Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Methoden voor het fokken van de parasitoïde Ganaspis brasiliensis, een veelbelovend biologisch bestrijdingsmiddel voor de invasieve Drosophila suzukii

4.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/63898

⸱

2 juni 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

In dit artikel

Samenvatting

Ganaspis brasiliensis - een larvale parasitoïde van Drosophila suzukii (een wereldwijde invasieve fruitgewasplaag) - is goedgekeurd of wordt overwogen voor introductie in Europa en de Verenigde Staten voor biologische bestrijding van deze plaag. Dit artikel geeft protocollen voor zowel kleinschalige als grootschalige opfok van deze parasitoïde.

Samenvatting

Inheems in Oost-Azië, heeft de gevlekte vleugel drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), zich het afgelopen decennium op grote schaal gevestigd in Noord- en Zuid-Amerika, Europa en delen van Afrika, en is het een verwoestende plaag geworden van verschillende zachthuidige vruchten in de binnengevallen regio's. Biologische bestrijding, vooral door middel van zichzelf in stand houdende en gespecialiseerde parasitoïden, zal naar verwachting een haalbare optie zijn voor duurzaam gebiedsbreed beheer van deze zeer mobiele en polyfagote plaag. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is een larvale parasitoïde die wijd verspreid is in Oost-Azië en een van de meest effectieve parasitoïden van D. suzukii is gebleken.

Na rigoureuze pre-introductie evaluaties van de werkzaamheid en potentiële niet-doelrisico's, is een van de meer gastheerspecifieke genetische groepen van deze soort (G1 G. brasiliensis) onlangs goedgekeurd voor introductie en veldintroductie in de Verenigde Staten en Italië. Een andere genetische groep (G3 G. brasiliensis), die ook vaak werd gevonden om D. suzukii in Oost-Azië aan te vallen, kan in de nabije toekomst worden overwogen voor introductie. Er is momenteel een enorme belangstelling voor het fokken van G. brasiliensis voor onderzoek of in massaproductie voor veldintroductie tegen D. suzukii. Dit protocol en het bijbehorende videoartikel beschrijven effectieve opfokmethoden voor deze parasitoïde, zowel op kleine schaal voor onderzoek als op grote schaal voor massaproductie en veldafgifte. Deze methoden kunnen profiteren van verder langetermijnonderzoek en gebruik van deze Aziatische parasitoïde als een veelbelovend biologisch bestrijdingsmiddel voor deze wereldwijde invasieve plaag.

Inleiding

Inheems in Oost-Azië, heeft de gevlekte vleugel drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), zich op grote schaal gevestigd in Amerika, Europa en delen van Afrika 1,2. De vlieg is extreem polyfaag en kan verschillende gekweekte en wilde vruchten met zachte en dunne schil gebruiken in zijn inheemse en binnengevallen regio's 1,2,3. De huidige managementstrategieën voor deze plaag zijn sterk afhankelijk van het frequente gebruik van insecticiden die zich richten op volwassen vliegen in akkers wanneer gevoelige vruchten rijpen. Herhaalde sprays worden vaak gebruikt, mogelijk als gevolg van consistente overloop van reservoirvliegpopulaties van niet-gewashabitats en gebrek aan effectieve natuurlijke vijanden die in de binnengevallen regio's wonen 1,4. Biologische bestrijding, vooral door middel van zichzelf in stand houdende gespecialiseerde parasitoïden, kan helpen bij het onderdrukken van vliegpopulaties op landschapsniveau en een cruciale rol spelen voor duurzaam gebiedsbreed beheer van deze zeer mobiele en polyfagote plaag 4,5,6.

