bij ratten is 25 minuten ischemie geïdentificeerd als de maximale tijdsduur die resulteert in aanzienlijk maar omkeerbaar letsel7. Druktracering zal aantonen dat, vanaf het moment van onderbreking van de beademingsondersteuning om ~3,5 min, de systemische druk daalt tot onder de 50 mmHg, een druk die onvoldoende wordt geacht om het hart effectief te perfuseren (Figuur 3).
  3. Aanschaf van donorhart: Wijs ~4-7 minuten toe om het hart te verkrijgen en koude cardioplegie toe te dienen. Om de beoogde ischemietijd van 25 minuten te bereiken, begint u met de aanschaf van het hart na 18-21 minuten na beëindiging van de beademingsondersteuning.
    OPMERKING: Wijzig de duur van de aanbestedingstijd op basis van de ervaring van de persoon die de aanbesteding uitvoert.
    1. Verdeel de buikwand langs de ribbenrand vanaf het niveau van de xiphoid, en verdeel vervolgens de ribbenkast evenwijdig aan het borstbeen aan weerszijden tot aan de sleutelbeenderen om bilaterale anterieure thoracotomieën uit te voeren (Figuur 4A). Gebruik een operatiemicroscoop met een lage vergroting (5x) om deze stap te vergemakkelijken.
    2. Draai de verdeelde borstwand die scharniert op de sleutelbeenderen naar het hoofd en zet deze vast met een hemostaat (Figuur 4B).
    3. Omcirkel de inferieure vena cava (IVC) met een 5-0 zijde en verdeel deze vervolgens gedeeltelijk met een microschaar dicht bij de koepel van de lever (Figuur 4C). De gedeeltelijk geopende IVC maakt het mogelijk om cardioplegie te verlaten omdat het de rechterkant van het hart uitzet.
    4. Ontleed het vlak tussen de aorta omhoog en de longslagader (PA) en isoleer vervolgens de longstam via de transversale sinus met een gebogen tang met stompe punt naar de vertakking. Verdeel de longslagader voorzichtig dicht bij het bifurcatiepunt met een microschaar (Figuur 4C).
    5. Omcirkel de aortaboog met stompe dissectie. Dit is om toegang te geven tot een kleine rechthoekige vasculaire klem die over de aortaboog distaal van de oorsprong van de innominate slagader kan worden geplaatst.
    6. Op een straal van 25 minuten na het beëindigen van de beademing, klemt u de aortaboog vast en dient u handmatig cardioplegie toe (10 ml oplossing van de Universiteit van Wisconsin bij 4 °C, gedurende 2-3 minuten) via de halsslagaderkatheter (Figuur 4D).
    7. Verdeel met een microschaar de aorta ascendens distaal voor de aortaboog (Figuur 4E).
    8. Bind de IVC af in de richting van het hart met 5-0 zijde en verdeel het distaal.
    9. Ligate de longaders en superior vena cavae (SVC's) samen met 5-0 zijde (Figuur 4F). Omdat deze banden een grote hoeveelheid weefsel bevatten, heeft een handband de voorkeur boven een instrumentstropdas. Trek het hart voorzichtig naar beneden in de richting van de buik met een wattenstaafje om de ligatie van de longader te vergemakkelijken zonder de atriale aanhangsels in de stropdas te bundelen.
    10. Verdeel de longaders met een micro-irisschaar, verzamel het hart en plaats het in een ijskoude normale zoutoplossing (Figuur 4G).

