Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Muis heterotopische cervicale harttransplantatie met behulp van vasculaire manchetten

2.7K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64089

⸱

23 juni 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Washington University School of Medicine, 2Department of Surgery, The University of Maryland, 3Department of Pathology & Immunology, Washington University School of Medicine, 4Department of Medicine, Washington University School of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Harttransplantatiemodellen bij muizen vertegenwoordigen waardevolle onderzoeksinstrumenten voor het bestuderen van de immunologie van transplantaties. Het huidige protocol beschrijft muis heterotopische cervicale harttransplantatie waarbij manchetten op de gemeenschappelijke halsslagader van de ontvanger en de longslagaderstam van de donor worden geplaatst om laminaire bloedstroom mogelijk te maken.

Samenvatting

Muizenmodellen van harttransplantatie worden vaak gebruikt om ischemie-reperfusieletsel, aangeboren en adaptieve immuunresponsen na transplantatie en de impact van immunomodulerende therapieën op transplantaatafstoting te bestuderen. Heterotope cervicale harttransplantatie bij muizen werd voor het eerst beschreven in 1991 met behulp van gehechte anastomosen en vervolgens aangepast om manchettechnieken op te nemen. Deze wijziging zorgde voor verbeterde slagingspercentages en sindsdien zijn er meerdere rapporten geweest die verdere technische verbeteringen hebben voorgesteld. De vertaling naar een breder gebruik blijft echter beperkt vanwege de technische moeilijkheid die gepaard gaat met graft anastomosen, die precisie vereist om voldoende lengte en kaliber van de manchetten te bereiken om vasculaire anastomotische verdraaiing of overmatige spanning te voorkomen, wat kan leiden tot schade aan het transplantaat. Het huidige protocol beschrijft een aangepaste techniek voor het uitvoeren van heterotope cervicale harttransplantatie bij muizen, waarbij de manchet wordt geplaatst op de gemeenschappelijke halsslagader van de ontvanger en de longslagader van de donor in overeenstemming met de richting van de bloedstroom.

Inleiding

Abbott et al. publiceerden1 de eerste beschrijving van heterotopische abdominale harttransplantatie bij ratten in 1964. Deze chirurgische technieken werden verfijnd en vereenvoudigd door Ono et al. in 19692. Corry et al. beschreven voor het eerst een methode voor heterotopische abdominale harttransplantatie bij muizen in 1973; vergelijkbaar met de eerder gerapporteerde rattenmodellen, omvatte dit engraftment in de buik van de gastheer met revascularisatie door end-to-side anastomosen van de longslagader van de donor en oplopende aorta naar de inferieure vena cava en abdominale aorta van de ontvanger, respectievelijk3. Heterotopische cervicale harttransplantatie bij ratten werd in 1971 door Heron beschreven met behulp van teflonmanchetten gemaakt van intraveneuze katheters van 16 G (1,6 mm buitendiameter)4. Chen5 en Matsuura et al.6 rapporteerden later heterotope cervicale harttransplantatie bij muizen in 1991, waarvan de technieken voornamelijk verschilden in hun methode van re-anastomose. Chen's benadering omvatte gehechte anastomosen van de opgaande aorta van de donor aan de halsslagader van de ontvanger en de longslagader van de donor aan de externe halsader van de ontvanger5. Vanwege de geavanceerde technische vaardigheden die vereist zijn voor deze microchirurgische gehechte anastomosen, was een aanzienlijke hoeveelheid tijd en ervaring nodig om een hoog slagingspercentage te bereiken. Matsuura et al. beschreven een methode met behulp van een niet-hechtbare manchettechniek, vergelijkbaar met die van Heron, waarbij end-to-end anastomosen werden gebruikt met behulp van de extra-luminale plaatsing van manchetten. Hij maakte teflonmanchetten van 22 G (0,8 mm buitendiameter) en 24 G (0,67 mm buitendiameter) intraveneuze katheters en plaatste ze over de externe halsslagader van de ontvanger en de gemeenschappelijke halsslagader, respectievelijk6. Deze manchetten werden vervolgens in de longslagader en aorta van de donor geplaatst en beveiligd door een hechtingsligatuur rond de verbinding te binden. Deze aanpak vertaalde zich in een verbeterd slagingspercentage. Het belangrijkste was dat het resulteerde in een verkorting van de tijd die nodig is om beide cervicale anastomosen te voltooien, waardoor de warme ischemische tijd van het transplantaat werd teruggebracht tot minder dan een derde van die met behulp van de abdominale hechtmethode. Bovendien, omdat de manchetten rond het buitenoppervlak van het vat worden geplaatst, is er geen vreemd lichaam blootgesteld aan het vaatlumen, wat de kans op trombose na operatie grotendeels vermindert7. Ondertussen biedt het gebruik van de manchettechniek ondersteuning rond de bloedvaten op de plaats van de anastomose zonder dat er gehechtheid nodig is, wat het risico op bloedingen na revascularisatie vermindert6.