In het afgelopen decennium hebben onderzoekers hun inspanningen gericht op het ontdekken van co-geëvolueerde parasitoïden van Drosophila suzukii in de inheemse bereiken van de vlieg in Oost-Azië 7,8,9, evenals effectieve maar nieuw geassocieerde parasitoïden in de binnengevallen gebieden van de vlieg in Noord- en Zuid-Amerika en Europa 4,5,6. In de nieuw binnengevallen gebieden van de vlieg zijn vaak voorkomende larvale Drosophila-parasitoïden, zoals Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) en L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), niet in staat om zich te ontwikkelen uit of lage parasitismeniveaus op D. suzukii te hebben vanwege de sterke immuunresistentie van de vlieg10. Alleen enkele kosmopolitische en generalistische popparasitoïden zoals Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) en Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) in Noord-Amerika en Europa, en Trichopria anastrephae Lima in Zuid-Amerika kunnen zich gemakkelijk ontwikkelen uit deze vlieg4. Verkenningen in Oost-Azië hebben daarentegen een aantal larvale parasitoïden van D. suzukii 4,5,6 ontdekt. Onder hen, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering en Leptopilina japonica Novković & Kimura zijn de dominante larvale parasitoïden 7,8,9,11. In het bijzonder waren de twee figitiden (L. japonica en G. brasiliensis) de belangrijkste parasitoïden die voornamelijk werden aangetroffen in vers fruit besmet met D. suzukii en/of andere nauw verwante drosofiiden in natuurlijke vegetatie 7,8,9. Deze drie Aziatische larvale parasitoïden werden geïmporteerd in quarantainefaciliteiten in de VS en Europa en geëvalueerd op hun relatieve efficiëntie 12,13,14,15,16,17, klimatologisch aanpassingsvermogen 18, potentiële interspecifieke competitieve interacties 19 en, belangrijker nog, gastheerspecificiteit 8,20,21 ,22.

Quarantaine-evaluaties toonden aan dat Ganaspis brasiliensis meer gastheerspecifiek was voor Drosophila suzukii dan andere geteste Aziatische larvale parasitoïden, hoewel het waarschijnlijk bestaat uit verschillende biotypen of cryptische soorten met variërende gastheerspecificiteit 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 groepeerden Ganaspis-individuen uit verschillende geografische regio's in vijf genetische groepen (genaamd G1-G5) op basis van moleculaire analyses van het mitochondriale cytochroomoxidase I-genfragment. De G2- en G4-groepen worden alleen gerapporteerd vanaf een paar Zuid-Aziatische tropische locaties, en de G5-groep werd gerapporteerd vanuit Azië en andere regio's (bijv. Argentinië, Brazilië, Hawaï en Mexico) van onbekende gastheer (en) (Buffington, persoonlijke observatie). Veldcollecties van wilde vruchten besmet door D. suzukii in Zuid-Korea7, China8 en Japan 9,23,25 vonden alleen G1 of een mengsel van exemplaren die de groepen G1 en G3 vertegenwoordigen. De twee groepen lijken sympatrisch te zijn en bestaan naast elkaar op dezelfde waardplanten die worden bewoond door D. suzukii en andere nauw verwante gastheervliegen. Niettemin zijn er enkele verschillen waargenomen tussen de twee groepen, waarbij G1 schijnbaar een hogere mate van gastheer- of gastheer-habitat-specificiteit heeft dan D. suzukii dan G3, hoewel ze beide een aantal nauw verwante soorten aanvallen in de quarantainetests21,22. Verdere gedetailleerde moleculaire analyses kunnen helpen bij het bepalen van de soortstatus, vooral voor de G1- en G3-groepen. Deze studie verwijst naar hen als G1 G. brasiliensis en G3 G. brasiliensis. Sommige vroege studies noemden de G1 G. brasiliensis ook als G. cf. brasiliensis 14,21,22. De G1 G. brasiliensis is onlangs goedgekeurd voor veldintroductie tegen D. suzukii in de VS en Italië (verschillende andere Europese landen overwegen momenteel ook de introductie ervan), terwijl de G3 G. brasiliensis in de nabije toekomst in aanmerking kan komen voor veldintroductie. Recente enquêtes vonden ook adventieve populaties van zowel L. japonica als G1 G. brasiliensis in British Columbia, Canada26, en Washington State, VS (Beers et al., ongepubliceerde gegevens), en adventieve L. japonica-populaties in de provincie Trento, Italië27.

