Hier ontwikkelden we een menselijk aorta gladde spiercel orgaan-op-een-chip model om de in vivo biomechanische stam van gladde spiercellen in de menselijke aortawand te repliceren.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Constructie van een humane Aorta gladde spiercel orgaan-op-A-chip model voor het recapuleren van biomechanische stam in de aortawand
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Conventionele tweedimensionale celkweektechnieken en diermodellen zijn gebruikt bij de studie van humaan thoracale aorta-aneurysma en dissectie (TAAD). Menselijke TAAD kan echter soms niet worden gekarakteriseerd door diermodellen. Er is een duidelijke soortkloof tussen klinische menselijke studies en dierproeven die de ontdekking van therapeutische geneesmiddelen kunnen belemmeren. Het conventionele celkweekmodel is daarentegen niet in staat om in vivo biomechanische stimuli te simuleren. Hiertoe hebben microfabricage en microfluïdische technieken zich de afgelopen jaren sterk ontwikkeld en nieuwe technieken opgeleverd voor het opzetten van organoïden-op-een-chip-modellen die de biomechanische micro-omgeving repliceren. In deze studie werd een humaan aorta glad spiercelorgaan-op-een-chip (HASMC-OOC) model ontwikkeld om de pathofysiologische parameters van de aortabiomechanica te simuleren, inclusief de amplitude en frequentie van cyclische spanning ervaren door menselijke aorta gladde spiercellen (HASMC's) die een vitale rol spelen in TAAD. In dit model werd de morfologie van HASMC's langwerpig van vorm, loodrecht op de stamrichting uitgelijnd en presenteerde een meer contractiel fenotype onder spanningsomstandigheden dan onder statische conventionele omstandigheden. Dit kwam overeen met de celoriëntatie en het fenotype in inheemse menselijke aortawanden. Bovendien hebben we, met behulp van bicuspid aortaklep-gerelateerde TAAD (BAV-TAAD) en tricuspidalis aortaklep-gerelateerde TAAD (TAV-TAAD) patiënt-afgeleide primaire HASMC's, BAV-TAAD en TAV-TAAD ziektemodellen opgesteld, die HASMC-kenmerken in TAAD repliceren. Het HASMC-OOC-model biedt een nieuw in vitro platform dat complementair is aan diermodellen voor het verder onderzoeken van de pathogenese van TAAD en het ontdekken van therapeutische doelen.
Inleiding
Thoracale aorta-aneurysma en dissectie (TAAD) is een gelokaliseerde dilatatie of delaminatie van de aortawand die geassocieerd is met hoge morbiditeit en mortaliteit1. Menselijke aorta gladde spiercellen (HASMC's) spelen een vitale rol in de pathogenese van TAAD. HASMC's zijn geen terminaal gedifferentieerde cellen en HASMC's behouden een hoge plasticiteit, waardoor ze van fenotype kunnen wisselen als reactie op verschillende stimuli2. HASMC's worden voornamelijk onderworpen aan ritmische trekspanning in vivo, en dit is een van de belangrijkste factoren die de morfologische veranderingen, differentiatie en fysiologische functies van gladde spieren reguleren 3,4. Daarom kan de rol van cyclische spanning in de studie van HASMC's niet worden genegeerd. Conventionele 2D-celculturen kunnen echter niet de biomechanische stimulatie van cyclische stam repliceren die hasmc's in vivo ervaren. Bovendien is de constructie van een dierlijk TAAD-model niet geschikt voor sommige soorten TAAD, zoals bicuspide aortaklep (BAV)-gerelateerde TAAD. Bovendien kan de soortenkloof tussen klinische menselijke studies en dierproeven niet worden genegeerd. Het belemmert farmaceutische vertaling in de klinische praktijk. Er is dus dringend behoefte aan complexere en fysiologische systemen om de in vivo biomechanische omgeving te simuleren in het onderzoek naar aortaziekten.
