Methodenartikel

Hoge resolutie cardiale positronemissietomografie/computertomografie voor kleine dieren

DOI:

10.3791/64066

⸱

16 december 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNR Institute of Clinical Physiology, 2Sant’Anna School of Advanced Studies, 3Fondazione Regione Toscana/CNR “G. Monasterio”

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier presenteren we een experimenteel beeldvormingsprotocol voor de kwantificering van de hartfunctie en morfologie met behulp van hoge resolutie positronemissietomografie / computertomografie voor kleine dieren. Zowel muizen als ratten worden overwogen en bespreken de verschillende vereisten van computertomografiecontrastmiddelen voor de twee soorten.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Positronemissietomografie (PET) en computertomografie (CT) behoren tot de meest gebruikte diagnostische beeldvormingstechnieken en dienen beide bij het begrijpen van de hartfunctie en het metabolisme. In preklinisch onderzoek worden speciale scanners met een hoge gevoeligheid en een hoge spatio-temporele resolutie gebruikt, ontworpen om te voldoen aan de veeleisende technologische vereisten die worden gesteld door de kleine hartomvang en zeer hoge hartslag van muizen en ratten. In dit artikel wordt een bimodaal cardiaal PET/CT-beeldvormingsprotocol voor experimentele muis- en/of rattenmodellen van hartaandoeningen beschreven, van diervoorbereiding en beeldacquisitie en reconstructie tot beeldverwerking en visualisatie.

In het bijzonder maakt de 18F-gelabelde fluorodeoxyglucose ([18F] FDG) -PET-scan het mogelijk om het glucosemetabolisme in de verschillende segmenten van de linker ventrikel (LV) te meten en te visualiseren. Polar kaarten zijn handige hulpmiddelen om deze informatie weer te geven. Het CT-deel bestaat uit een tijd-opgeloste 3D-reconstructie van het hele hart (4D-CT) met behulp van retrospectieve gating zonder elektrocardiografie (ECG) leads, waardoor de morfofunctionele evaluatie van de LV en de daaropvolgende kwantificering van de belangrijkste hartfunctieparameters, zoals ejectiefractie (EF) en beroertevolume (SV) mogelijk is. Met behulp van een geïntegreerde PET/CT-scanner kan dit protocol worden uitgevoerd binnen dezelfde anesthesie-inductie zonder dat het dier tussen verschillende scanners hoeft te worden verplaatst. Daarom kan PET / CT worden gezien als een uitgebreid hulpmiddel voor de morfofunctionele en metabole evaluatie van het hart in verschillende kleine diermodellen van hartaandoeningen.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kleine diermodellen zijn uiterst belangrijk voor de vooruitgang van het begrip van hart- en vaatziekten 1,2. Niet-invasieve, diagnostische beeldvormingstools hebben de afgelopen decennia een revolutie teweeggebracht in de manier waarop we naar de hartfunctie kijken, zowel in klinische als preklinische omgevingen. Wat de kleine diermodellen van hartziekten betreft, zijn specifieke beeldvormingsinstrumenten ontwikkeld met een zeer hoge spatiotemporele resolutie. Dergelijke instrumenten kunnen dus overeenkomen met de behoefte aan nauwkeurige kwantificering van de relevante metabole en kinetische myocardiale parameters op de zeer kleine en zeer snel bewegende harten van muizen en ratten in specifieke ziektemodellen, zoals hartfalen (HF)3 of myocardinfarct (MI)4. Hiervoor zijn verschillende modaliteiten beschikbaar, elk met hun eigen sterke en zwakke punten. Echografie (VS) beeldvorming is de meest gebruikte modaliteit vanwege de grote flexibiliteit, zeer hoge temporele resolutie en relatief lage kosten. De acceptatie van Amerikaanse cardiale beeldvorming bij kleine dieren is aanzienlijk toegenomen sinds de komst van systemen met sondes met ultrahoge frequentie 5,6, met ruimtelijke resoluties van minder dan 50 μm.

Een van de belangrijkste nadelen van de VS voor volledig 3D cardiale beeldvorming is de behoefte aan lineaire scans langs de hartas door de sonde op een gemotoriseerde vertaalfase te monteren om een volledige stapel dynamische B-modusbeelden van het hele hart te maken7. Uiteindelijk leidt deze procedure (na nauwkeurige ruimtelijke en temporele registratie van de beelden die in elke probepositie zijn verkregen) tot een 4D-beeld met verschillende ruimtelijke resoluties tussen de in-plane en out-of-plane richtingen. Hetzelfde probleem van niet-uniforme ruimtelijke resolutie doet zich voor bij cardiale MR (CMR),8 die nog steeds de gouden standaard vertegenwoordigt in de functionele beeldvorming van het hart. Echte isotrope 3D-beeldvorming kan in plaats daarvan worden verkregen met behulp van zowel computertomografie (CT) als positronemissietomografie (PET)9. PET biedt een zeer gevoelig hulpmiddel in termen van beeldsignaal per hoeveelheid geïnjecteerde sonde (in het nanomolaire bereik), ook al lijdt het aan een verminderde ruimtelijke resolutie in vergelijking met CT, MR of US. Het belangrijkste voordeel van PET is het vermogen om de cellulaire en moleculaire mechanismen weer te geven die ten grondslag liggen aan de pathofysiologie van het orgaan. Een PET-scan na de injectie van [18F]FDG maakt bijvoorbeeld de reconstructie mogelijk van een 3D-kaart van het glucosemetabolisme in het lichaam. Door dit te combineren met dynamische (d.w.z. tijd-opgeloste) data-acquisitie, kan tracer kinetische modellering worden gebruikt om parametrische kaarten van de metabole snelheden van glucoseopname (MRGlu) te berekenen, die belangrijke informatie zal opleveren over de levensvatbaarheid van myocardien10.