Er zijn talloze herzieningen van deze techniek voorgesteld. Om de korte lengte van de gewone halsslagader van de muis (ongeveer 5 mm) op te vangen, ontwikkelden Tomita et al.8 een modificatie van deze techniek met een kleinere arteriële manchet (0,6 mm buitendiameter), terwijl ze hechtingen weglieten en de slagader in plaats daarvan rechtstreeks door de manchet met een fijne tang trokken. Wang et al. vereenvoudigden deze aanpak verder door respectievelijk 22 G- en 24 G-manchetten op de rechter longslagader van de donor en de rechter gemeenschappelijke halsslagader van de ontvanger te plaatsen9. Verschillende rapporten hebben wijzigingen in deze benaderingen beschreven, waaronder het gebruik van gespecialiseerde manchetten, microchirurgische klemmen, vaatdilatators en cardioplegie 10,11,12. Met name al deze methoden omvatten de retrograde circulatie van bloed door het hart, waarbij bloed stroomt van de ontvangende gemeenschappelijke halsslagader naar de donoraorta, de kransslagaders, de kransslagaders, vervolgens leeglopen in het rechteratrium en uit de longslagader naar de ontvangende externe halsader.

In vergelijking met engraftment in de buik biedt cervicale harttransplantatie meerdere voordelen. Zoals eerder vermeld, zorgt cervicale blootstelling voor snellere revascularisatie en kortere warme ischemische tijden6. De cervicale methode is ook minder invasief en wordt geassocieerd met kortere postoperatieve hersteltijden omdat het een laparotomie vermijdt6. Belangrijk is dat end-to-end anastomosen met manchetten kunnen worden uitgevoerd in plaats van end-to-side anastomosen, wat het risico op complicaties zoals anastomotische bloedingen vermindert. De abdominale benadering vormt ook een verhoogd risico op het ontwikkelen van trombotische complicaties in de abdominale aorta of inferieure vena cava, wat leidt tot ischemie van het ruggenmerg en achterste verlamming. De oppervlakkige cervicale locatie van de transplantatie biedt gemakkelijke toegang tot beoordeling van de levensvatbaarheid van het transplantaat door palpatie, elektrocardiografie en invasieve of niet-invasieve beeldvorming. Hoewel de cervicale transplantaten spontane cardiale activiteit hervatten na reperfusie, hebben ze geen significante invloed op de systolische en diastolische parameters van de ontvanger. Dit model biedt waardevolle inzichten voor het bestuderen van cellulaire reacties na transplantatie, zoals ischemie-reperfusieletsel en transplantaatafstoting. Bovendien biedt dit model een ideale aanpak om posttransplantatie beeldvorming mogelijk te maken, zoals intravitale twee-fotonenmicroscopie of positronemissietomografie (PET) beeldvorming. Hiertoe heeft ons laboratorium eerder methoden gerapporteerd om bewegende weefsels en organen in de muis in beeld te brengen, waaronder kloppende muizenharten en aortaboogtransplantaten na heterotopische cervicale transplantatie om leukocytenhandel te visualiseren tijdens ischemie-reperfusieletsel en binnen atherosclerotische plaques, respectievelijk 13,14,15 . Bovendien is dit model vanwege de oppervlakkige locatie en het gemak van blootstelling geschikt voor harthertransplantatie16.