Dierproeven die worden gebruikt in biomedisch onderzoek en medicijnontwikkeling zijn kostbaar, tijdrovend en ethisch twijfelachtig. Bovendien voorspellen de resultaten van dierstudies vaak niet de resultaten die zijn verkregen in klinische onderzoeken bij mensen 5,6. Het gebrek aan menselijke preklinische modellen en het hoge faalpercentage in klinische onderzoeken hebben geresulteerd in weinig effectieve geneesmiddelen voor de kliniek, waardoor de kosten van de gezondheidszorg zijngestegen 7. Het is dus dringend noodzakelijk om andere experimentele modellen te vinden als aanvulling op diermodellen. Microfabricage en microfluïdische technieken hebben zich de afgelopen jaren sterk ontwikkeld en bieden nieuwe technieken voor het opzetten van organoïden-op-een-chip-modellen die de nadelen van traditionele 2D-celkweektechnieken verhelpen en een realistischer, goedkoper en efficiënter in vitro model opstellen voor fysiologische studies en medicijnontwikkeling. Met behulp van microfluïdische apparaten worden organen-op-chips opgericht om levende cellen te kweken in kamers van micrometerformaat met verschillende stimuli om de belangrijkste functies van een weefsel of orgaan te repliceren. Het systeem bestaat uit enkele of meerdere microfluïdische microkanalen, met ofwel één soort cel gekweekt in een doordrenkte kamer die functies van één weefseltype repliceert of verschillende celtypen gekweekt op poreuze membranen om interfaces tussen verschillende weefsels te recreëren. Microfluïdische organoïden in combinatie met van de patiënt afgeleide cellen hebben het unieke voordeel dat ze het grote soortverschil tussen muis- en menselijke ziektemodellen overbruggen en de nadelen van traditionele 2D-celcultuur voor onderzoek naar ziektemechanismen en medicijnontdekking overwinnen. Met de snelle ontwikkeling van microfluïdica in de afgelopen jaren, hebben onderzoekers het nut gerealiseerd van in vitro organ-on-a-chip (OOC) modellen die complexe in vivo biologische parameters repliceren8. Deze microfluïdische organoïden simuleren in vitro biomechanische omgevingen, zoals cyclische spanning, schuifspanning en vloeistofdruk, en bieden een driedimensionale (3D) celkweekomgeving. Tot op heden zijn verschillende OOC-modellen opgesteld om biomechanische stimuli in organen zoals long9, nier10, lever 11, darm12 en hart13 te simuleren, maar deze zijn niet op grote schaal toegepast op de studie van menselijke aortaziekte.
In deze studie presenteren we een menselijk aorta gladde spiercel orgaan-op-een-chip (HASMC-OOC) model dat de biomimetische mechanische krachten en ritmes kan regelen die worden toegepast op TAAD-patiënt-afgeleide primaire HASMC's. De chip bestaat uit drielaagse dikke platen polydimethylsiloxaan (PDMS) geëtst met kanalen en twee gecommercialiseerde zeer flexibele PDMS-membranen. HASMC's worden gekweekt op de PDMS-membranen. Het kanaal in het midden van de chip is gevuld met een kweekmedium voor celkweek. De bovenste en onderste kanalen van de chip zijn verbonden met een vacuümdruktoevoersysteem dat het ritme en de frequentie van de mechanische trekspanning van de PDMS-membranen kan regelen. Ritmische spanning ervaren door HASMC's kan worden gesimuleerd in HASMC-OOC, waarbij de biomechanische micro-omgeving van weefsel of orgaan wordt gerepliceerd die niet functioneel haalbaar is met conventionele 2D-kweeksystemen. Met het voordeel van hoge resolutie, real-time beeldvorming en biomechanische micro-omgeving, kunnen de biochemische, genetische en metabole activiteiten van levende cellen worden bestudeerd voor weefselontwikkeling, orgaanfysiologie, ziekte-etiologie, moleculaire mechanismen en biomarkeridentificatie, hart- en vaatziekten en aortaziekte. In combinatie met weefselspecifieke en patiëntcellen kan dit systeem worden gebruikt voor geneesmiddelenscreening, gepersonaliseerde geneeskunde en toxiciteitstests. Dit HASMC-OOC-model biedt een nieuw in vitro platform voor het bestuderen van de pathogenese van de aortaziekte.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Menselijke aortamonsters werden gebruikt voor primaire HASMC-isolatie onder de goedkeuring van Zhongshan Hospital, Fudan University Ethics Committee (NO. B2020-158). Aortamonsters werden verzameld van patiënten die een opgaande aorta-operatie ondergingen in het Zhongshan Hospital, Fudan University. Schriftelijke geïnformeerde toestemming werd verkregen van alle patiënten vóór deelname.
1. Primaire menselijke aorta gladde spiercel isolatie
- Was het rechter laterale gebied van de opgaande aorta met steriele PBS, 1x-2x.
- Verwijder de intima- en adventitia-lagen van het weefsel met twee oogheelkundige tangen en behoud de medialaag om de cellen te oogsten.
- Leg de medialaag op een kweekschaal van 10 cm en snijd deze met een schaar in kleine stukjes (2-3 mm). Voeg 5 ml gladde spiercelkweekmedium (SMCM) toe dat 10% FBS en 1% penicilline-streptomycine bevat.
