Methodenartikel

Isolatie en karakterisering van de natuurlijke microbiota van het modelnematode Caenorhabditis elegans

DOI:

10.3791/64249

⸱

17 augustus 2022

 ,  ,  , 
1Evolutionary Ecology and Genetics, University of Kiel, 2Max-Planck-Institute for Evolutionary Biology

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Caenorhabditis elegans is een van de belangrijkste modelsoorten in de biologie, maar bijna al het onderzoek wordt uitgevoerd in afwezigheid van de natuurlijk geassocieerde microben. De hier beschreven methoden zullen helpen om ons begrip van de diversiteit van geassocieerde microben te verbeteren als basis voor toekomstig functioneel C. elegans-onderzoek .

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De nematode Caenorhabditis elegans interageert met een grote diversiteit aan micro-organismen in de natuur. Over het algemeen wordt C. elegans vaak aangetroffen in rot plantenmateriaal, vooral rotte vruchten zoals appels of op composthopen. Het wordt ook geassocieerd met bepaalde ongewervelde gastheren zoals slakken en pissebedden. Deze habitats zijn rijk aan microben, die dienen als voedsel voor C. elegans en die ook aanhoudend de nematoden darm kunnen koloniseren. Tot op heden is de exacte diversiteit en consistentie van de inheemse C. elegans microbiota over habitats en geografische locaties niet volledig begrepen. Hier beschrijven we een geschikte aanpak voor het isoleren van C. elegans uit de natuur en het karakteriseren van de microbiota van wormen. Nematoden kunnen gemakkelijk worden geïsoleerd uit compostmateriaal, rottende appels, slakken of worden aangetrokken door appels op composthopen te plaatsen. De prime time voor het vinden van C. elegans op het noordelijk halfrond is van september tot november. Wormen kunnen uit verzameld substraatmateriaal worden gewassen door het substraat onder te dompelen in een bufferoplossing, gevolgd door het verzamelen van nematoden en hun overdracht op het groeimedium van nematoden of PCR-buffer voor latere analyse. We illustreren verder hoe de monsters kunnen worden gebruikt om de worm-geassocieerde micro-organismen te isoleren en te zuiveren en om wormen te verwerken voor 16S ribosomale RNA-analyse van de samenstelling van de microbiotagemeenschap. Over het algemeen kunnen de beschreven methoden nieuw onderzoek naar de karakterisering van de C. elegans-microbiota over habitats en geografische locaties stimuleren, waardoor wordt bijgedragen aan het verkrijgen van een uitgebreid begrip van de diversiteit en stabiliteit van de microbiota van de nematode als basis voor toekomstig functioneel onderzoek.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In de natuur wordt C. elegans vaak aangetroffen in rot plantenmateriaal, vooral rotte vruchten zoals appels of op composthopen1. Het wordt ook geassocieerd met bepaalde ongewervelde gastheren zoals slakken en pissebedden 2,3. Deze habitats zijn rijk aan microben, die niet alleen dienen als voedsel voor de worm, maar er ook stabiele associaties mee kunnen vormen. Informatie over de diversiteit van natuurlijk geassocieerde micro-organismen werd pas in 2016 gepubliceerd 4,5,6. Sindsdien hebben deze en slechts enkele recentere studies aangetoond dat C. elegans wordt geassocieerd met een verscheidenheid aan bacteriën en schimmels, meestal waaronder bacteriën van het geslacht Pseudomonas, Enterobacter, Ochrobactrum, Erwinia, Comamonas, Gluconobacter en verschillende anderen 6,7,8. Verschillende geassocieerde bacteriën kunnen de wormendarm stabiel koloniseren, hoewel niet alle 6,9,10,11,12. Ze zijn waarschijnlijk van cruciaal belang voor ons begrip van de biologie van C. elegans omdat ze voeding kunnen bieden, kunnen beschermen tegen ziekteverwekkers en mogelijk andere stressoren en centrale levensgeschiedeniskenmerken zoals voortplantingssnelheid, ontwikkeling of gedragsreacties kunnen beïnvloeden.