Dit rapport beschrijft een techniek die laminaire bloedstroom mogelijk maakt met de externe plaatsing van de vasculaire manchetten op de bloedvaten waaruit de bloedstroom afkomstig is. Dit zorgt voor een soepele overgang van de bloedstroom van het ene vat naar het andere, waardoor de blootstelling van de distale vaatrand in het vasculaire lumen wordt vermeden. Bovendien maakt de techniek gebruik van een grotere manchet van 20 G, in plaats van eerder gebruikte manchetten van 22 G, voor de pulmonale slagader van de donor om te zorgen voor een ruime terugkeer van de bloedtoevoer naar de ontvanger.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures voor het hanteren van dieren werden uitgevoerd in overeenstemming met de NIH Care and Use of Laboratory Animals-richtlijnen en goedgekeurd door de Animal Studies Committee aan de Washington University School of Medicine. Harten van C57BL/6 (B6) en BALB/c muizen (met een gewicht van 20-25 g) werden getransplanteerd in gender-gematchte B6-ontvangers (6-8 weken oud). De muizen werden verkregen uit commerciële bronnen (zie Tabel van Materialen). Syngeneïsche transplantaties werden uitgevoerd om cellulaire responsen gerelateerd aan ischemie-reperfusieletsel te evalueren, en allogene transplantaties werden uitgevoerd om de immuunmechanismen te onderzoeken die betrokken zijn bij transplantaattolerantie en afstoting. B6 lysozyme M-green fluorescent protein (LysM-GFP) reporter muizen17, oorspronkelijk verkregen van Klaus Ley van La Jolla Institute for Allergy and Immunology, La Jolla, CA, en vervolgens gefokt in onze faciliteit, werden gebruikt als ontvangers voor geselecteerde experimenten om neutrofiele infiltratie in harttransplantaten te visualiseren. Overlevingsoperaties werden uitgevoerd met behulp van aseptische procedures.

1. Donorprocedure

  1. Verdoof de muizen door ketamine (80−100 mg/kg) en xylazine (8−10 mg/kg) (zie Materiaaltabel) intraperitoneaal in de donormuis te injecteren. Bevestig het chirurgische vlak van anesthesie met teen- en staartknijpen.
  2. Bereid het chirurgische gebied voor door het haar van de borst en buik te scheren met een elektrisch scheermes.
  3. Dien 100 eenheden heparine (zie materiaaltabel) intraveneus toe in de penisader (mannen) of de uitwendige halsader (mannen of vrouwen).
  4. Plaats de muizen in rugligging met voorpoten boven het hoofd. Zet de voorpoten en achterpoten vast met chirurgische tape en desinfecteer de huid met drie afwisselende scrubs van 0,75% jodium en 70% ethanol.
  5. Voer een incisie uit, mediane laparosternotomie, van navel tot sternale hoek (3-4 cm), gevolgd door een bilaterale thoracotomie langs elke kustmarge (2 cm bilateraal). Vouw de voorste borstwand over de nek voor volledige belichting van het mediastinum.
  6. Snijd de thymus weg en stel de intrathoracale inferieure vena cava bloot.
  7. Transect over de breedte van de abdominale aorta voor exsanguinatie.
  8. Injecteer voor retrograde perfusie 1,5 ml zoutoplossing van 4 °C in de intrathoracale inferieure vena cava met de naald superieur gericht op het transplantaat, zoals eerder beschreven13.
  9. Ligate de superieure vena cava met een 8-0 zijde hecht en verdeel distally.
  10. Herhaal de retrograde perfusie door nog eens 1,5 ml zoutoplossing van 4 °C te injecteren via de inferieure vena cava.
  11. Ligaat de inferieure vena cava met een 8-0 zijde hecht en verdeel distally.
  12. Ontleed de aortaboog en de longslagaderstam voor het oogsten van transplantaten en transect beide distally. Ligaat de longaders op het achterste oppervlak van het hart met behulp van een 6-0 zijdeverbinding en verdeel distaal.
  13. Voer transplantaatvoorbereiding uit door het donorhart uit de borstholte te verwijderen. Plaats het weggesneden hart gedurende 1-2 minuten in een plastic bakje gevuld met 4 °C gehepariniseerde zoutoplossing. Breng het transplantaat over op een steriele plastic kolf gevuld met ijs voor plaatsing in de manchet (figuur 1A).
    OPMERKING: Het harttransplantaat moet ongeveer 5 minuten op de kolf blijven om de donorlongslagadermanchet te plaatsen.
  14. Plaats een 1 mm lange 20 G angiocatheter (zie Materiaaltabel) manchet over de longslagader voor de donormanchet. Vouw met behulp van een fijne tang de randen van de slagader voorzichtig terug over de manchet. Bevestig het gevouwen vat aan de manchet met behulp van een 10-0 nylon stropdas, zoals eerder beschreven18 (figuur 1B, C).
  15. Bewaar het donorhart in een gehepariniseerde zoutoplossing of een andere conserveringsoplossing bij 4 °C.
    OPMERKING: Hoewel sommigen de voorkeur geven aan specifieke conserveringsoplossingen (bijvoorbeeld de oplossing van de Universiteit van Wisconsin) voor langdurig ischemisch behoud, kan het duur zijn19. Zoutoplossing kan een geschikt alternatief zijn voor korte perioden van ischemie (<1 uur)20. Uiteindelijk hangt de keuze van de conserveringsoplossing af van het experimentele ontwerp21.