Gezien de grote belangstelling voor de ontwikkeling van biologische bestrijdingsprogramma's voor drosophila suzukii-beheer en het aanzienlijke biologische bestrijdingspotentieel van avontuurlijke en opzettelijke introducties van Ganaspis brasiliensis, is er behoefte aan efficiënte kweekmethoden voor deze larvale parasitoïde voor toekomstig langetermijnonderzoek en / of veldintroductie. Dit protocol en het bijbehorende videoartikel beschrijven twee sets opfokmethoden voor deze parasitoïde: (1) kleinschalige laboratoriumopfok in kolven met behulp van een mengsel van gastheerfruit (bosbes) en kunstmatig dieet voor de cultuur van D. suzukii. De methoden werden ontwikkeld met behulp van G3-materiaal dat oorspronkelijk was verzameld in Kunming, China8. (2) Massale opfok voor het uitzetten in het veld in grote kooien met gastheervruchten (blauwe bessen) voor de cultuur van D. suzukii. De genetische groep die werd gebruikt voor de grootschalige opfok was G1-stam afkomstig uit Tokio, Japan 9,22. Andere schalen van kweekmethoden, zoals het gebruik van flacons of kleine containers voor beide groepen, worden ook kort besproken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Methoden voor kleinschalige laboratoriumopfok van G3 Ganaspis brasiliensis

  1. Bereid gastheer dieet voor.
    1. Voeg 600 ml gedestilleerd water toe aan een glazen container van 1.500 ml en verwarm het water op een hete plaat.
    2. Voeg 88,6 g in de handel verkrijgbare droge voeding (gemaakt van agar, biergist, maïsmeel, methylparabenen en sucrose) toe of bereid een dieet met behulp van de formule gepubliceerd door Dalton et al.28 (zie stap 2.1.2).
    3. Voeg 300 ml gedestilleerd water toe aan het droge dieet en roer het dieetmengsel grondig.
    4. Voeg het mengsel toe aan het kokende water.
    5. Laat het vloeibare dieet op de hete plaat 10 minuten koken terwijl u het mengsel regelmatig roert om te voorkomen dat het verbrandt.
    6. Laat het dieet 30 minuten bij kamertemperatuur afkoelen terwijl je het af en toe roert om de afgifte van warmte gelijkmatig te verdelen en te voorkomen dat het dieet op het oppervlak stolt.
    7. Meet 6,7 ml 95% EtOH in één container en 3,5 ml propionzuuroplossing van 1 M in een andere container.
    8. Zodra het dieet is afgekoeld, voegt u de EtOH en vervolgens de propionzuuroplossing toe, grondig roerend na elke toevoeging.
    9. Bereid bosbessen (gekocht van de lokale markt) door ze te spoelen in koud water, vervolgens in een natriumhypochlorietbleekoplossing (verdund tot 5%) en weer koud water.
    10. Droog het fruit af met een papieren handdoek en pureer ze handmatig totdat de schil van elke vrucht is gebroken en de sappen en het vruchtvlees worden blootgesteld.
    11. Voeg 25-30 g gepureerde bosbessen toe aan elke kolf van 250 ml. Tik op de zijkanten van de kolf om ervoor te zorgen dat de binnenbodem van de kolf bedekt is met een gelijkmatige laag gepureerde bosbessen.
    12. Giet het bereide dieet in elke kolf, zodat het alleen de bovenkant van de gepureerde bosbessen bedekt.
    13. Voeg schuimstoppers toe aan de halzen van de kolven en laat het dieet stollen bij kamertemperatuur (figuur 1).
    14. Zodra het dieet is gestold, gebruik het dan onmiddellijk of bewaar het bij 5 °C gedurende maximaal 3 weken.
  2. Achterste gastheer Drosophila suzukii.