Als voorbeeld, natuurlijk geassocieerde isolaten van de geslachten Pseudomonas, Ochrobactrum en ook Enterobacter of Gluconobacter kunnen de worm beschermen tegen pathogene infectie en doden op verschillende manieren 5,6,11,13,14. Een specifiek isolaat van het geslacht Comamonas beïnvloedt de voedingsrespons, ontwikkeling, levensduur en vruchtbaarheid van nematoden 15,16,17. Providencia-bacteriën produceren de neuromodulator tyramine en moduleren daardoor de activiteit van het zenuwstelsel van de gastheer en de daaruit voortvloeiende gedragsreacties18. Een reeks verschillende natuurlijk geassocieerde bacteriën bleek de bevolkingsgroei, vruchtbaarheid en gedragsresponsen te beïnvloeden 5,6,9,11,19.

Tot op heden zijn de exacte diversiteit en consistentie van de inheemse C. elegans microbiota in habitats en geografische locaties niet volledig begrepen, en verdere associaties tussen de worm en microben uit zijn omgeving moeten nog worden ontdekt. Verschillende eerdere studies gebruikten bacteriestammen geïsoleerd uit een bepaald bodemmilieu, natuurlijke C. elegans-habitats of uit mesokosmosexperimenten (d.w.z. laboratoriumomgevingen die natuurlijke habitats recreëren) met C. elegans laboratoriumstammen 4,5,20. Hoewel deze studies nieuwe inzichten verkregen in de invloed van microben op specifieke nematodenkenmerken (bijv. nematodenmetabolisme21), is de relevantie van deze interacties voor de biologie van C. elegans in de natuur onduidelijk. Daarom beschrijft dit manuscript de methoden om C. elegans direct uit de natuur te isoleren en vervolgens de natuurlijk geassocieerde microben te isoleren en vervolgens te karakteriseren van zowel enkele wormen als groepen wormen. De beschreven methoden zijn een bijgewerkte en verbeterde versie van de procedures die eerder werden gebruikt voor de isolatie en karakterisering van natuurlijke C. elegans en zijn inheemse microbiota 2,6,7. Gezien het feit dat C. elegans op grote schaal wordt aangetroffen in ontbindend plantaardig materiaal over de hele wereld (vooral in rottende vruchten, gematigde streken en in de herfst)1,2,22,23,24,25, kan dit protocol door elk laboratorium worden toegepast wanneer er interesse is in het relateren van C. elegans eigenschappen van natuurlijk geassocieerde microben en dus een meer natuurlijk relevante context. Dit laatste is cruciaal voor een volledig begrip van de biologie van de nematode, omdat het bekend is uit een verscheidenheid van andere gastheersystemen dat de bijbehorende microbiota verschillende levensgeschiedeniskenmerken kan beïnvloeden26, een aspect dat momenteel grotendeels wordt verwaarloosd in de veelheid van C. elegans-studies in bijna alle life science-disciplines.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Bereiding van buffers en media

  1. Bereid de S-buffer voor door 5,85 g NaCl, 1,123 g K2HPO4, 5,926 g KH2PO4 en 1 l gedeïoniseerd H 2 O gedurende20minuten bij 121 °C aan een kolf en autoclaaf toe te voegen.
  2. Bereid een viskeus medium door toevoeging van een S-buffer met 1,2% (g/v) hydroxymethylcellulose (de stof die viscositeit van het medium veroorzaakt), 5 mg/ml cholesterol, 1 mM MgSO4, 1 mM CaCl2 en 0,1% (v/v) aceton. Autoclaaf en roer het viskeuze medium totdat het volledig homogeen is.
    OPMERKING: Dit kan meerdere uren duren. Ook kan S-buffer direct worden bereid en toegevoegd aan het viskeuze medium zonder voorafgaande sterilisatie.
  3. Bereid M9-buffer voor door 3 g KH2PO4, 6 g NA2HPO4·2 H2O, 5 g NaCl en 1 l gedeïoniseerd H2O toe te voegen aan een kolf van 1 l. Autoclaaf de oplossing en voeg na afkoeling 1 ml 1 M MgSO4 toe (123,24 g MgSO4·7H2O in 500 ml gedeïoniseerd H2O, filter gesteriliseerd).
  4. Bereid 10% (v/v) Triton X-100 stockoplossing door 5 ml Triton X-100 te mengen met 45 ml M9-buffer. Filter-steriliseer de oplossing met behulp van een filter van 0,2 μm.
  5. Bereid M9-buffer met Triton X-100 (M9-T) door 2,5 ml van de 10% (v/v) Triton X-100 stockoplossing toe te voegen aan 1 l M9-buffer na autoclaveren om 0,025% (v/v) M9-T te verkrijgen.
  6. Bereid 30% (v/v) glycerol in S-buffer door 15 ml steriele 100% glycerol en 35 ml steriele S-buffer in een buis van 50 ml te mengen.