CT vereist aanzienlijke volumes externe contrastmiddelen (CA) bij hoge concentraties (tot 400 mg jodium per ml) om een meetbare verbetering van de relevante weefselcomponenten (bijv. Bloed versus spier) te bieden, maar het blinkt uit in ruimtelijke en temporele resolutie, vooral bij het gebruik van state-of-the-art micro-CT-scanners die zijn ontworpen voor beeldvorming van kleine dieren. 11 Een typisch ziektemodel waarin het cardiale PET/CT kan worden toegepast, is de experimentele evaluatie van myocardinfarct en hartfalen en de daarmee samenhangende respons op therapie. Een veel voorkomende manier om MI bij kleine dieren te induceren is door chirurgische ligatie van de linker anterieur dalende (LAD) kransslagader12,13 en vervolgens longitudinaal de progressie van de ziekte en de cardiale remodellering in de daaropvolgende dagente evalueren 4. Niettemin is de kwantitatieve morfofunctionele evaluatie van het hart bij kleine dieren grotendeels ook toepasbaar voor andere ziektemodellen, zoals de evaluatie van het effect van veroudering op hartfunctie14 of veranderde receptorexpressie in modellen van obesitas15. Het gepresenteerde beeldvormingsprotocol is niet beperkt tot een bepaald ziektemodel en kan daarom van het grootste belang zijn in verschillende contexten van preklinisch onderzoek met kleine knaagdieren.

In dit artikel presenteren we een start-to-end experimenteel protocol voor cardiale beeldvorming met behulp van kleindier geïntegreerde PET / CT. Hoewel het gepresenteerde protocol is ontworpen voor een specifieke bimodale geïntegreerde scanner, kunnen de PET- en CT-delen van de beschreven procedure onafhankelijk van elkaar worden uitgevoerd op afzonderlijke scanners van verschillende fabrikanten. In de gebruikte PET/CT-scanner wordt de volgorde van bewerkingen georganiseerd in een voorgeprogrammeerde workflow. De belangrijkste takken van elke workflow zijn een of meer acquisitieprotocollen; elk acquisitieprotocol kan een of meer vertakkingen hebben voor specifieke voorbewerkingsprotocollen en op zijn beurt kan elk voorbewerkingsprotocol een of meer vertakkingen hebben voor specifieke reconstructieprotocollen. Zowel de voorbereiding van het dier op het beeldvormende bed als de voorbereiding van de externe middelen die tijdens de beeldvormingsprocedures moeten worden geïnjecteerd, worden beschreven. Na het voltooien van de beeldacquisitieprocedure worden voorbeeldprocedures voor kwantitatieve beeldanalyse op basis van algemeen beschikbare softwaretools verstrekt. Het hoofdprotocol is speciaal ontworpen voor muismodellen; hoewel de muis de meest gebruikte soort op dit gebied blijft, tonen we ook een aanpassing van het protocol voor rattenbeeldvorming aan het einde van het hoofdprotocol. Representatieve resultaten worden getoond voor zowel muizen als ratten, wat het type output aantoont dat kan worden verwacht met de beschreven procedures. Een grondige discussie wordt gemaakt aan het einde van dit artikel om de voor- en nadelen van de techniek, kritieke punten te benadrukken, evenals hoe verschillende PET-radiotracers kunnen worden gebruikt met bijna geen wijziging van de voorbereidende en acquisitie / reconstructiestappen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de aanbevelingen in de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren van de Internationale Richtlijnen voor het omgaan met proefdieren, vereist door de Europese richtlijn (Richtlijn 86/609/EEG van 1986 en Richtlijn 2010/63/UE) en de Italiaanse wetgeving (D.Lgs. 26/2014).

1. Instellen van de PET/CT-beeldvormingsprotocollen en -workflow

OPMERKING: Het hier gepresenteerde protocol is speciaal ontworpen voor cardiale beeldvorming van muismodellen. Het werken met ratten kan enkele wijzigingen in het eigenlijke protocol impliceren, voornamelijk vanwege de grotere omvang van het dier (ongeveer 10x zwaarder). De modificaties voor rattenbeeldvorming worden specifiek genoemd in de stappen; als er geen wijzigingen worden genoemd, kunnen dezelfde stappen voor muisbeeldvorming worden gebruikt voor ratten.