- Verplaats het kleine weefsel in de kweekfles met een steriele druppelaar en verspreid het weefsel gelijkmatig. Gooi het kweekmedium zoveel mogelijk weg en keer de fles dan ondersteboven om.
- Voeg 2 ml SMCM toe aan de omgekeerde kweekfles en plaats deze in de incubator (5% CO2) bij 37 °C gedurende 1-2 uur, draai hem vervolgens langzaam naar rechts en voeg nog eens 2 ml SMCM toe.
- Na 5-7 dagen incubatie, wissel de SMCM met 4 ml verse SMCM. Over het algemeen klimmen sporadische gladde spiercellen in ongeveer 2 weken uit.
- Gooi de SMCM langzaam weg en voeg deze langzaam toe bij het vervangen van het medium. Transporteer de kweekfles langzaam wanneer u naar een microscoopstation gaat; anders zullen de weefsels drijven en zullen de cellen langzaam groeien.
- Wanneer de cellen ongeveer 80% samenvloeiing bereiken, wast u met 2 ml PBS, verteert u met 2 ml 0,25% trypsine en verdeelt u ze in twee nieuwe kweekflessen met 4 ml verse SMCM.
- Identificeer de cellen door middel van een immunofluorescentieanalyse van vier verschillende specifieke markers voor gladde spiercellen (CNN1, SM22)14.
2. Voorbereiding van PDMS-chip
- Om PDMS te polymeriseren, voegt u uithardingsmiddel (B-component) toe aan base (A-component) met een gewichtsverhouding van A: B = 10:1 w / w en mengt u het complex volledig gedurende 5 minuten; het volume is afhankelijk van de behoefte aan het onderzoek.
- Plaats de bereide PDMS-gel gedurende 30-60 minuten in een vacuümafzuigtank en houd de druk onder -0,8 mPa.
OPMERKING: Hoge druk zal leiden tot onvoldoende extractie van kleine bubbels in de PDMS-gel die de volgende stap van chipfabricage zullen beïnvloeden. - Ontwerp de matrijs met behulp van cad-software (computerondersteund ontwerp) met een 100 mm × 40 mm × 8 mm externe framestructuur en een 70 mm × 6 mm × 4 mm kanaal.
- Maak de mallen van de drie lagen op maat met behulp van een zeer nauwkeurige computer numerieke controle graveermachine. Snijd het frame van de mallen en de microkanalen uit met behulp van polymethylmethacrylaat (PMMA) -platen en lijm ze vervolgens op een andere PMMA-plaat.
- Giet de voorbereide PDMS-gel op een mal met een 100 mm × 40 mm × 6 mm buitenframe en 70 mm × 6 mm × kanaal van 4 mm en vervolgens cross-link bij 70 °C gedurende 1-2 uur.
- Verwijder de verknoopte PDMS-platen van de mal en snijd de gecommercialiseerde PDMS-membranen in secties van 100 mm × 40 mm.
- Behandel de drie voorbereide PDMS-platen en twee PDMS-membranen met zuurstofplasma gedurende 5 minuten voor PDMS-oppervlakteactivering. Pas de volgende specifieke instellingen toe: ruimtelucht als procesgas; druk ingesteld op -100 kPa; huidige ingesteld op 180--200 Ma; spanning ingesteld op 200 V; procestijd tot 5 min.
- Pons gaten op de drie PDMS-platen met behulp van een 1 mm-perforator om de in- en uitlaat van lucht en middelgrote microkanalen op de PDMS-chip te maken.
- Verlijm drie PDMS-platen en twee PDMS-membranen samen in de volgorde: luchtkanaal PDMS-plaat (toplaag) - PDMS-membraan - mediumkanaal PDMS-plaat (middenlaag) - PDMS-membraan- luchtkanaal PDMS-plaat (onderste laag). Voer deze stap uit onder een stereoscopische microscoop op 4x om de luchtmicrokanalen volledig te overlappen met de middelgrote microkanalen.
- Plaats de geassembleerde PDMS-chip gedurende 1 uur in een incubator van 70 °C.
- Bereid verschillende latexslangen met een binnendiameter van 1 mm en een lengte van 3 cm voor. Steek een buitendiameter van 1 mm en een roestvrijstalen naald van 1 cm in het ene uiteinde van de voorbereide slang en steek vervolgens een Luer in het andere uiteinde van de slang om de buis te maken die is aangesloten op de lucht- en mediummicrokanalen van de PDMS-chip.
- Plaats de voorbereide buizen in de uitlaten en inlaten van de lucht en middelgrote microkanalen op de PDMS-chip.