2. Procedure voor de ontvanger

  1. Injecteer ketamine (80−100 mg/kg) en xylazine (8−10 mg/kg) intraperitoneaal in de ontvangende muis voor anesthesie. Injecteer buprenorfine met aanhoudende afgifte (0,5-1,0 mg/kg) subcutaan voor analgesie. Bevestig het chirurgische vlak van anesthesie met teen- en staartknijpen.
  2. Bereid het chirurgische gebied voor door het haar van het cervicale gebied te scheren met behulp van een elektrisch scheermes. Breng steriele, niet-medicinale oftalmische zalf aan op de ogen om uitdroging van het hoornvlies te voorkomen.
  3. Plaats het dier in rugligging met voorpoten naast het lichaam en het hoofd iets naar links gedraaid. Bevestig de voorpoten en achterpoten met chirurgische tape. Desinfecteer de huid met drie afwisselende scrubs van 0,75% jodium en 70% ethanol.
  4. Maak een cervicale incisie in de middellijn van de onderkaak naar het borstbeen.
  5. Transect de rechter sternocleidomastoïde spier. Snijd de rechterkwab van de submandibulaire klier weg om ruimte te creëren voor implantatie van het transplantaat.
  6. Bind een slipknot over de proximale externe halsader met behulp van een 6-0 zijden hechting. Ligaat de distale externe halsader en aangrenzende takken met behulp van een 8-0 zijden hechting. Maak een dwarse incisie over de voorste wand van de externe halsader.
  7. Plaats een 10-0 nylon hechtdraad door de rand van de proximale externe halsader en het onderliggende weefsel om de ader vast te zetten tijdens het inbrengen van de manchet (figuur 1D).
  8. Ligaat de distale rechter gemeenschappelijke halsslagader met behulp van een 8-0 zijde hechting net inferieur aan de carotis bifurcatie. Bind een slipknot over de proximale gemeenschappelijke halsslagader met behulp van een 6-0 zijden hechting. Transect de slagader distaal tussen de hechtingen.
  9. Plaats, net als bij de donormanchet, een 0,6 mm lange 24 G angiocatheter manchet over de rechter gemeenschappelijke halsslagader van de ontvanger. Vouw met behulp van een fijne tang de randen van de slagader voorzichtig terug over de manchet. Bevestig het gevouwen vat aan de manchet met een 10-0 nylon stropdas.
  10. Plaats het donorhart superieur aan het rechter cervicale gebied.
  11. Druppel koude zoutoplossing op het harttransplantaat om de paar minuten tijdens de implantatie.
  12. Plaats een 10-0 nylon hechting door de rand van de donoraorta en door een oppervlakkige beet van het onderliggende weefsel om het transplantaat op zijn plaats te houden (figuur 1E).
  13. Spoel de donoraorta met 0,5 ml 0,9% gehepariniseerde zoutoplossing.
  14. Steek de gemeenschappelijke halsslagadermanchet van de ontvanger in de donoraorta. Beveilig de anastomose met een 8-0 zijden stropdas (figuur 1F). Verwijder de aortakanker hechting.
  15. Ontlucht de externe halsader door de externe halsader van de ontvanger te spoelen met 0,5 ml 0,9% gehepariniseerde zoutoplossing.
  16. Voer pulmonale arterie-anastomose uit door de donorlongslagadermanchet in de externe halsader van de ontvanger in te brengen en te beveiligen met een 8-0 zijden stropdas (figuur 1G). Verwijder de externe halsaderanker hechting en transect de resterende achterwand van de externe halsader om het transplantaat van het onderliggende weefsel te bevrijden. Zorg ervoor dat het transplantaat goed georiënteerd is zonder knikken of draaien van de anastomosen.
  17. Laat de slipknots los op de externe halsader van de ontvanger, gevolgd door de gemeenschappelijke halsslagader om reperfusie van het harttransplantaat te initiëren (figuur 1H).
  18. Sluit de cervicale huidincisie met behulp van een onderbroken 6-0 nylon hechtdraad.