  1. Open de grafische gebruikersinterface (GUI) van de PET/CT-scanner (zie Materiaaltabel) en een reeks nieuwe protocollen maken (inclusief parameters voor gegevensverzameling, voorbewerking en beeldreconstructie): (i) a dynamische PET-scan, ii) een lage dosis CT-scan voor dempingscorrectie (Ctac) zonder contrastmiddel, en iii) a contrastverbeterde Cine-CT-scan.
    OPMERKING: Het maken van nieuwe protocollen (d.w.z. specifieke software-instructies voor de tomograaf) voor de acquisitie-, voorverwerkings- en reconstructiefasen is een eenvoudig proces; in geval van problemen kan de gebruiker meer gedetailleerde informatie vinden in de GUI-gebruikershandleiding.
    1. Open voor de PET-scan het tabblad Protocol van de scanner (GUI) en maak drie nieuwe protocollen (voor acquisitie, voorbewerking en reconstructie) met de volgende parameters:
      1. Voor het acquisitieprotocol : stel 3.600 s totale scantijd en positie van het eenpersoonsbed in. Sla dit protocol op met een juiste naam voor latere import in de workflow. Doe hetzelfde ook voor alle volgende protocollen in de volgende punten.
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol voor muis: selecteer een 250-750 keV energievenster (EW) en schakel de volgende correcties in: radioactief verval, willekeurige toevalligheden en dode tijd. Stel het framingprotocol (d.w.z. dynamische splitsing van de onbewerkte gegevens) als volgt in: 8 x 5 s, 8 x 10 s, 3 x 40 s, 2 x 60 s, 2 x 120 s, 10 x 300 s (= 3.600 s). Voor rat, selecteer een 350-750 keV energievenster (EW), met dezelfde framing als voor het muisprotocol.
      3. Voor het reconstructieprotocol : selecteer het hoogwaardige, op Monte Carlo gebaseerde 3D Ordered Subset Expectation Maximization (3D-OSEM-MC) algoritme, met 8 subsets en 8 iteraties, met normalisatie, kwantitatieve correctie en CT-verzwakkingscorrectie ingeschakeld.
    2. Gebruik voor de lage dosis CT-scan voor verzwakkingscorrectie (CTAC) de volgende parameters:
      1. Voor het acquisitieprotocol : enkel frame, positie van één bed, volledige scan; buisinstellingen: 80 kV, lage stroom (lage dosis); 576 weergaven over 360 °, met 34 ms belichtingstijd per weergave (20 s scantijd); rotatietype: continu, gevoeligheidsmodus: hoge gevoeligheid.
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol : 240 μm voxelgrootte, transversale FOV: Rat, axiale FOV: 100%.
      3. Voor het reconstructieprotocol : filtervenster: glad, voxelgrootte: standaard, schakel bundelharding en ringvoorcorrectie in, schakel ringartefact na correctie uit.
    3. Maak voor de contrastverbeterde gated CT-scan drie nieuwe protocollen (voor acquisitie, voorbewerking en reconstructie) met de volgende instellingen:
      1. Voor het acquisitieprotocol voor muis: stel single frame, single bed position, full-scan in; buisinstellingen: 65 kV, full-current (low-noise); 8.000 views over 360°, met 15 ms belichtingstijd per view (120 s scantijd); rotatietype: continu, gevoeligheidsmodus: hoge gevoeligheid. Voor rat, stel de parameters van het acquisitieprotocol als volgt in: 80 kV buisspanning, 16.000 weergaven over 360 °, met 12 ms blootstellingstijd per weergave (192 s scantijd).
      2. Voor het voorbewerkingsprotocol voor muis: selecteer 120 μm voxelgrootte; transversaal gezichtsveld (FOV): Muis; axiale FOV: 50%. Selecteer voor ratten een voxelgrootte van 240 μm; transversaal gezichtsveld (FOV): Rat; axiale FOV: 50%.
      3. Voor het reconstructieprotocol : filtervensters: glad, voxelgrootte: standaard; schakel bundelharding en ringvoorcorrectie in, schakel ringartefact na correctie uit.
    4. Open het tabblad Workflow in de GUI en maak een nieuwe workflow, waarbij u de zojuist gemaakte protocollen toevoegt: stappen 1.1.1.1-1.1.1.3 voor PET, stappen 1.1.2.1. -1.1.2.3. voor CTAC en stappen 1.1.3.1. -1.1.3.3. voor gated CT, in de gegeven volgorde. Zorg er in beide gevallen voor dat de protocollen zijn genest met de volgende volgorde: Acquisitie | Voorbewerking | Wederopbouw.
      OPMERKING: Dynamische PET-frames met een duur <5 s om de piek van de arteriële invoerfunctie aan het begin van de PET-scan beter vast te leggen, zijn mogelijk, maar worden niet aanbevolen omdat dit kan leiden tot luidruchtige beelden met verminderde kwantitatieve nauwkeurigheid. In stap 1.1.2.2 hebben we de "Rat" maat gebruikt voor de transversale FOV. Dit wordt vaak gebruikt voor zowel ratten als muizen in CTAC.

2. Diervoorbereiding voor PET/CT-beeldvorming

OPMERKING: Voor het huidige protocol werden alle dieren 's nachts vasten.

  1. Anesthetiseer de muis in eerste instantie met 3% -4% (v / v) isofluraan in een inductiekamer en handhaaf vervolgens met 1% -2% (v / v) isofluraan.
  2. Weeg de muis en meet de basale glycemie om de toestand van het dier te controleren. Om het vereiste bloedmonster te nemen, gebruikt u een scherpe schaar en maakt u een kleine snede aan de staartpunt en masseert u vervolgens zachtjes de staart om een druppel bloed (~ 1 μL) direct op de teststrip te verzamelen.
  3. Ga verder met het inbrengen van een veneuze toegang ter hoogte van de caudale ader met behulp van een vlinder van 29 G voor muis en 24 G voor rat.
    1. Om de cannulatietechniek uit te voeren, gebruikt u gelijktijdige verwarming (meestal onder een verwarmingslamp) en desinfectie van het punt waar de naald wordt ingebracht voor vaatverwijding van de ader. Na cannulatie bevestigt u de vlinder met een zijden lint aan de staart om deze tijdens de procedure op zijn plaats te houden.
      OPMERKING: Vasten is vereist voor [18F] FDG-studies. Verschillende tracers kunnen verschillende dierbereiding omvatten, maar een grondige discussie over dit onderwerp valt buiten het toepassingsgebied van dit protocol. Wat [18F]FDG betreft, leidt het vermijden van vasten tot een zeer verschillende tracerbiodistributie16.
  4. Schakel het anesthesiesysteem (isofluraan 1%-2%, 0,8 L/min O2 voor muis en 1-1,2 L/min voor rat) in dat is aangesloten op de PET-CT-scanner en breng de muis over naar het bed.
  5. Plaats de muis in rugligging, hoofd eerst, op het scannerbed van de PET-CT-tomograaf, plaats zijn neus in het neusmasker voor anesthesie en blokkeer voorzichtig de kop van de muis naar het masker met plakband.
  6. Bevestig de bovenste en onderste ledematen van de muis op het scannerbed om onwillekeurige bewegingen tijdens de beeldvormingsprocedures te voorkomen, die kunnen leiden tot bewegingsartefacten.
  7. Controleer de lichaamstemperatuur en ademhalingsfrequentie met behulp van respectievelijk een rectale sonde en een ademhalingskussen.