2. Bereiding van milieumonsters (figuur 1)

  1. Verzamel milieumonsters zoals compost of rotte vruchten en plaats elk monster in een individuele plastic zak, buis of andere schone container.
    OPMERKING: Om nematoden aan te trekken, kunnen appels enkele weken voorafgaand aan de bemonstering op compost worden geplaatst.
  2. Verdeel stukjes van het milieumonster gelijkmatig in een lege, steriele petrischaal van 9 cm.
    OPMERKING: Monsters met hogere niveaus van verval hebben meer kans om C. elegans te bevatten. Optioneel kan een petrischaal gevuld met peptonvrij agarmedium (PFM) worden gebruikt om het contrast te verhogen.
  3. Bedek het monster zorgvuldig met ongeveer 20 ml steriel viskeus medium.
    OPMERKING: Nematoden drijven binnen 1-2 uur naar de oppervlakte. Het stroperige medium vertraagt de beweging van de wormen en maakt het gemakkelijker om ze te bemonsteren. Steriele M9-buffer kan als alternatief worden gebruikt, maar de wormbeweging zal sneller zijn.

figure-protocol-1
Figuur 1: Isolatie van nematoden uit substraten. Substraatmonsters worden in lege petrischalen geplaatst en bedekt met viskeus medium om nematoden weg te spoelen. Nematoden worden overgebracht naar M9-T en herhaaldelijk gewassen om bacteriën van buitenaf te verwijderen. Individuele nematoden kunnen worden gebruikt voor DNA-isolatie, isolatie van geassocieerde bacteriën of op agarplaten worden geplaatst om wormpopulaties te kweken. Figuur gemaakt met BioRender.com. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Isolatie van Caenorhabditis nematoden (figuur 1)