3. In vivo DCD heterotope harttransplantatie bij ratten

  1. Kalmeer de ontvanger in een isofluraankamer (3% inductie), knip het haar over de buik en reinig het gebied met povidon en alcohol. Anticoaguleert de ontvanger niet; Dit zal leiden tot overmatige bloedingen van de anastomosen en transplantaatfalen.
  2. Leg de rat in rugligging op een verwarmingskussen. Plaats een sonde tussen de rat en het verwarmingskussen om de temperatuur te controleren. Houd de lichaamstemperatuur van de rat op 38 °C. Plaats twee voorgesteriliseerde centrifugebuisjes van 50 ml gevuld met warme zoutoplossing of glasparels aan weerszijden van de buik van de rat om de rat gemakkelijk warm te houden.
  3. Ondanks de bovengenoemde stappen, als de lichaamstemperatuur daalt tot onder de 37.5 °C, verhoog dan de kamertemperatuur (RT) en bedek alle blootgestelde delen van het lichaam met geautoclaveerde aluminiumfolie om net genoeg ruimte over te laten om een buikoperatie uit te voeren.
  4. Induceer algemene anesthesie met 3% isofluraan via een neuskegel en verminder geleidelijk tot 2%.
  5. Open de buik langs de linea-alba (Figuur 5A) en leg de werkruimte bloot door buikwandretractors te plaatsen (Figuur 5B).
  6. Beweeg met behulp van steriele applicators met wattenstaafjes de verwijde of volle dikke darm en plaats deze in een warm, vochtig gaasje links van de bediener, waarbij u regelmatig bevloeit met warme zoutoplossing (38 °C) (figuur 5C). Door de dikke darm opzij te schuiven, ontstaat er meer ruimte voor de DCD-harten omdat ze erg stijf zijn en extra ruimte nodig hebben om in de buik te accommoderen.
  7. Open het retroperitoneum in de middellijn met stompe dissectie met wattenstaafjes. Leg de infrarenale aorta en IVC bloot.
  8. Isoleer met behulp van een atraumatische pediatrische vasculaire klem met meerdere hoeken 3-5 mm van de infrarenale aorta en IVC voor anastomose (Figuur 5D).
  9. Ga de aorta binnen met een naald van 30 G die is gemonteerd op een spuit van 1 cm3 gevuld met normale zoutoplossing gemengd met 100 eenheden heparine. Spoel af met 0,2-0,3 ml van de oplossing (Figuur 5E). Dep de overtollige oplossing met de steriele applicators met wattenstaafjes, omdat heparine kan worden geabsorbeerd en bloedingen uit hechtlijnen kan veroorzaken.
  10. Open met een microschaar de aorta langs de lange as zodat deze overeenkomt met de grootte van de donoraorta. Het IVC is op dit punt niet geopend en probeer geen vlak te creëren tussen het IVC en de aorta; Dit zal leiden tot bloedingen.
  11. Een goede oriëntatie van het hart van de donor tijdens anastomose is van cruciaal belang (Figuur 5F). Richt het donorhart op anastomose zodanig dat het voorste oppervlak van de rechterventrikel naar het plafond wijst, de top naar de rechterkant van de operator wijst en de donoraorta iets lager is dan de longslagader. Deze oriëntatie resulteert in minder spanning op de anastomose van de longslagader.
    1. Aorta-anastomose: Gebruik een naaldschroevendraaier met spitse punt en een precisiepincet voor microvasculaire anastomose. Voer anastomosen uit met 8-0 Monofilament hechtdraad op een taps toelopende naald van 4 mm geladen op een naaldhouder met een punt van 0,3 mm waarvan de naaldvergrendeling is verwijderd, om onbedoeld weefseltrauma bij het vergrendelen en ontgrendelen te voorkomen.