    1. Haal het opgeslagen dieet uit de koelkast en laat het in evenwicht zijn met de omgevingstemperatuur op kamertemperatuur, of gebruik een vers gemaakt dieet.
    2. Snijd een stuk absorberend keukenpapier (bijv. 5 cm x 20 cm) en draai het in het midden. Plaats het gedraaide middengedeelte van het keukenpapier in de kolf (figuur 1).
    3. Maak het keukenpapier en het oppervlak van het dieet nat met gedestilleerd water om vocht vast te houden.
    4. Breng geslachtsrijpe volwassen vliegen over van de huidige kolonievliegkolven naar een nieuwe dieetkolf door de stop op de oude kolf voorzichtig te verwijderen en de kolf snel om te keren en de opening van de oude kolf uit te lijnen met de nieuwe kolf.
    5. Tik voorzichtig op de zijkant van de oude kolf om de vliegen in de nieuwe kolf te laten vallen. Zorg ervoor dat er ~25-30 paringsparen D. suzukii in de nieuwe kolf zitten. Zodra er voldoende vliegen in de nieuwe kolf zitten, draai je de oude kolf snel rechtop en vervang je de stoppen op beide kolven.
    6. Herhaal de overdrachten van vliegen totdat er geen vliegen meer in de oude kolven achterblijven. Combineer of verzamel indien nodig vliegen uit meer dan één oude kolf in een nieuwe kolf om ervoor te zorgen dat er voldoende vliegen (20-30 paar) per kolf zijn.
    7. Houd de nieuwe kolven na een week blootstelling aan volwassen vliegen onder geschikte omstandigheden (21 °C, 16 L: 8 D fotoperiode, 60% -80% relatieve vochtigheid [RH%]) gedurende 3 weken in een omgevingskamer voor het ontstaan van de vlieg.
  3. Stel gastheerlarven bloot aan parasitoïden.
    1. Neem een kolf (zie stap 1.2.7) met vliegeneieren en larven nadat eventuele volwassen vliegen en het gedraaide papieren handdoekje uit de kolf zijn verwijderd.
    2. Vouw een stuk absorberend keukenpapier doormidden en doe het in de kolf als verpoppingssubstraat voor geparasiteerde larven.
    3. Aspirateer zes vrouwelijke en mannelijke paren G3 G. brasiliensis in elke kolf (figuur 1). Strooi een dun laagje honing op de bodem van de schuimstop.
    4. Laat de sluipparasieten 5 dagen in de kolf zitten.
    5. Verwijder na een blootstelling van 5 dagen de sluipieten en houd de kolven onder de hierboven beschreven omstandigheden gedurende 35 dagen in een omgevingskamer totdat de verwachte wesp opduikt.
  4. Verzamel en bewaar volwassen parasitoïden.
    1. Controleer tijdens de tweede en derde incubatieweek wekelijks de kolven op vroege opkomst van de gastheer en verwijder de volwassen vliegen.
    2. Zodra volwassen parasitoïden beginnen tevoorschijn te komen, aspirateert u ze drie keer per week en houdt u ze in flacons met drosophila (bijv. 2,5 cm x 9,5 cm) (figuur 1).
    3. Plaats een klein stukje keukenpapier bevochtigd, maar niet verzadigd, met gedestilleerd water op de bodem van de injectieflacon.
    4. Voeg ~60 parasitoïden toe aan elke injectieflacon en label de injectieflacon met de opkomstdata. Strooi twee keer per week een dun laagje honing op de bodem van de schuimstop. Bewaar de injectieflacons met volwassen parasitoïden onder de hierboven beschreven omstandigheden in de omgevingskamer gedurende maximaal een maand als ze niet eerder worden gebruikt.
    5. Verwijder het papier eens in de 4-7 dagen in de injectieflacon of vervang het papieren handdoekje als er tekenen van schimmel zijn.