  1. Zoek naar Caenorhabditis-nematoden met behulp van een ontleedmicroscoop, volgens de richtlijnen die worden gepresenteerd in het hoofdstuk WormBook over de isolatie van C. elegans en verwante nematoden door Barrière en Félix27.
    OPMERKING: Caenorhabditis hermafrodieten / vrouwtjes hebben een darm van lichtbruine kleur (onder doorgelaten verlichting). Bovendien hebben de darmcellen grote celkernen, die zichtbaar zijn als witte stippen. Andere aaltjessoorten daarentegen hebben vaak een donkerbruine darm en kunnen anteroposterior asymmetrie in pigmentintensiteit vertonen en meestal geen zichtbare kernen. De vulva van volwassen Caenorhabditis hermafrodieten/vrouwtjes wordt gevonden in het midden van het dier. Deze vulvalokalisatie wordt niet altijd aangetoond door andere nematodentaxa. Caenorhabditis nematoden bezitten twee faryngeale bollen, die beide zichtbaar zijn met voldoende vergroting en doorgegeven verlichting en contrast met vele andere nematodentaxa. Caenorhabditis nematoden hebben een puntige staart, terwijl sommige andere nematoden een ronde staart hebben.
  2. Verzamel de Caenorhabditis nematoden onder een ontleedmicroscoop in zo min mogelijk vloeistof met behulp van een pipet van 20-100 μL. Breng de verzamelde nematoden rechtstreeks over op 1-3 ml steriel M9-T in een steriele petrischaal van 3 cm voor het wassen van de wormen om niet-gehechte microben te verwijderen (stap 3.3) of, als alternatief, breng individuele wormen over op een plaat met nematodengroeimedium (NGM) om een wormpopulatie vast te stellen (stap 3.4).
  3. Was de aaltjes om microben van de buitenkant van de nematode te verwijderen.
    OPMERKING: Dit protocol verrijkt voor darmbacteriën, maar elimineert niet volledig bacteriën die aan de wormenriem kleven.
    1. Incubeer de nematoden gedurende 10-15 min in M9-T.
    2. Pipetteer de aaltjes in zo min mogelijk vloeistof tot 1-3 ml verse M9-T in een nieuwe steriele petrischaal van 3 cm.
    3. Herhaal de incubatie en breng de aaltjes nog twee keer over naar verse M9-T.
      OPMERKING: De volgende stappen kunnen worden uitgevoerd met individuele wormen of met wormpopulaties. De wormen kunnen nu worden gebruikt voor de karakterisering van C. elegans en bijbehorende microben, evenals de isolatie van bacteriën (stappen 4 en 5). Als alternatief kunnen ze individueel worden overgebracht naar NGM-platen om een wormpopulatie vast te stellen (stap 3.4).
  4. Om een wormpopulatie te verkrijgen, pipetteer je een individuele nematode naar een NGM-plaat.
    OPMERKING: Alleen hermafrodiete nematoden zoals C. elegans of C. briggsae zijn in staat om nakomelingen te produceren van enkele wormen. Enkele wormen van andere soorten kunnen echter nog steeds nakomelingen produceren als ze al waren gedekt.
    1. Natuurlijk geïsoleerde nematoden bevatten meestal bacteriën in hun darm, die ze afwerpen op de NGM-platen, waar deze bacteriën groeien en beschikbaar zijn als voedsel voor C. elegans. Voeg geen afzonderlijke voedselorganismen toe zoals het standaard laboratoriumvoedingsorganisme, E. coli-stam OP50.
      OPMERKING: Het kweken van wormen op platen beïnvloedt de samenstelling van de geassocieerde bacteriële gemeenschap, maar de samenstelling is nog steeds vergelijkbaar met die van de natuurlijke C. elegans isolaten 6,7.
    2. Laat de nematoden tot 10 dagen woekeren bij de juiste temperatuur (bijv. 15-20 °C voor gematigde locaties). Vries deze aaltjes in (stap 3.5) of gebruik ze voor de karakterisering van C. elegans en bijbehorende microben en de isolatie van microben (stap 4 en 5).
  5. Invriezen van aaltjes voor langdurige opslag
    1. Laat de aaltjes op borden liggen totdat de voedselbacteriën zijn verdwenen en er zijn vooral kleine larvale stadia op de platen. Was de wormen van de platen in 1,5 ml S-buffer.
    2. Meng 500 μL wormbevattende S-buffer grondig met 500 μL 30% (v/v) glycerol in S-buffer in een steriele buis van 2 ml. Vries de buizen onmiddellijk in bij -80 °C voor langdurige opslag, anders kan de glycerol de nematoden beschadigen.