    2. Plaats een steunhechtdraad op de 6 uur positie op de aorta-anastomose. Dit wordt gedaan om een symmetrische en hemostatische hechtlijn te bieden. Begin vervolgens met de anastomose op de 12-uurspositie met van buiten naar binnen op de donoraorta en van binnen naar buiten op de ontvangende aorta (Figuur 6A, B). Houd slechts 5-7 cm van de werkende hechtdraad aan en kap de rest af.
    3. Beweeg tegen de klok in, reis over korte afstanden in de richting van de 6 uur-positie en voltooi vervolgens de anastomose op een contra-klok-manier tot de 12-uurspositie door het hart naar links te draaien (Figuur 6C).
    4. Controleer op losse hechtdraad voordat u gaat binden.
      OPMERKING: Een veilige anastomose moet symmetrisch zijn en moet de intima van de donor en de ontvanger zonder hiaten benaderen.
    5. Anastomose van de longslagader: Maak de longslagader vrij van de aorta en oriënteer deze voor anastomose zonder verdraaiingen op de IVC. Bereid het bloedvolume van de ontvanger voor om het hart van de donor te vullen en vermijd hypotensie door 3-5 ml subcutane (nek van de nek) normale zoutoplossing te injecteren.
    6. Bewaak het ademhalingspatroon van de rat en verlaag het isofluraan van 2,0% naar 1,5% omdat de anastomose van de longslagader bijna voltooid is.
    7. Open de IVC-cephalad ten opzichte van de aorta-anastomose met een micro-irisschaar (Figuur 6C). Gebruik 0,2-0,3 ml zoutoplossing om de IVC door te spoelen. Er zal een klein aantal bloedstolsels worden gezien; Spoel ze voorzichtig door.
    8. In tegenstelling tot aorta-anastomose, start u de pulmonale anastomose zonder een steunhechtdraad; Het zal de blootstelling belemmeren. Begin op de 12-uurspositie met de naald die van buiten naar binnen beweegt op de donorlongslagader en van binnen naar buiten op de ontvangende IVC. Bind de hechting vast en voltooi eerst de anastomose van de achterwand met de klok mee.
    9. Eenmaal op de 6 uur-positie, gaat u door met hechten met de klok mee totdat de 12-uurspositie is bereikt en bindt u deze vervolgens vast aan het korte uiteinde van de hechtdraad van de vorige stropdas. Zorg ervoor dat de anastomose niet wordt aangesnoerd, aangezien elke vernauwing de veneuze afvoer uit het hart beperkt. Gemiddeld duurt het 30 minuten of minder om beide anastomosen te voltooien.
    10. Plaats kleine stukjes resorbeerbare hemostaat over de anastomose om bloedingen uit de naaldgaten op te vangen.
    11. Maak de bloedvaten los en voeg indien nodig meer resorbeerbare hemostaten toe over de naaldgaten (Figuur 6E). Het getransplanteerde hart begint te kloppen met af en toe fibrillaties voordat het de ritmische ademhaling hervat. Laat de resorbeerbare hemostaat 5 minuten op zijn plaats zolang het hart klopt en er geen openlijke bloeding is.
    12. Als u tevreden bent met hemostase (~3-5 min), gebruikt u steriele applicators met wattenstaafjes om de overtollige opneembare hemostaat te verwijderen, irrigeert u met zoutoplossing en brengt u de darm terug in de buikholte (Figuur 6F). Plaats het omentum over de anastomose om te helpen bij hemostase.
    13. Sluit de buikwand in twee lagen met 5-0 monocryl op een snijnaald van 13 mm door eerst de linea alba te sluiten en vervolgens de huid te sluiten (Figuur 6G, H).