3. Postoperatieve zorg

  1. Plaats de ontvanger onmiddellijk na de operatie in een warme herstelkamer en controleer deze nauwlettend totdat hij volledig hersteld is van de anesthesie (ongeveer 1 uur).
  2. Blijf het dier nauwlettend controleren (elke 6-8 uur) gedurende ten minste 72 uur na de operatie op tekenen van abnormaal gedrag, zoals lethargie, schudden, snelle ademhaling of anorexia.
  3. Voor pijnbestrijding, injecteer carprofen (5 mg / kg) subcutaan elke 8-12 uur voor analgesie, naast subcutane buprenorfine (0,05 mg / kg) elke 8-12 uur gedurende 24-48 uur vanaf het einde van de operatie.

4. Intravitale beeldvorming van twee fotonen van leukocytenhandel in het harttransplantaat

  1. Injecteer ketamine (80-100 mg/kg) en xylazine (8-10 mg/kg) intraperitoneaal in een B6 LysM-GFP ontvangende muis17 2 uur na transplantaatreperfusie voor anesthesie.
  2. Voer orotracheale intubatie uit met behulp van een 20 G angiocatheter, zoals eerder beschreven18.
  3. Sluit de angiocatheter aan op slangen van een mechanische muisventilator en ventileer met ruimtelucht met een snelheid van 120 ademhalingen / min en een getijdenvolume van 0,5 ml18.
  4. Injecteer 12 μL van 655 nm niet-gerichte Quantum dots (zie Tabel van materialen), gesuspendeerd in 50 μL PBS intraveneus, zoals eerder beschreven13.
  5. Heropen de nekincisie om het harttransplantaat bloot te leggen. Plaats de muis in een stabilisatiekamer.
  6. Bevestig een deel van de vrije wand van de linker ventrikel met behulp van een dunne ring van weefsellijm (zie Tabel van materialen), aangebracht op een glazen afdeklip bevestigd aan de bovenste kamerplaat.
  7. Plaats de kamer onder het microscoopobjectief met twee fotonen om afbeeldingen en video's te verkrijgen, zoals eerder beschreven13.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Dit muis cervicale heterotope harttransplantatiemodel is gebruikt om meer dan 1.000 transplantaties uit te voeren in ons laboratorium, met een overlevingspercentage van ongeveer 97%. Het slagingspercentage is iets hoger dan eerdere rapporten met behulp van andere cervicale heterotopische harttransplantatietechnieken bij muizen 10,11,20. Dit kan mogelijk worden toegeschreven aan de grotere manchet van 20 G die op de pulmonale sla...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Met behulp van deze techniek kan muis heterotope cervicale harttransplantatie worden uitgevoerd in minder dan 40 minuten door een ervaren microchirurg en in ongeveer 60 minuten door een instapmicrochirurg. Hoewel cervicale harttransplantatie in tal van diermodellen is bestudeerd, blijft een muismodel de gouden standaard vanwege meerdere goed gedefinieerde genetische stammen, genetische veranderingsmogelijkheden en de beschikbaarheid van talrijke reagentia, waaronder monoklonale antilichamen24. De ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