4. Voorbereiding van de wormen voor moleculaire identificatie van C. elegans en microben

  1. Voor onbevooroordeelde identificatie van nematoden-geassocieerde microben, bereid een 96-well plaat met drie steriele 1 mm kralen, 19,5 μL PCR-buffer en 0,5 μL Proteinase K (20 mg / ml) per put. Pipetteer een individu, gewassen nematode naar elke put en breng zo min mogelijk vloeistof over.
  2. Wormpopulaties kunnen ook worden gebruikt. Was hiervoor de wormen van de platen met M9-buffer en breng ~ 300 μL wormbevattende M9-buffer over naar 2 ml buizen met 10-15 kralen.
  3. Breek de aaltjes op met een kraalhomogenisator (bijvoorbeeld kraalkloppen gedurende 3 minuten bij 30 Hz). Centrifugeer de plaat of buizen kort om de vloeistof naar de bodem te krijgen (bijvoorbeeld gedurende 10 s bij 8000 x g bij kamertemperatuur [RT]).
  4. Identificatie van C. elegans
    1. Isoleer het DNA van individuele nematoden door de monsters in een PCR-cycler gedurende 1 uur bij 50 °C en 15 min bij 95 °C te verhitten. Isoleer het DNA van wormpopulaties met behulp van een isolatiemethode naar keuze (voorbeeldprotocollen van verschillende isolatiemethoden met behulp van commerciële kits 7,9). Vries het DNA in bij -20 °C voor langdurige opslag.
    2. Gebruik voor de identificatie van C. elegans het DNA en het primerpaar nlp30-F (tabel 1, 5'-ACACATACAACTGATCACTCA-3') en nlp30-R (tabel 1, 5'-TACTTTCCCCATCATCCGTATC-3') in een PCR, volgens de instructies van een Taq-leverancier naar keuze.
    3. Gebruik de volgende PCR-omstandigheden: initiële denaturatiestap bij 95 °C gedurende 2 minuten, gevolgd door 35 cycli van 95 °C gedurende 45 s, 55 °C gedurende 30 s, 72 °C gedurende 1 minuut en een laatste rekstap bij 72 °C gedurende 5 minuten. C. elegans produceert een PCR-product van 154 bp.
  5. Karakteriseer de nematode-geassocieerde bacteriën via 16S amplicon sequencing van het V3-V4 gebied, met behulp van het geïsoleerde DNA.
    1. Bereid een 16S-bibliotheek voor met de 16S-primers naar keuze en volg het protocol van de bibliotheekvoorbereidingskit. Een optie is om de primers 341F (Tabel 1, 5'-CCTACGGGNGGCWGCAG-3') en 806R (Tabel 1, 5'-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3') te gebruiken voor het V3-V4-gebied van het 16S-rRNA-gen, wat resulteert in sequenties die kunnen worden geclassificeerd met standaarddatabases met een goede resolutie7.
      OPMERKING: De hoeveelheid input-DNA is van cruciaal belang in deze stap. DNA verkregen van enkele wormen zal veel minder zijn dan dat verkregen van wormpopulaties. Voor enkele wormen kan het nodig zijn om de hoeveelheid input-DNA te verhogen of om het aantal PCR-cyclite verhogen 7.
    2. Bibliotheken kunnen worden gesequenced op een sequencingplatform met behulp van een geschikte sequencingkit.
      OPMERKING: Hier wordt het MiSeq-platform gebruikt met een geschikte MiSeq-reagenskit. De reagentia worden voortdurend verbeterd en moeten worden gekozen volgens de nieuwste normen.

