Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Opstelling van een robuust en reproduceerbaar model van door straling geïnduceerde huid- en spierfibrose

1.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64251

⸱

31 augustus 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic Surgery, University of Pittsburgh, 2Department of Forensic Medicine and Toxicology, HBS Medical and Dental College, 3Department of Radiation Oncology, University of Pittsburgh Cancer Institute

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een protocol om door straling geïnduceerde huidfibrose in de achterpoot van muizen te induceren en na bestraling metingen van chronische stoornissen uit te voeren via ledemaatexcursie- en gangindexanalyses om het functionele resultaat te evalueren. Het model verheldert stralingsgerelateerde huidfibrosemechanismen en is nuttig in subklinische therapeutische studies.

Samenvatting

Door straling geïnduceerde huidfibrose (RISF) kan het gevolg zijn van een overvloed aan scenario's, waaronder kankertherapie, accidentele blootstelling of terroristische aanslagen. Radioactieve stralen kunnen door de huid dringen en de structuren op hun pad aantasten, waaronder huid, spieren en inwendige organen. De huid is de eerste structuur die wordt blootgesteld aan straling en is vatbaar voor het ontwikkelen van chronische fibrose, wat moeilijk te behandelen is. Momenteel vertonen beperkte behandelingsopties een matige werkzaamheid bij het verminderen van stralingsgerelateerde huidfibrose. Een belangrijke factor die de ontwikkeling van effectieve tegenmaatregelen in de weg staat, is het ontbreken van een handig en robuust model dat het mogelijk zou kunnen maken om de experimentele bevindingen naar mensen te vertalen. Hier is een robuust en reproduceerbaar model voor huidfibrose van de achterpoten van muizen opgesteld voor profylactische en therapeutische evaluatie van mogelijke middelen voor functioneel en moleculair herstel.

De rechter achterpoot werd bestraald met een enkele dosis van 40 (grijs) Gy om huidfibrose te induceren. Proefpersonen ontwikkelden oedeem en dermatitis in de vroege stadia, voorafgegaan door zichtbare huidvernauwing. Bestraalde ledematen vertoonden in de daaropvolgende weken een significant verminderd bewegingsbereik van de ledematen. In een laat stadium verdwenen de acute bijwerkingen, maar chronische fibrose bleef bestaan. Een loopindex werd uitgevoerd als een aanvullende functionele test, die de ontwikkeling van functionele beperkingen aantoonde. Deze niet-invasieve methoden toonden betrouwbare metingen aan voor het traceren van de progressie van fibrose, die wordt ondersteund door histologische analyses. De stralingsdosis-, toepassings- en postbestralingsanalyses die in dit model worden gebruikt, bieden een krachtige en reproduceerbare methode voor het bestuderen van door straling geïnduceerde huidfibrose en het testen van de werkzaamheid van therapeutische middelen.

Inleiding

De huid is het grootste orgaan van het lichaam en bedekt en beschermt het lichaam tegen gevaren. Het heeft drie verschillende lagen: epidermis, dermis en hypodermis. Elke laag heeft zijn unieke functies: de opperhuid voorkomt uitdroging en microbiële invasie; de dermis heeft een rijk netwerk van cellen en een extracellulaire matrix die zorgt voor treksterkte en elasticiteit1; De huidlaag bevat de sensorische receptoren, haarzakjes, klieren en bloedvaten voor lymfe- en capillaire netwerken. De hypodermis of het onderhuidse weefsel, met zijn overvloed aan vetweefsel, vormt de contouren van het lichaam en verdeelt mechanische belasting 2,3,4.