3. PDMS-chipoppervlakbehandeling en sterilisatie
- Injecteer 2 ml 80 mg/ml muiscollageen in het medium microkanaal van de PDMS-chip met behulp van een spuit van 2 ml en incubeer gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
- Verwijder na incubatie het collageen uit het kanaal en herinner het zich met een spuit van 2 ml. Plaats de met collageen gecoate PDMS-chips 's nachts in een incubator van 60 °C.
- Plaats de PDMS-chips langer dan 1 uur in een UV-sterilisator. Plaats de gesteriliseerde PDMS-chips op een ultraschone bank ter voorbereiding op het celexperiment.
4. Cell seeding op de PDMS-chip en het celrekproces
- Kweek 4 x 105 primaire menselijke gladde spiercellen (HASMC's) van patiënten die smooth muscle cell medium (SMCM) gebruiken dat 2% foetaal runderserum (FBS) en 1% penicilline-streptomycine bevat in een 5% CO2-incubator bij 37 °C.
- Wanneer de HASMC-dichtheid 80% bereikt, gooit u de SMCM weg en wast u de cellen met 2 ml PBS.
- Vergist de cellen met 1 ml 0,25% trypsine gedurende 2 min en centrifugeer bij 100 x g gedurende 5 min. Verwijder het supernatant en resuspendeer de celpellet in 1 ml verse SMCM. Gebruik 8 ml SMCM om de cellen op een kweekschaal van 10 cm te kweken.
- Bereken het celnummer met behulp van een cytometer en gebruik de cellen in een eindconcentratie van 2 x 105 cellen / ml.
- Giet langzaam 2 ml PBS in het collageen gecoate en gesteriliseerde PDMS-chipmediummicrokanaal en gooi het later weg met een spuit van 2 ml.
- Giet langzaam een totaal van 2 ml van 2 x 105 cellen / ml HASMC-suspensie in het medium microkanaal van de PDMS-chip met behulp van een spuit van 2 ml. Sluit vervolgens de Luer bij de in- en uitgang van de PDMS-chip. Plaats de PDMS-chip in een incubator (5% CO2) bij 37 °C gedurende 1 dag.
- Nadat de cellen zijn bevestigd aan het PDMS-membraan in de PDMS-chip, bijna na 24 uur, sluit u de uitlaat van het luchtmicrokanaal op de PDMS-chip aan op het vacuümcontrollersysteem. Wanneer de cel is bevestigd, kan een langwerpige, normale cellulaire vorm worden gezien onder de microscoop, in contrast met de zwevende ronde cellen.
- Schakel de magneetklep en de vacuümpomp in. Open de vacuümregelaar en stel het drukniveau in op 10 kPa voor 7,18 ± 0,44% spanning en 15 kPa voor 17,28 ± 0,91% belasting.
- Nadat de parameters van het besturingssysteem zijn ingesteld, plaatst u de PDMS-chips in een incubator (5% CO2) bij 37 °C en strekt u gedurende 24 uur uit.
5. Voorbereiding van het mechanische besturingssysteem
- Bereid verschillende magneetventielen, vacuümfilters, vacuümregelaars, een vacuümpomp, een peristaltische pomp en een programmeerbare logische controller (PLC) voor die de magneetklep bestuurt.
- Programmeer de PLC-controller en stel het aan/uit-tijdsinterval in op 1 Hz. Sluit de magneetventielen aan op de geprogrammeerde controller.
- Sluit de inlaat van de vacuümpomp aan op de vacuümfilters en sluit vervolgens de uitlaat van de vacuümfilters aan op de vacuümregelaars. Sluit de uitlaat van de vacuümregelaars aan op magneetventielen en sluit ten slotte de uitlaat van de magneetventielen aan op de uitgangen van de luchtmicrokanalen van de PDMS-chips.
- Sluit de uitlaat van de peristaltische pomp aan op de inlaat van het medium microkanaal van de PDMS-chip en de inlaat van de peristaltische pomp op de uitlaat van de medium microkanaal PDMS-chip voor vervanging van kweekmedium en medicijnbehandeling.