2. Methoden voor grootschalige opfok van G1 Ganaspis brasiliensis

  1. Implementeer een grootschalige opfok van gastheer Drosophila suzukii.
    1. Achter D. suzukii in grote, met gaas bedekte kooien (bijv. 50 cm x 50 cm x 100 cm) met elk 1.500-2.000 geslachtsrijpe volwassen vliegen (geslachtsverhouding 50:50) (figuur 2).
    2. Bereid het standaard Drosophila Medium (SDM) door alle ingrediënten (6 g bacteriologische agar, 75 g maïsmeel, 17 g voedingsgist, 15 g sacharose, 10 g sojameel, 10 ml propionzuur) gedurende 10 minuten in 1 l gedestilleerd water te koken terwijl u het mengsel periodiek roert om te voorkomen dat het28 verbrandt.
    3. Laat het mengsel 5 min afkoelen en voeg 5 g ascorbinezuur toe.
    4. Giet de vers gekookte SDM in petrischalen van 9 cm en laat het medium stollen bij kamertemperatuur voordat u de borden sluit.
    5. Stapel de SDM Petrischalen op, wikkel de stapel met aluminiumfolie en bewaar de gerechten maximaal 2 weken op 4 °C.
    6. Plaats in elke opfokkooi een plaat met in water gedrenkt katoen en vier tot zes petrischalen met SDM (figuur 2).
    7. Vervang twee keer per week de besmette SDM Petrischalen door verse.
    8. Plaats de besmette SDM petrischalen zonder deksels afzonderlijk in plastic bekers (13,3 cm diameter of 800 ml), sluit elke beker met een bekleding van fijnmatjes (<0,5 mm) en incubeer gedurende 12-15 dagen bij 23 °C en 75% RV (figuur 2).
    9. Breng de pas uitgekomen D. suzukii-volwassenen over van de plastic bekers naar de opfokkooien.
  2. Bereid gastheerlarven voor.
    1. Spoel de bosbessen in koud water gedurende 1 min en week de vruchten in een bassin gevuld met een bleekoplossing (verdund tot 5%) gedurende 3 minuten.
    2. Giet de bleekoplossing af en vul het bassin met koud water om de bosbessen af te spoelen. Meng voorzichtig met de hand gedurende ten minste 30 s.
    3. Herhaal stap 2.2.2 met ten minste driemaal vers water om bleekresten en andere geleedpotigen (bijv. mijten, trips) die op de vrucht aanwezig kunnen zijn, te verwijderen.
    4. Leg het fruit op een schaal met verschillende lagen absorberende papieren handdoeken en kantel de schaal voorzichtig heen en weer, rol de bessen rond om ze te drogen.
    5. Bereid verschillende petrischalen van 9 cm (de bovenste of de onderste helften, naar boven gericht) en vul ze allemaal met de gewassen bosbessen (15-25 vruchten per bord, afhankelijk van de vruchtgrootte).
    6. Stel de petrischalen in de late namiddaguren bloot aan geslachtsrijpe volwassen vliegen in de kooien van de gastheer (zie stap 2.1) en laat ze 's nachts staan.
    7. Verwijder de volgende ochtend de petrischalen uit de opfokkooien van de gastheer door er zachtjes op te blazen of erop te tikken om de vliegen op de vruchten los te maken en het aangetaste fruit te gebruiken voor het fokken van parasitoïden (zie stap 2.4).
  3. Implementeer een grootschalige opfok van parasitoïden.
    1. Gebruik twee soorten kooien om de sluipoïde groot te brengen: een voor parasitisme en een andere voor het verschijnen van wespen.
    2. Zorg ervoor dat de parasitismekooi kubiek is (bijv. 45 cm aan elke kant) met een doorzichtig plastic paneel aan de voorkant voor het observeren van insectenactiviteit, twee 18 cm mouwopeningen in het voorpaneel voor het toevoegen of verwijderen van insecten en het vervangen van voedselmateriaal, en fijn polyester gaas (bijv. 96 x 26 gaas) aan de boven- en zijkanten voor ventilatie.
    3. Maak de opkomstkooi kleiner (bijv. 30 cm aan elke kant), met een enkele mouwopening aan twee tegenover elkaar liggende zijden en een doorzichtig plastic paneel aan de voorkant voor zichtbaarheid (figuur 2).
    4. Zorg ervoor dat beide kooitypen een dun touwtje hebben dat onder het plafond hangt waaraan één tot meerdere feeders kunnen worden opgehangen (figuur 2).
      OPMERKING: Een feeder bestaat uit een grote cilindrische schuimstop (9 cm diameter) bedekt met verspreide honingdruppels en kan op de vloer van de kooi worden geplaatst of aan het plafond van de kooi worden gehangen (figuur 2).