3. Pet tracer dosisvoorbereiding

  1. Voor muizen, trek 10 MBq van [18F] FDG in een volume van 100-150 μL met een insulinespuit (1 ml). Trek voor ratten een hogere dosis van 15 MBq in 0,20-0,25 ml.
    OPMERKING: Vermijd hogere activiteit omdat de PET-scanner die in dit protocol wordt besproken een zeer hoge gevoeligheid heeft en slechts een bescheiden hoeveelheid activiteit vereist om afbeeldingen van hoge kwaliteit te verkrijgen.
  2. Als de oorspronkelijke concentratie van de tracer in de injectieflacon te hoog is, gebruik dan een fysiologische oplossing (0,9% w/v NaCl) om de traceerdosis te verdunnen tot een concentratie van 50-100 MBq/ml.
  3. Gebruik de PET-dosiskalibrator om de werkelijke activiteit in de spuit te meten. Annoteer de pre-injectieactiviteit en het tijdstip van meting, omdat deze waarden later zullen worden gebruikt met behulp van specifieke invoermodules van de PET-scanner-GUI.

4. CT-contrastmiddelvoorbereiding

  1. Trek 0,2 ml per 20 g muisgewicht van gejodeerd lipide-emulsiecontrastmiddel in een spuit van 1 ml. Beperk het injectievolume tot 0,5 ml CA voor zwaardere muizen. Als u iomeprol gebruikt, stel dan de injectiesnelheid voor muizen in op 10 ml / h (~ 0,17 ml / min) en beperk het injectievolume tot 0,5 ml.
    1. Voor ratten, trek 2,3-3 ml iomeprol, verdund tot een concentratie van 200 mg / ml, in een spuit van 5 ml.
      OPMERKING: Als lipide-emulsie CA voor kleine dieren niet beschikbaar is, kan iomeprol met continue injectie door middel van een spuitpomp worden gebruikt, zoals hieronder besproken.
    2. Sluit de spuit aan op de spuitpomp en stel de pomp in op de werkelijke grootte en diameter van de spuit.
    3. Sluit de spuit aan op de CA-slang en naald en vul de slang voor met de CA.
    4. Stel de injectiesnelheid in op 24 ml/uur (= 0,4 ml/min), waarbij de injectie wordt beperkt tot een maximaal volume van 2 ml.
      OPMERKING: Het gebruik van bloedpool CA op basis van gejodineerde lipide-emulsie is ook mogelijk bij ratten, ondanks de relatief hoge kosten van deze procedure vanwege het grotere volume van een enkele injectie. Als deze optie de voorkeur heeft (bijvoorbeeld om het protocol te vereenvoudigen door de spuitpomp te vermijden), kan de volgende procedure worden gebruikt:
  2. Zuig 7,5 ml per kg lichaamsgewicht van gejodeerd lipide-emulsiecontrastmiddel in een spuit van 5 ml. Beperk het injectievolume tot 2 ml CA, ook voor zwaardere ratten.

5. Uitlijning van dieren en voorbereidende handelingen vóór beeldvorming

  1. Maak na immobilisatie van het dier op het beeldvormende bed een nieuwe studie over de tomograaf-GUI. Voeg een onderzoeksnaam-id toe aan de module Studienaam en selecteer de beeldbewerkingsworkflow die eerder is opgeslagen in het vervolgkeuzemenu.
  2. Selecteer het juiste anatomische deel met dier-/monsterinformatie | Anatomisch deel | Cardiale en dierlijke positionering door dier/monsterinformatie | Positionering | Rugleuning/Hoofd eerst. Annoteer het diergewicht in grammen voor de overeenkomstige module: Informatie over dieren/specimens | Gewicht van het dier.
    OPMERKING: Alle andere informatie in deze sectie is optioneel, maar het is handig om zoveel mogelijk van de gevraagde informatie te verstrekken om deze te vinden in de DICOM-header van de reconstructieafbeeldingen, waardoor het opvragen van latere gegevens wordt vergemakkelijkt.
  3. Selecteer de radionuclide in PET Scan informatie | F18 voor [18F]FDG-studies en andere 18F-gelabelde verbindingen; wijzigen als andere tracers (bijv. [13N]NH3) worden gebruikt. Schrijf ook de naam van de tracer in de PET Scan informatie | Tracer-naammodule omdat deze naam wordt gerapporteerd in de DICOM-header na voltooiing van de afbeeldingsreconstructie.
    OPMERKING: De informatie over de injectietijd, activiteit en het volume van de tracer is verplicht, maar kan later tijdens de PET-acquisitie worden verstrekt.
  4. Schrijf in de CT-scaninformatie alle beschikbare informatie over het contrastmiddel.
    OPMERKING: Al deze informatie is optioneel, maar kan het opvragen van latere gegevens vergemakkelijken als deze wordt verstrekt.
  5. Druk op Scan uitvoeren en wacht tot een ander tabblad van de GUI wordt geopend, zodat dieren kunnen worden gepositioneerd en andere scanopties kunnen worden gespecificeerd.
  6. Selecteer CT-kalibratietype in CT-kalibratie | Gebruik standaard CT-kalibratie.
  7. Selecteer in het gedeelte Studievoorbereiding elk scanprotocol in het vervolgkeuzemenu en vink het selectievakje Wachten op bevestiging van de gebruiker vóór deze scan aan.
    OPMERKING: Deze stap is erg belangrijk, omdat de scanner in stand-by wordt geplaatst in afwachting van gebruikersinvoer voordat de overeenkomstige acquisitiefase wordt gestart. Voor de PET-scan maakt dit de synchronisatie van de tracerinjectie en de daadwerkelijke PET-scanstart mogelijk; voor de CTAC-scan stelt het de gebruiker in staat om het deksel te sluiten (afscherming) vóór de emissie van röntgenstralen tijdens de CT-scan (het onderzoek wordt automatisch afgebroken als het deksel open is voordat de CT-scan begint); voor de Cine-CT-scan stelt deze pauze de gebruiker in staat om het CA-infusieprotocol en ct-gegevensscan met de vereiste vertraging te starten.
  8. Voor het positioneren van dieren schakelt u de motorbesturingsmodule in met behulp van de schakelaar in het linkerdeelvenster van de GUI.
    OPMERKING: Hiermee worden de centreerlasers op het dierenbed ingeschakeld en worden de handmatige beduitlijnknoppen aan de zijkant van de scanner ingeschakeld.
  9. Gebruik de handmatige beduitlijnknoppen om de borst van het dier op de lasermarkeringen te verplaatsen. Controleer zorgvuldig zowel de longitudinale als verticale uitlijning van het dier.
  10. Zodra het dier in de juiste positie is geplaatst volgens de centreerlaser, drukt u op Schakel de laser uit om de huidige lasergemarkeerde positie op te slaan, die tijdens de overeenkomstige acquisitiefasen naar het midden van de PET- en CT-scanners moet worden verplaatst. Schakel daarna de motorbesturingsmodule uit.