Straling, gegenereerd als gevolg van ongelukken, oorlog, terrorisme of therapeutische toepassingen, dringt door het lichaam in een lineair progressief karakter, waardoor de huid het eerste orgaan is dat in contact komt. De dreiging van dergelijke incidenten is toegenomen als gevolg van het toegenomen gebruik van radioactieve materialen in industrieën, medische faciliteiten en militaire installaties5. Klinisch wordt stralingsschade aan de huid gekenmerkt door cutaan stralingssyndroom (CRS), een van de vier subsyndromen van acuut stralingssyndroom (ARS). De reactie van de huid op ioniserende straling heeft belangrijke implicaties voor de behandeling en bescherming tegen verdere schade6. Bijkomende verwondingen zoals brandwonden en trauma bemoeilijken de klinische uitkomst verder in combinatie met stralingsletsels7. De mate van blootstelling van de huid aan straling correleert met een point-of-no-return-drempel, van waaruit de aantasting van andere organen resulteert in enkelvoudig of meervoudig orgaanfalen en uiteindelijk leidt tot de dood van de patiënt 8,9. Cutane stralingsschade bestaat uit een acute en een chronische fase. Acute stralingsbeschadiging manifesteert zich klinisch als erytheem, huidoedeem, dermatitis, blaarvorming, epidermale denudatie, droge of natte afschilfering, ulceratie en veranderingen in het haar en de nagels. De chronische fase manifesteert zich als dermale atrofie, fibrose, chronische ulceratie en teleangiëctasieën 10,11. Over het algemeen manifesteren acute effecten zich voornamelijk in de epidermis, terwijl chronische effecten het meest prominent zijn in de dermis. Acute reactie op blootstelling aan straling leidt tot een duidelijke afname van de mitotische activiteit binnen 12 uur na blootstelling, gevolgd door hyperemie, celvergroting, vacuolisatie, nucleaire pyknose en fragmentatie 4,12.

Stralingsdoses van meer dan 40 Gy resulteren in vochtige afschilfering en verlies van de opperhuid, wat leidt tot een verhoogde vatbaarheid voor infecties13. Bovendien induceert blootstelling van de huid aan straling de productie van cytokines, waardoor een inflammatoire immuunrespons in de huidlaag wordt veroorzaakt. Prominente ontstekingsmediatoren zijn onder meer interleukinen (IL-1, IL-3, IL-5, IL-6 en IL-8) en tumornecrosefactor-α (TNFα)14. Het falen van de oplossing van ontstekingen kan uiteindelijk leiden tot de ontwikkeling van fibrose op de plaats van stralingsschade15. Extra fysieke wonden of thermische verwondingen verergeren deze fibrotische respons nog meer, die zich uitstrekt tot de spierlaag16. Het transformeren van groeifactor-β (TGFβ) is het belangrijkste cytokine bij de ontwikkeling van fibrose17. Momenteel laten maar heel weinig behandelingsopties veelbelovende resultaten zien, en de meerderheid kan problemen hebben met de therapietrouw van de patiënt. Verder onderzoek naar de cellulaire en moleculaire reacties van de huid op verschillende stralingsdoses zal het begrip van de door straling geïnduceerde huidpathofysiologie verbeteren en de ontwikkeling van nieuwe therapieën bevorderen.

Om de klinische vertaling van onderzoeksresultaten in preklinische modellen te vergemakkelijken bij het verlichten van door straling geïnduceerde schade aan de huid en zachte weefsels, is het ontwerpen van zeer relevante experimentele modellen van therapeutische interventies na bestraling cruciaal. Er zijn zowel in vitro als in vivo modellen van door straling geïnduceerde schade beschreven, waaronder celcultuurmodellen van bestraalde endotheelcellen18,19, fibroblasten20 of keratinocyten19 en in vivo modellen van knaagdieren, varkens en niet-menselijke primaten. Knaagdiermodellen worden veel gebruikt in stralingsonderzoek vanwege hun overeenkomsten in reactie op stralingsschade met mensen en hun flexibiliteit van genetische manipulatie21. De stralingsdosisvereisten zijn hoger bij knaagdieren dan bij mensen bij het zoeken naar vergelijkbare resultaten: afschilfering, fibrose en necrose16,22. De beschrijving van scorecriteria om de respons op straling te meten heeft de acceptatie van knaagdiermodellen van huidletsel door straling verder verbeterd21,23.