- Pas de amplitude van de spanning aan door de regelaar en de spanningsfrequentie door de microcontroller.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Het HASMC-OOC-model bestaat uit een vacuümbesturingssysteem, een circulatiesysteem en PDMS-chips en het schematische ontwerp van het HASMC-OOC-model (figuur 1). Het vacuümbesturingssysteem bestaat uit een vacuümpomp, magneetventielen en een PLC-besturing. Om als circulatiesysteem te fungeren, werd een peristaltische pomp gebruikt om het celkweekmedium te vernieuwen en medicijnen toe te voegen. De PDMS-chip bestond uit twee vacuümkamers en een middelste kamer gevuld met SMCM voor celgroei. Vo...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Met de snelle ontwikkeling van microfluïdische technologie zijn de afgelopen jaren OOC-modellen ontstaan die de biologische functie en structuur van een of meer organen in vitro kunnen repliceren voor toepassingen in de biologie, geneeskunde en farmacologie15. OOC kan sleutelfuncties van de menselijke fysiologische micro-omgeving simuleren, essentieel voor het verkennen van ziektemechanismen en het bevorderen van preklinische geneesmiddelvertaling 8,16
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
De auteurs erkennen dat dit werk werd ondersteund door subsidies van de Science and Technology Commission van de gemeente Shanghai (20ZR1411700), de National Natural Science Foundation of China (81771971) en het Shanghai Sailing Program (22YF1406600).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 4% paraformaldehyde | Beyotime | P0099-100ml | Gebazigd voor cel immobilisatie |
| Alexa Fluor 350-labeled Goat Anti-Rabbit IgG | Beyotime | A0408 | Antilichamen gebruikt voor immunokleuring |
| Bovine serum albumin | Beyotime | ST025-20g | |
| Calcium AM/PI | Invitrogen | L3224 | |
| Cell culture flask | Corning | 430639 | |
| CNN1 | Abcam | Ab46794 | |
| Commercieel flexibel PDMS membraan | Hangzhou Bald Advanced Materials | KYQ-200 | |
| F-actin | Invitrogen | R415 | |
| FBS | Sigma | M8318 | |
| Slangen | Runze Fluid | 96410 | 1 mm binnendiameter; 3 mm buitendiameter; 1 mm wanddikte; Officiële websiteadres: https://www.runzefluidsystem.com |
| Human aortic smooth spiercellijn CRL1999 | ATCC | Lot Number:70019189 | |
| Image J | Imagej.net/fiji/downloads | Gratis downloaden: https://fiji.sc | Beeldplatform dat wordt gebruikt om fluorescentie-intensiteit te identificeren |
| Incubator | Thermo Fisher Scientific | Zorgt ervoor dat de temperatuur, vochtigheid en lichtbelichting tijdens het experiment exact hetzelfde zijn. | |
| Luer | Runze Fluid | RH-M016 | Officiële websiteadres: https://www.runzefluidsystem.com. |
| Microscope | Olympus | ||
| muis collageen | Sigma | C7661 | |
| Oxygen plasma | Changzhou Hongming Instrument | HM-Plasma5L | |
| Pasteur-pipet | Biologix | 30-0138A1 | |
| PBS | Beyotime | C0221A | |
| Pen-Strep | Sigma | P4458-100ml | Antibiotica gebruikt om bacteriële besmetting van cellen tijdens kweek te voorkomen. |
| peristaltische pomp | Kamoer | F01A-STP-B046 | |
| Petri schotel | Corning | 430167 | |
| PLC controller | Zhejiang Jun Teng (BenT) CNC-fabriek | BR010-11T8X2M | De gedetailleerde programma-instelling is te vinden in aanvulling. Officiële websiteadres: files.http://www.btcnc.net |
| polydimethylsiloxaan (PDMS) | Dow Corning | Sylgard 184 | |
| SM22 | Abcam | ab14106 | |
| SMCM | ScienCell | Cat 1101 | |
| Solenoïdklep | SMC (China) | VQZ300 | |
| Spuit | Becton, Dickinson en Company | 300841 | |
| Triton-X 100 | Beyotime | ST795 | Om celmembranen te doordringen |
| Trizol | Invitrogen | 10296010 | Gebazigd voor RNA-extractie |
| trypsine | Sigma | 15400054 | |
| vacuümfilter | SMC (China) | ZFC5-6 | Officiële websiteadres: https://www.smc.com.cn |
| vacuümpomp | Kamoer | KVP15-KL-S | |
| vacuümregelaar | AirTAC | GVR-200-06 | |
| Primers | |||
| Primernaam | Voorwaarts (5’ naar 3’) | Omgekeerd (5’ naar 3’) | |
| SM22 | CCGTGGAGATCCCAACTGG | CCATCTGAAGGCCAATGACAT | |
| CNN1 | CTCCATTGACTCGAACGACTC | CAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA |
Referenties
- Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
- van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
- Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
- Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
- Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
- Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902(2018).
- Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
- Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
- Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
- Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
- Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
- Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
- Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
- Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
- Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
- Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
- Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705(2021).
- Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301(2017).
- Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021(2017).
- Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
- Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
- Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
- Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
- Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310(2021).
- Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
- Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