6. PET-scan

  1. Druk op Acquisitie starten om het dier naar de PET-scanner FOV te verplaatsen. De staart en de canule blijven buiten de FOV om tracerinjectie mogelijk te maken. De scanner blijft inactief totdat de gebruiker op de knop Doorgaan drukt.
  2. Bereid de spuit voor met de gekalibreerde pet-tracerdosis.
  3. Start de acquisitie door op de knop Doorgaan te drukken en begin met het injecteren van de tracer in de canule binnen 5 s na het begin van de scan (figuur 1).
    OPMERKING: De injectieduur is ~ 20-25 s.
  4. Plaats de spuit in de PET-dosiskalibrator om de resterende activiteit in de spuit te meten. Annoteer de werkelijke activiteit en het tijdstip van meting.
  5. Gebruik op het tabblad Hardwaremonitor van de scanner-GUI de knop Pet-tracerinformatie bijwerken om de werkelijke geïnjecteerde tijd, activiteit en volume in te voegen.
  6. Controleer tijdens de scan regelmatig de fysiologische parameters van het dier.
  7. Meet tijdens de scan de glycemie zoals uitgelegd in stap 2.2 op de volgende tijdstippen: 5 min, 20 min, 40 min en 60 min na het begin van de PET-scan.
  8. Na de meting van glycemie plaatst u de teststrip in de gammateller en voert u de activiteitsmeting gedurende 60 s uit. Noteer het werkelijke tijdstip waarop de activiteitsmeting is uitgevoerd en corrigeer voor radioactief verval, waarbij u de injectietijd van de tracer als referentietijd gebruikt. Zet de geregistreerde activiteitswaarden om in activiteitsconcentratie (Bq/ml) door rekening te houden met een gemiddeld bloedvolume van 1 μL in de glucoseteststrip (d.w.z. met behulp van vergelijking [1]):
    Cbloed(t) = Abloed(t)/0,001 ml [Bq/ml] (1)
    waarbijA-bloed(t) de voor verval gecorrigeerde gemeten activiteit van het bloedmonster in de teststrip is, uitgedrukt in Bq.
    OPMERKING: De start van de PET-scan en de tracerinjectie kunnen door dezelfde operator worden uitgevoerd met behulp van het mobiele besturingsapparaat van de tomograaf dat tijdens de injectie op de laterale tafel van de scanner dicht bij de plaats van de operator is geplaatst. Langere vertragingen tussen het begin van de scan en het begin van de injectie zijn toegestaan, maar sommige gereconstrueerde frames aan het begin van de dynamische reeks blijven leeg. Het wordt aanbevolen om vertragingen van meer dan 10 s te voorkomen (d.w.z. leiden tot twee lege frames met het huidige protocol).

figure-protocol-1
Figuur 1: Injectie van de PET-tracer. Deze bewerking wordt uitgevoerd direct nadat de PET-scan is gestart. Het dier bevindt zich in het PET-gezichtsveld (head first, met zijn staart zichtbaar aan de kant van de operator). Afkorting: PET = positron emissie tomografie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

7. CT-scans

  1. Voordat u het CT-contrastmiddel injecteert, start u de CTAC-scan direct nadat u het deksel van de scanner hebt gesloten en op de knop Doorgaan op de GUI hebt gedrukt. Gebruik aan het einde van deze zeer korte acquisitie de volgende procedures om te zorgen voor een goede verbetering van de bloedpool door de CA voorafgaand aan de verwerving te injecteren met dezelfde vasculaire toegang die wordt gebruikt voor de injectie van de PET-tracer.
    1. Gejodineerde lipide-emulsie CA:
      1. Na voltooiing van de CTAC-scan injecteert u de gejodeerde lipide-emulsie CA met behulp van de canule die al is aangesloten op de staartader van de muis. De typische injectieduur is in de orde van 30-60 s.
      2. Start de beeldvorming direct na voltooiing van de injectie. Druk op Doorgaan op de scanner-GUI om de Cine-CT-acquisitie te starten.
    2. Iomeprol/ spuit pomp:
      1. Als een normale X-ray CA wordt gebruikt, zoals iomeprol, gebruik dan een spuitpomp die langzame injectie met een constante snelheid mogelijk maakt.
      2. Stel voor muizen de injectiesnelheid van de CA in op 10 ml / h (~ 0,17 ml / min) door het injectievolume te beperken tot 0,5 ml. Stop met deze instelling de injectie na ~3 min. Stel voor ratten de pomp in op een snelheid van 24 ml / h (= 0,4 ml / min) en beperk het injectievolume tot 2 ml. Stop met deze instelling de injectie na 5 min.
      3. Sluit de naald die aan de CA-buis is bevestigd aan op de canule van de staartader en zorg ervoor dat zowel de buis als de naald voorgevuld zijn met CA.
      4. Start de injectie. Sluit het deksel van de scanner en bereid u voor op de Cine-CT-scan.
      5. Druk op de knop Doorgaan op de GUI van de tomograaf na 60 s vanaf het begin van de injectie voor muizen en na 90 s vanaf het begin van de injectie voor ratten, zodat de Cine-CT-acquisitie wordt gestart. De injectie van CA stopt ongeveer tegelijkertijd met de voltooiing van de Cine-CT-scan voor muizen en na voltooiing voor ratten.
  2. Na voltooiing van de Cine-CT-scan koppelt u het dier los van het fysiologische monitoringsysteem en verwijdert u de staartadercanule. Afhankelijk van het eigenlijke protocol worden dieren hersteld of geëuthanaseerd na de beschreven beeldvormingsprocedure. In het eerste geval worden dieren gewekt in hun kooien in een warme omgeving onder een infraroodlamp. Ze worden gecontroleerd totdat ze volledig ontwaken, waarbij 15/30 min na gasvormige anesthesie wordt genomen. In het geval van protocollen die bijvoorbeeld weefseloogst aan het einde van de beeldvormingsprocedure vereisen, worden dieren geëuthanaseerd met behulp van een overdosis anestheticum in een inductiekamer (5% isofluraan), zoals beschreven in bijlage VI van D.Lgs. 26/2014.
    OPMERKING: In het geval van 18F-gebaseerde radionucliden zoals besproken in dit protocol, is 24 uur na tracerinjectie voldoende om een niveau van resterende radioactiviteit op het lichaam van het dier te bereiken dat veilig is voor alle praktische doeleinden.