Huidig onderzoek in de preklinische setting richt zich op het begrijpen van de mechanismen van door straling geïnduceerd huidletsel en het ontwikkelen van therapeutische opties. Het is dus essentieel om een robuust en reproduceerbaar preklinisch model op te zetten om de stralingsbelediging met een hoge klinische vertaalbaarheid te creëren. Dit werk beschrijft een muizenmodel van huidfibrose met een geoptimaliseerde stralingsdosis en afgiftetechniek. Ons model, dat functionele, histologische en moleculaire metingen combineert, kan worden gebruikt om het mechanisme van de ontwikkeling van fibrose effectief te bestuderen en nieuwe therapeutische opties te onderzoeken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Ethisch gebruik van dieren is goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), dat handelt in overeenstemming met de Animal Welfare Act. Dieren werden gehuisvest in een door de Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC) goedgekeurde faciliteit en behandeld volgens de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Anesthesie

  1. Plaats muizen in de doos van een anesthesiesysteem voor kleine dieren (Figuur 1). Breng 4% isofluraan in de doos en wacht 5-10 minuten, waarna u het isofluraan verlaagt tot 2-3%.
  2. Bevestig de anesthesiediepte door in de teen te knijpen. Breng oogglijmiddel aan om uitdroging te voorkomen. Verplaats het onderwerp naar de neuskegel met 2% isofluraanstroom.
  3. Gebruik de bovenstaande techniek om elke muis te verdoven voor scheren en het meten van ledematen. Gebruik een intraperitoneale pentobarbital-injectiedosis van 1,25 mg/kg om muizen te verdoven voor bestraling.

2. Voorbereiding van het huidgebied

  1. Plan om de muizen 2-3 dagen voor het bestralen te scheren. Trim het haar met een tondeuse (Figuur 2A).
  2. Breng ontharingscrème aan en wacht 1-2 minuten (Figuur 2B). Veeg de crème af met een droog gaasje en spoel de huid af met een met fosfaatbuffer zoutoplossing (PBS) doordrenkt gaasje (Figuur 2C).

3. Bestralingsprocedure

  1. Verdoof elke muis met een intraperitoneale injectie die 5 minuten voor de bestraling wordt toegediend. Plaats het ledemaat in het stralingsveld (25 cm x 25 cm) en zet het vast met chirurgisch meetlint (Figuur 3A-C).
  2. Beperk het lichaam met behulp van chirurgische tape (Figuur 3D). Plaats een bolus van 1 cm dik om diepe penetratie van straling te voorkomen/minimaliseren (Figuur 3E).
  3. Bereken de applicator en uitsnijdingen om 40 Gy aan de muizenhuid te leveren. Gebruik voor het experiment hier een lineaire versneller om een elektronenbundel van 6 MeV te genereren voor 3740 monitoreenheden om bestralingsbrandwonden te induceren. In deze instelling is een stralingsveld van 25 cm x 25 cm bij een dosis van 1.000 MU/min met een afstand van 100 cm tussen bron en oppervlak (SSD), wat de afstand is van de bestralingsbron tot de top van de bolus om de 40 Gy af te geven. De bestralingstijd is afhankelijk van de gebruikte lineaire versneller, de energie van de bundel en de veldgrootte. Een stralings- of medisch fysicus moet worden geraadpleegd om de monitoreenheden te berekenen die nodig zijn om 40Gy op de lineaire versneller te leveren.

4. Visuele monitoring van de ontwikkeling van fibrose

  1. Gebruik een draagbare digitale camera om de progressie van fibrose vast te leggen. Gebruik de macro-instelling om gedetailleerde foto's te maken.
  2. Verdoving muizen door inademing van isofluraan.
  3. Maak foto's door de lens dichter bij de huid te plaatsen en op vastleggen te drukken. Probeer de foto's zo consistent mogelijk te houden. Houd de proefpersoon onder direct toezicht totdat er weer voldoende bewustzijn is om de sternale lighouding te behouden.

5. Meting van de beenexcursie als functioneel resultaat van fibrose

  1. Plan vanaf de derde week na de bestraling om gedurende maximaal 6 weken elke week metingen te doen.
  2. Start en onderhoud de anesthesie zoals hierboven beschreven. Bereid een veld voor de neuskegel voor en bevestig een gradenboog met tape in het midden (Figuur 4A).
  3. Breng de muis over naar het veld en plaats zijn neus voorzichtig op de kegel. Plaats de rechterknie ten opzichte van het midden van de gradenboog (Figuur 4B).
  4. Houd de knie gefixeerd met de linkerhand en gebruik de rechterhand om de voet dorsaal te buigen met de wijs- en pollexvingers (Figuur 4C,D).
  5. Noteer de mate van extensie door de waarde af te lezen die door de tenen wordt aangegeven. Voer dezelfde procedure uit op het contralaterale niet-bestraalde been.