5. Isolatie en teelt van nematoden-geassocieerde bacteriën (figuur 2)

  1. Om bacteriën te isoleren, bereidt u een 96-well plaat met drie steriele 1 mm kralen, 20 μL M9-buffer per put, en pipetteert een individu, gewassen nematode naar elke put, waarbij zo min mogelijk vloeistof wordt overgebracht.
    OPMERKING: Als alternatief kunnen wormpopulaties worden gewassen van de platen met M9-buffer en ~ 300 μL wormbevattende M9-buffer kan worden overgebracht naar 2 ml buizen met 10-15 kralen. In alle gevallen moeten de wormen afkomstig zijn uit een cultuur die met behulp van stap 4.1-4.4 werd geïdentificeerd als C. elegans .
  2. Breek de aaltjes op met een kraalhomogenisator (bijvoorbeeld kraalkloppen gedurende 3 minuten bij 30 Hz). Centrifugeer de plaat of buizen kort om de vloeistof naar de bodem te krijgen (bijvoorbeeld gedurende 10 s bij 8000 x g bij RT).
    OPMERKING: Het gebruik van deze methode leidde tot de isolatie van bacteriële taxa vergelijkbaar met die onthuld door 16S rDNA amplicon sequencing7, wat suggereert dat de beschreven kraal-kloppen de meeste bacteriële cellen intact laat.
  3. Verzamel het supernatant, verdun het serieel op 1:10 en breng tot 100 μL op agarplaten van 9 cm.
    1. Om ervoor te zorgen dat de meeste bacteriën kunnen worden gekweekt, gebruikt u een verscheidenheid aan alternatieve media met verschillende voedingssamenstellingen, waaronder verdunde trypticase soja-agar (TSA, 1:10 verdunning), MacConkey-agar, Sabouraud-glucose-agar, aardappeldextrose-agar of gist peptone dextrose-agar.
  4. Incubeer de platen bij de gemiddelde temperatuuromstandigheden van de bemonsteringslocatie (bijv. temperaturen tussen 15-20 °C voor gematigde locaties) gedurende 24-48 uur.
  5. Gebruik de standaard driestrengtechniek en een steriele lus om zuivere bacterieculturen te verkrijgen (figuur 2).
    1. Kies een enkele kolonie van een plaat met behulp van een steriele lus of tandenstoker en streep het uit op een nieuwe agarplaat met hetzelfde agarmedium als gebruikt voor zuivering. Zorg ervoor dat u slechts ongeveer 1/3 van de plaat gebruikt.
    2. Gebruik een nieuwe steriele lus of steriliseer een herbruikbare lus en sleep deze door de eerste streep om een tweede streep op een andere 1/3 van dezelfde plaat te maken.
    3. Herhaal deze stap door een steriele lus door de tweede streep te slepen.
    4. Incubeer de plaat bij dezelfde groeiomstandigheden die worden gebruikt voor isolatie. Deze techniek moet resulteren in enkele kolonies die groeien in het gebied van de derde streep.
      OPMERKING: Het kan nodig zijn om de zuiveringsstap meerdere keren te herhalen, omdat natuurlijke isolaten de neiging hebben om biofilms en / of aggregaten te vormen.
  6. Kweek de zuivere kolonies in een vloeibaar medium (van hetzelfde type als het agarmedium) met dezelfde temperatuur en groeitijd als hierboven (stap 5.4)
  7. Bereid bacterievoorraden voor door 300 μL van de bacteriecultuur toe te voegen aan 200 μL van 86% (v/v) glycerol (in het betreffende groeimedium, bijvoorbeeld TSB) en pipet op en neer om goed te mengen. U kunt ook DMSO-voorraden bereiden door 50 μL bacteriekweek te mengen met 50 μL van 7% (v/v) DMSO. Vries in bij -80 °C voor langdurige opslag.
  8. Karakteriseren van bacteriën met behulp van sequencing van het volledige 16S ribosomale RNA-gen
    1. Extraheer het bacteriële DNA uit zuivere vloeibare culturen met behulp van een geschikte techniek (bijvoorbeeld een DNA-extractiekit; uit ervaring werkt een op CTAB gebaseerd extractieprotocol heel goed22).
    2. Versterk het 16S-rRNA-gen met behulp van de primers 27F (tabel 1, 5'-GAGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3') en 1495R (tabel 1, 5'-CTACGGCTACCTTGTTACGA -3')28 en de volgende PCR-voorwaarden: 95 °C, 2 min, 22x (95 °C, 30 s; 55 °C, 30 s; 72 °C, 100 s) en een laatste verlengingsperiode bij 72 °C, 5 min.
    3. Om de volledige sequenties te verkrijgen, gebruikt u bovendien twee interne sequencingprimers, zoals 701F (tabel 1, 5'-GTGTAGCGGTGAAATGCG-3') en 785R (tabel 1, 5'-GGATTAGATACCCTGGTAGTCC-3')6.