8. Reconstructie van de cardiale 4DCT-beelden met behulp van intrinsieke cardiorespiratoire gating

OPMERKING: Na voltooiing van de beeldvormingsstudie wordt de standaard PET- en CT-reconstructie automatisch uitgevoerd. Niettemin moet de reconstructie van de 4D (Cine) cardio CT-sequentie handmatig worden uitgevoerd en vereist enige gebruikersinteractie. Dit speciale type reconstructie, verplicht voor de daaropvolgende morfo-functionele cardiale CT-analyse, wordt in deze sectie besproken.

  1. Open de cardiale gatingmodule van de GUI van de tomogragh en selecteer de beeldvormingsstudie die moet worden geanalyseerd.
  2. Selecteer een regio van belang (ROI) op de röntgenfoto's van het weergegeven dier (figuur 2) voor het bouwen van een tijdsafhankelijke cardiale bewegingscurve, die het gatingsignaal vertegenwoordigt - het kymogram. Verplaats de vooraf getekende rechthoekige ROI verticaal op zo'n manier dat zowel de harttop als het diafragma worden geselecteerd. Selecteer vervolgens Gating-signaalanalyse. De gebruikersinterface toont nu het gating-signaal zowel op het tijddomein als op het frequentiedomein.
  3. Selecteer in de eerste frequentiedomeingrafiek de ademhalingsfrequentieband door de eerste groep pieken van het frequentiespectrum te markeren (zie figuur 3 voor een voorbeeldspectrum).
  4. Selecteer in de tweede frequentiedomeingrafiek de cardiale bewegingsfrequentieband, waarbij de op één na scherpste piek wordt gemarkeerd.
  5. Observeer in de volgende fase het gatingsignaal van het tijddomein met kleurmarkers (stippen) over elkaar heen, die de geïdentificeerde ademhalingspieken en hartcontractiepieken laten zien. Als de markerposities goed passen bij de ademhalings- en hartpieken van het oorspronkelijke gatingsignaal, ga dan verder met de volgende fase. Anders:
    1. Als de vorm van het gatingsignaal te veel afwijkt van de vorm in figuur 3, gaat u terug naar stap 8.2 en selecteert u een andere ROI.
    2. Als de vorm van het gatingsignaal redelijk vergelijkbaar is met die in figuur 3, gaat u terug naar stap 8.3 en stap 8.4 en selecteert u verschillende frequentiebanden in het gatingsignaalspectrum.
  6. Selecteer in de volgende fase minimaal vier hartpoorten.
    OPMERKING: Typische Cine-CT reconstructie bestaat uit 8-12 hartpoorten.
  7. Selecteer het juiste ademhalingsvenster met behulp van het vervolgkeuzemenu: Ademhalingsvenster | 20% -80%.
    OPMERKING: Dit behoudt 60% van de verkregen gegevens in de reconstructie, exclusief de fase van piekinspiratie en verbetert dus de scherpte van de gereconstrueerde myocardiale wanden in elke hartfase.
  8. Voer reconstructie uit om de retrospectieve gated Cine-CT-beelden om te zetten in DICOM-formaat, klaar om in de software te worden geïmporteerd voor daaropvolgende functionele analyse.

figure-protocol-2
Figuur 2: ROI-selectietool voor intrinsieke gating. Deze afbeelding wordt getoond in de GUI van de tomograaf tijdens de Cine-CT-reconstructiefase. De gebruiker moet de positie van de ROI (gele rechthoek) selecteren waarop het intrinsieke gatingsignaal (kymogram) wordt verkregen uit de ruwe CT-projecties. Het cirkelvormige object bovenop de borstkas van het dier is het ademhalingskussen dat alleen wordt gebruikt voor fysiologische monitoring tijdens het onderzoek. Afkortingen: ROI = regio van belang; CT = computertomografie; GUI = grafische gebruikersinterface. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-3
Figuur 3: Voorbeeld gating signaal (bovenste frame) en bijbehorend frequentiespectrum (midden en onder). Beelden verkregen met de cardiale gating module van de Atrium software. De gebruiker moet de juiste frequentiebanden selecteren voor zowel ademhalingsbeweging (middenframe) als hartbeweging (onderste frame). Dit maakt de identificatie van de ademhalings- en hartmarkers op het gatingsignaal mogelijk, die door de gebruiker moeten worden gecontroleerd voordat u doorgaat met de 4D-reconstructie. Slechte identificatie van de pieken of verkeerde toewijzing (bijv. ademhaling naar hart, of omgekeerd) zal leiden tot onjuiste reconstructie. De getoonde gegevens werden verkregen uit de analyse van een 4D Cine-CT-scan van een gezonde, volwassen mannelijke Wistar-rat (507 g) geïnjecteerd met 2 ml iomeprol, 200 mg / ml, met een snelheid van 0,4 ml / min gedurende 5 minuten (de grafiek bovenaan is ingezoomd op de eerste 22 s van acquisitie om een betere visualisatie van de geïdentificeerde hart- en ademhalingsbeweging mogelijk te maken). Afkorting: CT = computertomografie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

9. PET cardiale analyse

OPMERKING: Deze sectie laat zien hoe u een kinetische analyse van dynamische [18F] FDG-gegevens van de linkerkamer van het kleine dier kunt uitvoeren. De analyse is gebaseerd op de Carimas software. De onderstaande instructies zijn niet bedoeld als vervanging voor de gebruikershandleiding van de software17. De onderstaande procedure is gebaseerd op de Patlak grafische analyse van dynamische PET-gegevens18. Raadpleeg het gedeelte Discussie voor meer informatie over deze analyse.