6. Meting van de loopfunctie-index

  1. 3D-print het knaagdierpad om een wandelpad van 40 cm te creëren dat op een hoogte van 15 cm hangt met een transparante vloer (Figuur 5). Plaats een videorecorder onder de baan en begin met filmen. De camera is afgesteld om een video op te nemen met de hoogst mogelijke resolutie en met een minimale framerate van 60 frames per seconde.
  2. Open het ene uiteinde van de baan en breng de muis naar binnen. Laat het dier vrij rondlopen op de baan. Leg het dier minstens drie keer zo soepel mogelijk vast.
  3. Controleer de kwaliteit van de video voordat u de volgende muis opneemt.
  4. Breng de video's over naar een computer met een videospeler, een screenshot-applicatie, een beeldverwerkingsprogramma en spreadsheetsoftware. Bekijk de opnames om drie verschillende, duidelijke voetafdrukken vast te leggen met behulp van de screenshot-functie (Afbeelding 6).
  5. Open het beeldverwerkingsprogramma voor metingen van de teenspreiding. Selecteer Bestand in het bovenste deelvenster en klik op Openen om de te analyseren afbeelding te zoeken en weer te geven.
  6. Selecteer het gereedschap Rechte lijn in de tweede rij van het bovenste paneel (Afbeelding 7_1). Markeer met deze tool de wandbreedte en klik op Analyseren > Schaal instellen, voer vervolgens de exacte waarde in voor een bekende afstand om de schaal te kalibreren (Figuur 7_2-5).
  7. Gebruik de tool Rechte lijn om de voetafdruk te markeren voor verschillende metingen (Afbeelding 6C, D; 1: voetlengte, 2: spreiding van de buitenste teen, 3: spreiding van de binnenste teen), selecteer Analyseren > meten en noteer de lengtewaarde (Afbeelding 8).
  8. Voer de analyses uit voor zowel de bestraalde als de niet-bestraalde ledematen. Gebruik de volgende vergelijking die eerder is gepubliceerd om de functionaliteit te beoordelen24
    figure-protocol-1
    waarbij SFI = ischiasfunctionaliteitsindex, E = experimentele of gewonde poot, N = normale of niet-gewonde poot, TS = teenspreiding en PL = afdruklengte.

7. Euthanasie

  1. Breng de proefpersoon over naar een op de CO2 -lijn aangesloten doos. Begin met de CO2 -infusie om een concentratie van 30%-70% in de kamer te bereiken. Voor een kamer van 5 L moet de gasinfusie tussen 1,5-3,5 L/min zijn.
  2. Wacht tot het dier 5-10 minuten stopt met ademen. Euthanaseer door cervicale dislocatie door het hoofd op zijn plaats te houden vanaf de schedelbasis en stevig aan de staartte trekken 25.

8. Histologie en downstreamanalyses 17

  1. Trek aan de bestraalde achterpoot om deze voor te bereiden op excisie. Selecteer een gebied van 2 cm x 1 cm ten opzichte van het achterste vlak van de extremitale huid.
  2. Gebruik een scherpe schaar om het huidmonster voorzichtig te verzamelen. Snijd het weefsel doormidden vanaf de lange as om twee afzonderlijke stukken te verkrijgen.
  3. Fixeer een stuk weefsel in 10% met formaline gebufferde zoutoplossing. Verwerk het gefixeerde weefsel voor het voorbereiden van histologische coupes op objectglaasjes.
  4. Breng het tweede stuk over in een doos gevuld met droogijs om de eiwitten en RNA te bewaren. Breng de weefselmonsters vervolgens snel over naar een vriezer van -80 °C en bewaar ze bevroren tot verdere verwerking.
  5. Beits de objectglaasjes op hematoxyline en eosine (H&E) vlek en Masson's Trichrome vlek. Visualiseer de bevlekte dia's onder een microscoop en maak foto's met een vergroting van 10x. Meet de dikte van het epitheel met behulp van beeldverwerkingssoftware, zoals hierboven uitgelegd voor de functionele looptest.