figure-protocol-2
Figuur 2: Identificatie en isolatie van individuele bacteriën. Individuele nematoden worden afgebroken met behulp van een kraalhomogenisator en DNA wordt geïsoleerd voor soortbepaling via PCR of sequencing. Als alternatief wordt het afgebroken nematodenmateriaal serieel verdund en op groeimediumplaten geplateerd. Platen worden geïncubeerd totdat bacteriekolonies verschijnen en enkele kolonies worden naar nieuwe platen gestreept om zuivere culturen te verkrijgen. Afzonderlijke kolonies van de zuivere culturen worden gebruikt om vloeibare bacterieculturen te kweken voor de bereiding van bacterievoorraden voor langdurige opslag bij -80 °C. Figuur gemaakt met BioRender.com. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De nematode C. elegans wordt vaak aangetroffen in ontbindende vruchten, zoals appels, en ook compostmonsters. In Noord-Duitsland worden zowel C. elegans als congenerische soorten (met name C. remanei maar ook C. briggsae) voornamelijk gevonden van september tot2 november. De nematoden worden meestal aangetroffen in ontbindend plantaardig materiaal, vooral rottend fruit zoals appels of peren, en ook compost, met name materiaal dat een hoge mate van ontbinding ver...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De nematode Caenorhabditis elegans is een van de meest intensief bestudeerde modelorganismen in het biologisch onderzoek. Het werd geïntroduceerd door Sydney Brenner in de jaren 1960, oorspronkelijk voor het begrijpen van de ontwikkeling en de functie van het zenuwstelsel29. Sindsdien is C. elegans een krachtig model geworden voor het bestuderen van fundamentele processen in alle biologische disciplines, waaronder gedragsbiologie, neurobiologie, veroudering, evolutionaire biologi...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wij verklaren dat wij geen belangenconflict hebben.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We erkennen financiële steun van de Duitse Wetenschapsstichting (projecten A1.1 en A1.2 van het Collaborative Research Center 1182 on the Origin and Function of Metaorganisms). Wij danken de leden van het Schulenburg lab voor hun advies en steun.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
COMSOLCOMSOLmultifysische simulatiesoftware