  1. Open de DICOM-afbeeldingen van de dynamische PET-scan.
  2. Selecteer de HeartPlugin-module .
  3. Zoom in op de afbeelding op het hart van de muis/rat en selecteer het laatste tijdsbestek (of gelijkwaardig, de som van de laatste drie tot vijf tijdframes) waarvoor het grootste deel van de bloedbadactiviteit al is weggespoeld.
  4. Volg de instructies op het scherm om het beeld te heroriënteren langs de hoofdas van het dierenhart (korte as, verticale en horizontale lange as). Doe dit interactief door de weergegeven markeringen voor de hartbasis en apex te verplaatsen (figuur 4).
  5. Selecteer het gereedschap Segmentatie .
    OPMERKING: Standaard is automatische segmentatie ingeschakeld, wat in de meeste gevallen betrouwbare resultaten oplevert.
  6. Als het resultaat van de automatische segmentatie niet acceptabel is, verfijnt u de vorm van het gesegmenteerde myocard en/of de LV-holte door de handmatige modus in te schakelen (ROI Search Disabled).
  7. Selecteer in de modelleringstool het juiste kinetische model dat moet worden gebruikt voor dynamische PET-analyse. Selecteer in dit geval Grafisch | Patlak om de Patlak-plotanalyse mogelijk te maken voor de berekening van de stofwisseling van glucoseopname (MRGlu) voor elke hartsector.
  8. Selecteer in het gereedschap polarmap het juiste aantal weergegeven hartsegmenten. Selecteer in dit geval 17 segmenten.
  9. Druk nu op de knop Fit om de aanpassingsprocedure van de Patlak-analyse uit te voeren.
  10. Let aan het einde van de aanpassingsprocedure op de weergegeven polaire kaart van de Ki-waarden (d.w.z. de helling van de lineaire regressie uitgedrukt in ml/[ml × min]).
  11. Bereken met behulp van de Ki-waarden voor elke sector in een tabel de MRGlu met behulp van vergelijking (2):
    MRGlu = (Ki × PGlu)/LC (2)
    waarbij PGlu een van bloedmonster afgeleide waarde van de plasmaglucoseconcentratie (mmol/L) is en de klonterige constante (LC) een empirische coëfficiënt is die wordt gebruikt om het verschil in opname tussen normale glucose en FDG te compenseren. Zie bijvoorbeeld Ng et al.22 voor typische waarden van de forfaitaire constante in verschillende experimentele omstandigheden.
    OPMERKING: Voordat u met PET-analyse begint, is het een goede gewoonte om de dynamische volgorde van PET-volumes visueel te inspecteren in de PET-analysesoftwaretool. Dit is nodig om macroscopische dierlijke bewegingen tussen tijdframes tijdens het onderzoek uit te sluiten. Als er beweging aanwezig is, moet een goede beeldregistratie (buiten het toepassingsgebied van dit protocol) worden uitgevoerd vóór de analyse, indien mogelijk.

figure-protocol-4
Figuur 4: Heroriëntatietool van de PET-analysesoftware. De projectie van twee eenvoudige lijnsegmenten in de 3D-ruimte wordt weergegeven op elk van de drie standaardvlakken (transaxiaal, coronaal en sagittataal). Het eerste segment stelt de gebruiker in staat om de hartbasis en apex te selecteren, terwijl het tweede segment het mogelijk maakt om de linker- en rechterkant van het hart te selecteren. Deze stap resulteert in een nieuw (geïnterpoleerd) PET-beeld (onderste rij), waarbij het hart wordt geheroriënteerd langs de standaard AHA-weergave. Beelden werden verkregen met Carimas van een gezonde volwassen mannelijke CD-1 muis met een gewicht van 51 g en geïnjecteerd met 10 MBq van [18F]FDG. Afkortingen: PET = positron emissie tomografie; AHA = American Heart Association; FDG = fluorodeoxyglucose. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

10. Cine-CT cardiale analyse

OPMERKING: Deze sectie laat zien hoe kwantitatieve analyse van het Cine-CT-hartbeeld kan worden uitgevoerd om wereldwijde kwantitatieve gegevens over de hartfunctie te verzamelen. De analyse is gebaseerd op de Osirix MD software. De onderstaande instructies zijn niet bedoeld als vervanging voor de Osirix gebruikershandleiding24.