DK wordt ondersteund door National Institutes of Health-subsidies 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, Veterans Administration Merit Review grant 1I01BX002730 en The Foundation for Barnes-Jewish Hospital.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
6-0 gevlochten zijden bandjesHenry Schein Inc7718729
0,75% Providone jodium scrubPriority Care IncNDC 57319-327-0
10-0 nylon hechtdraadSurgical Specialties CorporationAK-0106
655-nm niet-doelgerichte Q-dotsInvitrogenQ21021MP
70% EthanolPharmco Products Inc111000140
8-0 gevlochten zijden bandjesHenry Schein Inc1005597
Adson forcepsFine Science Tools Inc91127-12
BALB/c en C57BL/6 muizen (6-8 weken)Jackson Laboratories
Bipolare coagulatorValleylab IncSurgII-20, E6008/E6008B
Carprofen (Rimadyl) injectieTranspharm35844
Carprofen (Rimadyl) orale kauwbare tabletTranspharm38995/37919
Op maat gebouwde 2P microscoop met ImageWarp acquisitiesoftwareA&B Software
Dumont nr. 5 forcepsFine Science Tools Inc11251-20
Fijne vannas stijl veerscharenFine Science Tools Inc15000-03
GraphPad Prism 5.0Sun Microsystems Inc.
Halsey naaldhouderFine Science Tools Inc91201-13
Halsted-Mosquito klem gebogen puntFine Science Tools Inc91309-12
Harvard Apparatus muisventilator model 687Harvard ApparatusMA1 55-0001
Heparine oplossing (100 U/mL)Abraxis Pharmaceutical Products504031
ImarisBitplane
Ketamine (50 mg/kg)Wyeth206205-01
Microscoop—Leica Wild M651 × 6–40 vergrotingLeica Microsystems
Moria extra fijne veerscharenFine Science Tools Inc15396-00
Ohio isofluraannevelizerParkland ScientificV3000i
QdotsThermoFisher1604036
S&T SuperGrip Forceps hoekige puntFine Science Tools Inc00649-11
S&T SuperGrip Forceps rechte puntFine Science Tools Inc00632-11
Steriele normale zoutoplossing (0,9% (wt/vol) natriumchlorideHospira IncNDC 0409-4888-20
Steriele Q-tips (toelopende mini katoenen 3-inch applicatoren)Puritan Medical Company LLC823-WC
Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocathetherTerumo Medical CorporationSR-OX2032CA
Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocathetherTerumo Medical CorporationR-OX2419CA
ThermoCare Small Animal ICU Systeem (herstelinstellingen 3 L/min O2, 80 °C, 40% vochtigheid)Thermocare Inc
VetBondSanta Cruz Biotechnology SC361931NC0846393
Xylazin (10 mg/kg)Lloyd Laboratories139-236

Referenties

  1. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  2. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  3. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
  4. Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
  5. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  6. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  7. Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
  8. Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  9. Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
  10. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).
  11. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907(2015).
  12. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504(2022).
  13. Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
  14. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  15. Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
  16. Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
  17. Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
  18. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  19. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).
  20. Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103(2020).
  21. Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
  22. Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
  23. Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
  24. Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
  25. Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Trefwoorden

Vasculaire cuff techniekmuizenharttransplantatieischemie reperfusieschadetransplantaatafstotingimmuunrespons bij transplantatielongslagader cuffgemeenschappelijke halsslagaderanastomose techniektweefoton beeldvorming
Muis heterotopische cervicale harttransplantatie met behulp van vasculaire manchetten
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleid

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.