4. Herstel en monitoring

  1. Na voltooiing van de buiksluiting, draait u de rat op zijn buik op een warm kussentje voor herstel. Ga door met isofluraan via een neuskegel op 1% gedurende 5 minuten en stop dan.
  2. Zodra de spontane ademhaling regelmatig is, verplaats je de rat naar een schone herstelkooi en plaats je deze op een warm kussen om het herstelproces voort te zetten. Plotselinge bewegingen van de rat leiden tot bloedingsrisico of een verdraaiing van de anastomose. Een langwerkende pijnstiller die voorafgaand aan de start van de operatie wordt toegediend, vergemakkelijkt het soepele herstelproces aanzienlijk.

5. Verkrijging en transplantatie van het controlekloppend hart

  1. Verkrijg controleharten van een kloppend hart (CBD) als controle om de kwaliteit van het donorhart te beoordelen in afwezigheid van ischemie.
    OPMERKING: De CBD-donor ondergaat alle stappen die zijn beschreven voor het DCD-hart, behalve de beëindiging van de beademingsondersteuning. CBD-harten worden tijdens het kloppen verkregen en volledig ondersteund door een beademingsapparaat. Toediening van cardioplegie arresteert het hart en de verkrijging en transplantatie worden op dezelfde manier voltooid als beschreven voor DCD-harten.

6. Beoordeling van de getransplanteerde hartfunctie:

  1. Met een vooraf bepaald interval vanaf het moment van harttransplantatie (24 uur tot 14 dagen), verdooft u de ontvangende rat (3% inhalatie isofluraan), plaatst u deze op een warm kussentje in rugligging en opent u de incisie in de buik om het getransplanteerde hart bloot te leggen.
  2. Plaats een ballontipkatheter via de top van de linkerventrikel om de ontwikkelde druk (DP), de max +dP/dt en de min −dP/dt te meten.
    OPMERKING: Hier werd een PowerLab-station gebruikt als data-acquisitiesysteem voor bloeddrukregistraties.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

24 uur tot 14 dagen na de heterotope harttransplantatie kan de buik worden heropend en kan het hart worden blootgesteld om de druk te meten die door de linkerventrikel wordt ontwikkeld. Een ballonkatheter wordt ingebracht in de linkerventrikel van het DCD (of CBD) hart om de ontwikkelde druk (DP), de max +dP/dt en de min −dP/dt te meten. Figuur 7 toont een voorbeeld van de verwachte DP, +dP/dt en -dP/dt van een DCD-hart in vergelijking met een CBD-hart 24 uu...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Voor een succesvolle DCD heterotope rat HTx is het van cruciaal belang dat een nauwgezette en doordachte opzet van het experiment wordt vastgesteld. Bij de gedetailleerde opstelling wordt rekening gehouden met verschillende factoren, waaronder 1) het selecteren van jonge ratten als DCD-donor, 2) het gebruik van isofluraan als het anestheticum bij uitstek, 3) effectieve toediening van cardioplegie aan het donorhart, 4) opslag van het hart van de donor in een ijskoude oplossing, 5) het bep...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs van dit manuscript hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door een Merit Review Grant toegekend aan Dr. Mohammed Quader (1I01 BX003859) en fondsen van het Pauley Heart Center aan Mohammed Quader en Dr. Stefano Toldo.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5-0 nylon suture polyamide monofilamentAros SurgicalSP17A05N-45
5-0 silk sutureSurgical SpecialtiesSP116
8-0 monofilament sutureAros SurgicalT06A08N14-13
AutoclaveSterisAmsco Lab 250
BD Insulin Syringe with Detachable Needle 1 mL SyringesFisher Scientific14-820-28
BD Syringe with Luer-Lok Tips (Without Needle) 10 mL SyringesFisher Scientific14-823-16E
Belzer University of Wisconsin cold storage solutionBridge to Life Northbrook IL USAAdenosine 1,34 g/L, Allopurinol 0,136 g/L, Glutathione 0,922 g/L, Lactobionic Acid (als Lactone) 35,83 g/L, Magnesium Sulfate heptahydrate 1,23 g/L, Pentafraction 50 g/L, Potassium Hydroxide 5,61 g/L, Potassium Phosphate monobasic 3,4 g/L, Raffinose pentahydrate 17,83 g/L
Buprenorfin SR LabZoopharm LLC
DeBakey atraumatische pedische multihoekige vasculaire klemAesculapF341T
Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters 14 GFisher Scientific14-841-10
Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters 22 GFisher Scientific14-841-20
Fogarty catheter size 4FEdwands Lifesciences120404F
Forceps met gebogen uiteindenAccurate Surgical & Scientific Instruments CorporationASSI.228
Gaymar verwarmingspompBraintree Scientific, Braintree, MA, USATP700
Germinator-500Braintree Scientific
Heparine Sodium Injectie, USP 1.000 U/mLPfizerNDC 0069-0137-01
Iris micro-schaar met rechte uiteindenAccurate Surgical & Scientific Instruments CorporationASSI.5253
Isofluraan USPPatterson VeterinaryNDC 14043070406
Ketamine HCl 100 mg/mLHenry ScheinNDC 6745710810
Lidocaine HCl 2%Aspen Veterinary07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACKFisher ScientificNC0650323steriele wattenstaafjes
Micro-schaar, rechte hoek en gebogen uiteindenBraintree ScientificSC-MS 154
NaaldhouderAccurate Surgical & Scientific Instruments CorporationASSI.BSL158met het vergrendelingsmechanisme verwijderd
Normal SalineBaxter Infusion supplies
PowerLab stationAD Instruments, Denver, COdata acquisitiesysteem
Sodium Hydroxide/Hydrochloric Acidstel de oplossing in op pH 7,4
Sprague Dawley rattenmannetje, 8–16 weken oud, <400 g gewicht
Chirurgische microscoopLeikaModel M525 F40
SurgicelEthiconabsorbeerbare hemostaat
Temperatuursonde Therma Waterproof Type T Hoge Precisie Thermokoppel MeterThermoworksTHS-232-107
Pincet met hoge precisiepuntExcelta17-456-109
Vecuronium BromideSigma-AldrichPHR1627verdund in PBS voor 100 mg/mL
VenteliteHarvard Apparatus, Holliston, MA, USA
Xylazine 100 mg/mLPivetal AnasedNDC 04606675002