    5. Geef in elke kooi water in een rechtwandige drosophila-injectieflacon (2,5 cm x 9,5 cm) die om de 5-7 dagen is afgesloten met een celluloseacetaatplug (2,5 cm diameter), afhankelijk van de RV. Hang de injectieflacon ondersteboven aan het plafond van de kooi (figuur 2).
  4. Stel de gastheerlarven bloot aan de parasitoïden.
    1. Stel de met gastheer besmette vruchten in de petrischalen bloot aan G1 G. brasiliensis onmiddellijk na D. suzukii nachtelijke besmetting (zie stap 2.2.7).
    2. Laat de 10-15 petrischalen met besmet fruit gedurende 2-3 dagen in de parasitisatiekooi met 1.500-2.000 wespen staan.
    3. Gebruik plastic bekers (13,3 cm diameter of 800 ml) met lagen absorberend papier op de bodem om het fruit met de geparasiteerde gastheren te verzamelen (figuur 2).
    4. Plaats de open bekers in de eclosiekooi en incubeer gedurende ten minste 28 dagen bij 21 °C en 65% RV (figuur 2).
    5. Controleer tijdens de tweede en derde incubatieweek de kooi wekelijks op vroege gastheer-eclosie en verwijder de volwassen vliegen om de opeenvolgende verzameling parasitoïden te vergemakkelijken.
    6. Voeg aan het einde van de vierde incubatieweek een feeder en een waterbron toe aan de kooi.
  5. Verzamel en bewaar de volwassen parasitoïden.
    1. Zodra de opkomst van parasitoïden begint, verzamel je een deel (10% -15%) van de volwassenen en breng je ze terug naar de parasitismekooi om oude onproductieve individuen te vervangen.
    2. Verzamel en bewaar de resterende parasitoïden in plastic bekers (13,3 cm diameter of 800 ml) (figuur 3A).
    3. Plaats een buis (2 ml) gevuld met water en afgesloten met een tandheelkundige katoenen rol (1 cm x 3,8 cm) aan de onderkant van de beker (figuur 3A).
    4. Sluit de beker met een aangepast deksel met een afneembare schuimstop (diameter van 3,5 cm) als feedersubstraat en een met gaas bedekt gat voor ventilatie (figuur 3B).
    5. Voeg tot 700 volwassenen toe aan elke cup (geslachtsverhouding 50:50), label de cup met de opkomstdatum en bewaar deze in een omgevingskamer (17 °C; 65% RH) tot gebruik, of gedurende maximaal 1 maand (figuur 3B).
  6. Verzend de volwassen parasitoïden.
    1. Gebruik conische buizen (50 ml) om de volwassen parasitoïden te verzenden.
    2. Prik een ventilatiegat (8 mm diameter) op de dop en bedek het met een fijnmazig net (figuur 3C).
    3. Voeg een celluloseacetaatvoedingsring toe aan de binnenkant van de dop (figuur 3C).
    4. Bereid een verzadigde sucrose-oplossing met gedestilleerd water, breng een paar druppels aan op de voedingsring en laat deze de vloeistof absorberen.
    5. Plaats een waaiervormig stuk absorberend keukenpapier in de buis (figuur 3D).
    6. Voeg ~ 200 volwassen parasitoïden toe aan elke buis en plaats de buizen in een geïsoleerde zeecontainer samen met ijspakken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Figuur 4 toont representatieve resultaten van de kleinschalige laboratoriumopfok van G3 Ganaspis brasiliensis met behulp van twee verschillende parasitoïde dichtheden (zes of 10 paar) en twee verschillende blootstellingstijden (5 of 10 dagen) in de quarantainefaciliteit van de USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Er waren 14 replicaties voor elke combinatie van parasitoïde dichtheid en blootstellingstijd. In totaal produceerden de 64 kolven 4.018 wespen ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Langetermijnonderzoek en daaropvolgende veldintroducties van een biologisch bestrijdingsmiddel zijn afhankelijk van de beschikbaarheid van effectieve en economische opfoktechnieken. De beschreven methoden in deze studie hebben bewezen efficiënte protocollen te zijn voor zowel kleinschalige als grootschalige opfok van Ganaspis brasiliensis. Het kleinschalige opfokprotocol is in de loop van meerdere jaren ontwikkeld om de hoeveelheid arbeid te optimaliseren en gespecialiseerde apparatuur te verminderen die nodig i...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.