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Schulenburg, H., Félix, M. -A. The natural biotic environment of Caenorhabditis elegans. Genetics. 206 (1), 55-86 (2017).
  2. Petersen, C., Dirksen, P., Prahl, S., Strathmann, E. A., Schulenburg, H. The prevalence of Caenorhabditis elegans across 1.5 years in selected North German locations: the importance of substrate type, abiotic parameters, and Caenorhabditis competitors. BMC Ecology. 14 (1), 4(2014).
  3. Petersen, C., et al. Travelling at a slug's pace: possible invertebrate vectors of Caenorhabditis nematodes. BMC Ecology. 15 (1), 19(2015).
  4. Berg, M., et al. Assembly of the Caenorhabditis elegans gut microbiota from diverse soil microbial environments. The ISME Journal. 10 (8), 1998-2009 (2016).
  5. Samuel, B. S., Rowedder, H., Braendle, C., Félix, M. -A., Ruvkun, G. Caenorhabditis elegans responses to bacteria from its natural habitats. Proceedings of the National Academy of Sciences. 113 (27), 3941-3949 (2016).
  6. Dirksen, P., et al. The native microbiome of the nematode Caenorhabditis elegans: gateway to a new host-microbiome model. BMC Biology. 14 (1), 38(2016).
  7. Johnke, J., Dirksen, P., Schulenburg, H. Community assembly of the native C. elegans microbiome is influenced by time, substrate and individual bacterial taxa. Environmental Microbiology. 22 (4), 1265-1279 (2020).
  8. Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485(2017).
  9. Dirksen, P., et al. CeMbio - The Caenorhabditis elegans microbiome resource. G3 Genes|Genomes|Genetics. 10 (9), 3025-3039 (2020).
  10. Zimmermann, J., et al. The functional repertoire contained within the native microbiota of the model nematode Caenorhabditis elegans. The ISME Journal. 14 (1), 26-38 (2019).
  11. Kissoyan, K. A. B., et al. Exploring effects of C. elegans protective natural microbiota on host physiology. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 12, 775728(2022).
  12. Zhang, F., et al. Natural genetic variation drives microbiome selection in the Caenorhabditis elegans gut. Current Biology. 31 (12), 2603-2618 (2021).
  13. Berg, M., et al. TGFβ/BMP immune signaling affects abundance and function of C. elegans gut commensals. Nature Communications. 10 (1), 604(2019).
  14. Kissoyan, K. A. B., et al. Natural C. elegans microbiota protects against infection via production of a cyclic lipopeptide of the viscosin group. Current Biology. 29 (6), 1030-1037 (2019).
  15. Watson, E., MacNeil, L. T., Arda, H. E., Zhu, L. J., Walhout, A. J. M. Integration of metabolic and gene regulatory networks modulates the C. elegans dietary response. Cell. 153 (1), 253-266 (2013).
  16. Watson, E., et al. Interspecies systems biology uncovers metabolites affecting C. elegans gene expression and life history traits. Cell. 156 (4), 759-770 (2014).
  17. MacNeil, L. T., Watson, E., Arda, H. E., Zhu, L. J., Walhout, A. J. M. Diet-induced developmental acceleration independent of TOR and insulin in C. elegans. Cell. 153 (1), 240-252 (2013).
  18. O'Donnell, M. P., Fox, B. W., Chao, P. -H., Schroeder, F. C., Sengupta, P. A neurotransmitter produced by gut bacteria modulates host sensory behaviour. Nature. 583 (7816), 415-420 (2020).
  19. Snoek, B. L., et al. A multi-parent recombinant inbred line population of C. elegans allows identification of novel QTLs for complex life history traits. BMC Biology. 17 (1), 24(2019).
  20. Avery, L., Shtonda, B. B. Food transport in the C. elegans pharynx. Journal of Experimental Biology. 206 (14), 2441-2457 (2003).
  21. Zhang, J., et al. A delicate balance between bacterial iron and reactive oxygen species supports optimal C. elegans development. Cell Host & Microbe. 26 (3), 400-411 (2019).
  22. Petersen, C., et al. Ten years of life in compost: temporal and spatial variation of North German Caenorhabditis elegans populations. Ecology and Evolution. 5 (16), 3250-3263 (2015).
  23. Félix, M. -A., Duveau, F. Population dynamics and habitat sharing of natural populations of Caenorhabditis elegans and C. briggsae. BMC Biology. 10 (1), 59(2012).
  24. Barrière, A., Félix, M. -A. Temporal dynamics and linkage disequilibrium in natural Caenorhabditis elegans populations. Genetics. 176 (2), 999-1011 (2007).
  25. Dolgin, E. S., Félix, M. -A., Cutter, A. D. Hakuna Nematoda: genetic and phenotypic diversity in African isolates of Caenorhabditis elegans and C. briggsae. Heredity. 100 (3), 304-315 (2008).
  26. Douglas, A. E. Simple animal models for microbiome research. Nature Reviews Microbiology. 17 (12), 764-775 (2019).
  27. Barrière, A., Félix, M. -A. Isolation of C. elegans and related nematodes. WormBook. , ed. The C elegans research community 1-19 (2014).
  28. Weisburg, W. G., Barns, S. M., Pelletier, D. A., Lane, D. J. 16S ribosomal DNA amplification for phylogenetic study. Journal of Bacteriology. 173 (2), 697-703 (1991).
  29. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  30. Crombie, T. A., et al. Local adaptation and spatiotemporal patterns of genetic diversity revealed by repeated sampling of Caenorhabditis elegans across the Hawaiian Islands. Molecular Ecology. 31 (8), 2327-2347 (2022).
  31. Haber, M. Evolutionary history of Caenorhabditis elegans inferred from microsatellites: Evidence for spatial and temporal genetic differentiation and the occurrence of outbreeding. Molecular Biology and Evolution. 22 (1), 160-173 (2004).
  32. Watson, E., et al. Metabolic network rewiring of propionate flux compensates vitamin B12 deficiency in C. elegans. eLife. 5, 17670(2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Caenorhabditis Elegans MicrobiotaNematode IsolationMicrobiota CharacterizationHost Microbe Interactions16S Ribosomal RNABacterial DNA ExtractionPure Bacterial CultureNematode Growth MediumBead HomogenizerPCR Amplification

Gerelateerde artikelen