  1. Laad de DICOM-beelden van de Cine-CT-scan in de software.
  2. Open de dynamische gegevensset met de ingebouwde 4D-viewer.
  3. Gebruik het 3D Multiplanar Reformation (MPR) -gereedschap om de afbeeldingsgegevens langs de korte as te heroriënteren (afbeelding 5).
  4. Exporteer de geheroriënteerde gegevens naar DICOM en zorg ervoor dat de volledige 4D-gegevens worden geëxporteerd, met behoud van de segmentdikte (hetzelfde als het origineel) en de bitdiepte van de afbeelding (16 bit per voxel)
  5. Open de geëxporteerde 4D MPR-afbeeldingen met de 4D-viewer.
  6. Selecteer een tijdsbestek dat overeenkomt met einddiastole. Blader door alle tijdframes met de tijdschuifregelaar op de hoofdwerkbalk om ervoor te zorgen dat de juiste hartfase is geselecteerd.
  7. Kies in dit tijdsbestek het gereedschap gesloten polygoonannotatie en baken de endocardiale wand van de LV handmatig af.
  8. Doe hetzelfde voor 10-20 plakjes van de basis tot de apex en zorg ervoor dat alle ROI's dezelfde naam hebben (bijv. LVENDO).
  9. Selecteer in het menu ROI de optie ROI-volume | Genereer ontbrekende ROI's om de ROI's op alle korte assegmenten te genereren door interpolatie van de handmatig getekende ROI's.
  10. Selecteer in het menu ROI de optie ROI-volume | Rekenvolume om het volume van de ROI-groep met dezelfde ROI-naam te berekenen.
  11. Blader door de tijdframes en selecteer een fase die overeenkomt met end-systole (kleiner LV-volume) en herhaal stap 10.7-10.10 hierboven.
  12. Bereken het slagvolume (SV) en de ejectiefractie met behulp van vergelijkingen (3) en (4):
    SV = EDV - ESV[ml] (3)
    EF = 100 × SV/EDV [%] (4)
    waarbij EDV het einddiastolische volume is en ESV het eind-systolische volume.

figure-protocol-5
Figuur 5: Grafische interface van de multiplanaire reformatietool. Deze tool wordt gebruikt voor de heroriëntatie van de Cine-CT-gegevens voor daaropvolgende functionele analyse. De gebruiker moet de referentieassen aan de linkerkant van het scherm zodanig draaien en vertalen dat het korte-asbeeld van het hart aan de rechterkant wordt weergegeven. Aan het einde van deze procedure kan de gebruiker de geheroriënteerde afbeeldingen exporteren als een DICOM-bestandenset. De beelden werden verkregen met Osirix MD en verwijzen naar een gezonde volwassen mannelijke Wistar-rat (507 g) geïnjecteerd met 2 ml iomeprol, 200 mg / ml, met een snelheid van 0,4 ml / min gedurende 5 minuten, gereconstrueerd met gefilterde backprojectie met een voxelgrootte van 0,24 mm3. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze sectie worden typische resultaten getoond voor zowel PET- als CT-analyse volgens de tot nu toe beschreven procedures. Figuur 6 toont de resultaten van de automatische myocardiale en LV-holtesegmentatie van de [18F]FDG PET-scan van een control (gezonde) CD-1 muis. Hoewel de rechter ventrikel niet altijd zichtbaar is in de gereconstrueerde beelden, kunnen de oriëntatieassen op basis van de DICOM-header worden gebruikt om het interventriculaire septum correct te onderscheiden...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, richt zich op een typische experimentele procedure voor translationeel cardiovasculair onderzoek naar kleine diermodellen van hartletsel met behulp van PET / CT-beeldvorming met hoge resolutie. De gepresenteerde resultaten zijn indicatief voor de hoge kwantitatieve en kwalitatieve waarde van PET- en Cine-CT-beelden en bieden zowel functionele als structurele informatie van het hele hart met betrekking tot het glucosemetabolisme, de vorm en de dynamiek van de contractie...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Daniele Panetta ontving subsidies voor de R&D van micro-CT-instrumentatie van Inviscan Sas.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door het JPI-HDHL-INTIMIC "GUTMOM" Project: Maternal obesity and cognitive dysfunction in the offspring: Cause-effect role of the GUT MicrobiOMe and early dietary prevention (project no. INTIMIC-085, Italian Ministry of Education, University and Research Decree no. 946/2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.9% steriele zoutoplossingFresenius Kabi0.9% natriumchloride voor injectie
1025L Fysiologische MonitoringSmall Animal InstrumentsSysteem voor fysiologische monitoring voor beeldvorming van kleine dieren
5 mL spuitenArtsanaSpuiten met naald voor injectie van PET-tracer
Atomlab 500Else NuclearPET-dosiskalibratie
Atrium-softwareInviscanVersie 1.5.5PET/CT-besturingssoftware
Butterfly-kathetersDelta Med27,5 G naald
Carimas-softwareTurku PET CenterVersie 2.10Beeldanalysesoftware
Fenestra VCMedilumineLipidemulsie gejodeerd contrastmiddel voor kleine dieren
WarmtelampWarmtelamp met klem en schakelaar
Insuline-spuitenArtsanaSpuiten met naald voor injectie van CT CA
Iomeron 400 mgI/mLBraccoIomeprol, vasculair contrastmiddel
IRIS PET/CTInviscanPET/CT-scanner voor kleine dieren
IsofluraanZoetisInhalatieanestheticum, 250 mL
OneTouch GlucometerJohnson&Johnson MedicalGlucosemeter-kit
Osirix MD-softwarePixmeoVersie 11Beeldanalysesoftware
ZuurstofAir liquideGeperst gas
Rectale sonde voor 1025LSmall Animal InstrumentsRectale sonde met kabel voor SAII 1025L-systemen
Ademhalingssensor voor 1025LSmall Animal InstrumentsAdemhalingskussen met slangen voor SAII 1025L-systemen
TJ-3A-spuitenpompLongerGemotoriseerde spuitpomp voor CT CA-injectie

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841(2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362(2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82(2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31(2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053(2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89(2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7(2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. Carimas User Manual. , Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022).
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , San Francisco, CA. (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591(2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532(2014).
  34. Kim, D. -Y., Cho, S. -G., Bom, H. -S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine. , Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019).
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783(2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. Grupen, C., Buvat, I. , Springer. Berlin, Heidelberg. 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603(2016).
  50. Lee, C. -L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. , Springer. Cham, Switzerland. 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003(2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals' heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Cardiale PET CTbeeldvorming van kleine dierenbeeldvorming van glucosemetabolismemyocardinfarctmodelsegmentatie van de linker ventrikelcine CT scanPatlak plotanalyseberekening van de ejectiefractiemeting van het slagvolumepreklinische cardiale beeldvorming

Gerelateerde artikelen