9. Statistieken

  1. Presenteer de gegevens als gemiddelde ± standaarddeviatie. Evalueer de resultaten met behulp van variantieanalyse (ANOVA) gevolgd door Bonferroni's multi-vergelijkingstest of Student t-test.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het opstellen en optimaliseren van het huidige bestralingsprotocol resulteerde in een consistente en reproduceerbare inductie van fibrose bij muizen. De rechterledematen van de muizen werden op de dag van bestraling in het stralingsveld geplaatst en vastgezet, en er werd 40 Gy straling toegediend.

De ontwikkeling van functionele beperkingen in de huid werd gevolgd door elke week na bestraling beelden te maken. Foto's toonden aan dat het geoptimaliseerde protoc...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Huidletsel is een waarschijnlijk gevolg van accidentele of medische behandelingsgerelateerde blootstelling aan straling. Kernreactoren hebben een risico op onbedoelde doorbreking als gevolg van menselijke fouten of natuurrampen zoals Tsjernobyl en Fukushima 26,27. Therapeutische dosering voor de behandeling van kanker is de meest voorkomende blootstelling, waarbij gebruik wordt gemaakt van gefractioneerde regimes met herhaalde do...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen of andere belangenconflicten met betrekking tot dit werk.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt gefinancierd door onderzoekssubsidies van het ministerie van Defensie W81XWH-19-PRMRP-DA, NIAID/NIH Grant 5R21AI153971-02 en PSF/MTF Grant 603902.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10% FormalinFischer Scientific23-427098
BolusOrfit8333.SO1/R
ClipperKent Scientific Corp.CL8787-KIT
CO2Various
CO2 ChamberE-Z Systems Inc.E-22000
Depilatory CreamChurch & Dwight Co., Inc.Nair
Digital CameraWolfangGA100
Eppendrof TubesEppendorf22364111
Eye LubricantDechraPuralube Ophthalmic Ointment
GauzeCovidien682252
Image Processing ProgramNIHImage J
IsofluraneDechraUSP Inhalation Anesthetic
Linear AccelaeratorVarian Medical Systems, Inc.23EX
PBSCytivaSH30256.LS
PentobarbitalAkorn PharmaceuticalsNembutal
ProtractorWestcott550-1120
Small Animal Anesthesia SystemE-Z Systems Inc.EZ-SA800Single animal system
Spreadsheet SoftwareMicrosoftExcel
Surgical ScissorsMedlineMDS0834111
Surgical Tape3M1538-1
Tape3MH-1113