Referenties

  1. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  2. Colvin, M., et al. OPTN/SRTR 2019 annual data report: Heart. American Journal of Transplantation. 21, Supplement 2 356-440 (2021).
  3. Smith, D. E., et al. Early experience with donation after circulatory death heart transplantation using normothermic regional perfusion in the United States. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. (21), 01316-01317 (2021).
  4. Lesnefsky, E. J., Chen, Q., Tandler, B., Hoppel, C. L. Mitochondrial dysfunction and myocardial ischemia-reperfusion: Implications for novel therapies. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 57, 535-565 (2017).
  5. Quader, M., et al. The commonalities and differences in mitochondrial dysfunction between ex vivo and in vivo myocardial global ischemia rat heart models: Implications for donation after circulatory death research. Frontiers in Physiology. 11, 681(2020).
  6. Wyss, R. K., et al. Mitochondrial integrity during early reperfusion in an isolated rat heart model of donation after circulatory death-consequences of ischemic duration. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (6), 647-657 (2019).
  7. Quader, M., et al. Refining murine heterotopic heart transplantation: A model to study ischemia and reperfusion injury in donation after circulatory death hearts. Animal Models and Experimental Medicine. 4 (3), 283-296 (2021).
  8. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Eighth Edition. , The National Academies Press. Washington (NIH Publication, Rockville MD. 86(2011).
  9. Jagger, J., Detmer, D. E., Cohen, M. L., Scarr, P. R., Pearson, R. D. Reducing blood and body fluid exposures among clinical laboratory workers. Meeting the OSHA standards. Clinical Laboratory Management Review. 6 (5), 415-417 (1992).
  10. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  11. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  12. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  13. Wang, D., Opelz, G., Terness, P. A simplified technique for heart transplantation in rats: Abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  14. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. New England Journal of Medicine. 357 (11), 1121-1135 (2007).
  15. Quader, M., Mezzaroma, E., Wickramaratne, N., Toldo, S. Improving circulatory death donor heart function: A novel approach. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery Techniques. 9, 89-92 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Heterotopische transplantatieDCD-hartmodelUniversity of Wisconsin-oplossingvasculaire klemhartperfusieballonpuntkathetercardiale histologiemoleculaire analyse

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.