Dankbetuigingen

De auteurs bedanken Lukas Seehausen en Marc Kenis (CABI, Zwitserland) voor het vriendelijk verstrekken van G1 G. brasiliensis. Financiering in Italië werd verstrekt door Provincia Autonoma di Trento, Trento, Italië, en in de VS door het National Institute of Food and Agriculture, USDA Specialty Crops Research Initiative award (# 2020-5118-32140), USDA Animal and Plant Health Inspection Service (Farm Bill, fonds 14-8130-0463) en USDA ARS CRIS-basisfondsen (project 8010-22000-033-00D). De USDA is een aanbieder van gelijke kansen en werkgever en onderschrijft geen producten die in deze publicatie worden genoemd.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Actieve droge gistFleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USAGeenWordt gebruikt om fruit te bedekken om schimmelgroei te verminderen en de aantrekkingskracht van fruit op vliegen te verhogen
Bacteriologische agarMerk Life Science S.r.l., Milaan, ItaliëA1296 - 5KGWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
BleekoplossingClorox Company, Oakland, CA, USAGeenWordt gebruikt om vleesfruit te desinfecteren
Blauwe stopAzer Scientific, Morgantown, PA, USAES3837Wordt gebruikt om de buis te verzegelen terwijl ventilatie voor insecten wordt toegestaan
BlaubessenSupermarkt, Newark, DE, USAGeenWordt aangeboden als gastheerfruit voor de vliegen (verschillende andere soorten fruit kunnen ook worden gebruikt)
BugDorm insectenkweekkooi (B24,5 x D24,5 x H63,0 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E3030Wordt gebruikt voor het fokken van parasieten (parasitismekooi)
BugDorm insectenkweekkooi (B32,5 x D32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4590Wordt gebruikt voor het fokken van vliegen
BugDorm insectenkweekkooi (B32,5 x D32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan4E4545Wordt gebruikt voor het fokken van parasieten (uitkomkooi)
Kippengaas (0,64 cm, 19 gauge)Everbilt, OH, USA308231EBWordt gebruikt om het fruit op te tillen om maximale parasietenovipositie mogelijk te maken
MaïsmeelSupermarkt, Trento, TN, ItaliëGeenWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
Tandkatoenrol (1 x 3,8 cm)Gima S.p.A., Gessate, MI, Italië35000Wordt gebruikt voor het aanbieden van water aan de parasieten in de opslagcontainer
Drosophila-dieetFrontier Scientific, Newark, DE, USATF1003Aangepaste voeding gebruikt om vliegen op te voeden
Drosophila-flesjesdop, Polystyreen (2,5 x 9,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US75813-160Wordt gebruikt voor het aanbieden van water aan de parasieten in de kooi
Drosophila-flesjesdoppen, Celluloseacetaat (2,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US89168-886Wordt gebruikt voor het aanbieden van water aan de parasieten in de kooi
Erlenmeyerkolf (250 mL)Carolina Biological, Burlington, NC, USA731029Wordt gebruikt voor het fokken van vliegen en parasieten
Falcon-stijl centrifugebuis (50 mL)VWR International, LLC., Radnor, PA, USVWRI525-0611Gemodificeerd om volwassen parasieten te verzenden
SchuimstopJaece Industries, North Tanawanda, NY, USAL800-CWordt gebruikt om de kolven te verzegelen terwijl ventilatie voor insecten wordt toegestaan
HoningSupermarkt, Newark, DE, USAGeenWordt aangeboden als voedsel voor parasieten
Identi-Plug kunststof schuimstopFisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US14-127-40EWordt gebruikt als feeder voor parasieten en om de opslagcontainer te verzegelen
Industrieel papieren handdoekSupermarkt, Newark, DE, USAGeenWordt aangeboden als poppensubstraat voor poppen en verminderde vocht
Micron mesh weefsel (250 mL)Industrial Netting, Maple Grove, MN, USAWN0250-72Wordt gebruikt om een ventilatiedop voor insecten te maken
Nutritionele gist (vlokken)Supermarkt, Trento, TN, ItaliëGeenWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
Papieronderzet (10,2 cm)Hoffmaster, WI, USA35NG26Wordt aangeboden als poppensubstraat voor vliegen en geparasiteerde poppen
Kunststof beker (Ø 13,3 cm, 800 mL)Berry Superfos, Taastrup, DenemarkenUnipak 5134Gemodificeerd om volwassen parasieten op te slaan
Kunststof deksel (Ø 13,3 cm)Berry Superfos, Taastrup, DenemarkenPP 2830Gemodificeerd om volwassen parasieten op te slaan
PropionzuurMerk Life Science S.r.l., Milaan, ItaliëP1386 - 1LWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
SaccharoseSupermarkt, Trento, TN, ItaliëGeenWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
Soepkom met deksel (475 mL)StackMan, VietnamDC1648Wordt gebruikt voor geparasiteerde larven om te poppen
SojabonenmeelSupermarkt, Trento, TN, ItaliëGeenWordt gebruikt om het standaard Drosophila-medium te bereiden
Witte vilten ring (0,64 cm dik, 5 mm ID x 20 mm OD)Quiklok, Lincoln, NH, USWFW/.25 x 5 x 20 mmWordt gebruikt als voederring voor parasieten

Referenties

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054(2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13(2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839(2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721(2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000(2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096(2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611(2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Kweek van parasito denmassakweekmethodenbereiding van gastheerdieetparasiteringskooiuitvliegen van wespenbestrijding van invasieve plagenplagen van zacht fruit
Methoden voor het fokken van de parasitoïde Ganaspis brasiliensis, een veelbelovend biologisch bestrijdingsmiddel voor de invasieve Drosophila suzukii
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.