Referenties

  1. Breitkreutz, D., Mirancea, N., Nischt, R. Basement membranes in skin: unique matrix structures with diverse functions. Histochemistry and Cell Biology. 132 (1), 1-10 (2009).
  2. Kim, J. -S., et al. Comparison of skin injury induced by β-and γ-irradiation in the minipig model. Journal of Radiation Protection and Research. 42 (4), 189-196 (2017).
  3. Kolarsick, P. A., Kolarsick, M. A., Goodwin, C. Anatomy and physiology of the skin. Journal of the Dermatology Nurses' Association. 3 (4), 203-213 (2011).
  4. von Essen, C. F. Radiation tolerance of the skin. Acta Radiologica: Therapy, Physics, Biology. 8 (4), 311-330 (1969).
  5. Dainiak, N., et al. Literature review and global consensus on management of acute radiation syndrome affecting nonhematopoietic organ systems. Disaster Medicine and Public Health Preparedness. 5 (3), 183-201 (2011).
  6. Hopewell, J. The skin: its structure and response to ionizing radiation. International Journal of Radiation Biology. 57 (4), 751-773 (1990).
  7. Flynn, D. F., Goans, R. E. Nuclear terrorism: triage and medical management of radiation and combined-injury casualties. Surgical Clinics. 86 (3), 601-636 (2006).
  8. Peter, R. Cutaneous radiation syndrome in multi-organ failure. The British Journal of Radiology. 78 (1), 180-184 (2005).
  9. Meineke, V. The role of damage to the cutaneous system in radiation-induced multi-organ failure. The British Journal of Radiology. 78 (1), 95-99 (2005).
  10. Berger, M., Christensen, D., Lowry, P., Jones, O., Wiley, A. Medical management of radiation injuries: current approaches. Occupational Medicine. 56 (3), 162-172 (2006).
  11. Ralf, U. P., Petra, G. Management of cutaneous radiation injuries: diagnostic and therapeutic principles of the cutaneous radiation syndrome. Military Medicine. 167, 110-112 (2002).
  12. Bray, F. N., Simmons, B. J., Wolfson, A. H., Nouri, K. Acute and chronic cutaneous reactions to ionizing radiation therapy. Dermatology and Therapy. 6 (2), 185-206 (2016).
  13. Mendelsohn, F. A., Divino, C. M., Reis, E. D., Kerstein, M. D. Wound care after radiation therapy. Advances in Skin & Wound. 15 (5), 216-224 (2002).
  14. Peter, R. U. Radiation Treatment and Radiation Reactions in Dermatology. , Springer. 185-188 (2015).
  15. Ejaz, A., Greenberger, J. S., Rubin, P. J. Understanding the mechanism of radiation induced fibrosis and therapy options. Pharmacology & Therapeutics. 204, 107399(2019).
  16. Williams, J. P., et al. Animal models for medical countermeasures to radiation exposure. Radiation research. 173 (4), 557-578 (2010).
  17. Ejaz, A., Epperly, M. W., Hou, W., Greenberger, J. S., Rubin, J. P. Adipose-derived stem cell therapy ameliorates ionizing irradiation fibrosis via hepatocyte growth factor-mediated transforming growth factor-beta downregulation and recruitment of bone marrow cells. Stem Cells. 37 (6), 791-802 (2019).
  18. Haubner, F., et al. Effects of external radiation in a co-culture model of endothelial cells and adipose-derived stem cells. Radiation Oncology. 8 (1), 66(2013).
  19. Ebrahimian, T. G., et al. Cell therapy based on adipose tissue-derived stromal cells promotes physiological and pathological wound healing. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29 (4), 503-510 (2009).
  20. Haubner, F., et al. A co-culture model of fibroblasts and adipose tissue-derived stem cells reveals new insights into impaired wound healing after radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 16 (11), 25947-25958 (2015).
  21. Urano, M., Kenton, L. A., Kahn, J. The effect of hyperthermia on the early and late appearing mouse foot reactions and on the radiation carcinogenesis: effect on the early and late appearing reactions. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 15 (1), 159-166 (1988).
  22. Law, M., Thomlinson, R. The pathogenesis of necrosis after radiotherapy. The British Journal of Radiology. 47 (562), 740(1974).
  23. Abe, Y., Urano, M. Fraction size-dependent acute skin reaction of mice after multiple twice-a-day doses. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 18 (2), 359-364 (1990).
  24. Inserra, M. M., Bloch, D. A., Terris, D. J. Functional indices for sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the mouse. Microsurgery. 18 (2), 119-124 (1998).
  25. Suckow, C. P. S. aM. A. Management of Animal Care and Use Programs in Research, Education, and Testing. Weichbrod, R. H., Thompson, G. A., Norton, J. N. , CRC Press/Taylor & Francis. (2018).
  26. Yamashita, S., Suzuki, S., Suzuki, S., Shimura, H., Saenko, V. Lessons from Fukushima: latest findings of thyroid cancer after the Fukushima nuclear power plant accident. Thyroid. 28 (1), 11-22 (2018).
  27. Cardis, E., et al. Cancer consequences of the Chernobyl accident: 20 years on. Journal of Radiological Protection. 26 (2), 127-140 (2006).
  28. Williams, N. R., et al. Radiation-induced fibrosis in breast cancer: A protocol for an observational cross-sectional pilot study for personalised risk estimation and objective assessment. International Journal of Surgery Protocols. 14, 9-13 (2019).
  29. Meineke, V., Fliedner, T. Radiation-induced multi-organ involvement and failure: challenges for radiation accident medical management and future research. The British Journal of Radiology. 78 (1), 196-200 (2005).
  30. Stone, H. B. Leg contracture in mice: an assay of normal tissue response. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 10 (7), 1053-1061 (1984).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Stralingsgeïnduceerde fibrosehuidfibrosemodelmurine achterpootblootstelling aan stralingchronische fibrosefunctionele assayhistologische analyseloopindextherapeutische evaluatie

Dit artikel is gepubliceerd

Video binnenkort beschikbaar

Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.