Method Article

Mechanostimulatie van meercellige organismen via een microfluïdisch compressiesysteem met hoge doorvoer

DOI:

10.3791/64281

⸱

December 23rd, 2022

 ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, Carnegie Mellon University, 2Department of Biological Sciences, Carnegie Mellon University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het huidige protocol beschrijft het ontwerp, de fabricage en de karakterisering van een microfluïdisch systeem dat in staat is om honderden Drosophila melanogaster-embryo's uit te lijnen, te immobiliseren en nauwkeurig te comprimeren met minimale tussenkomst van de gebruiker. Dit systeem maakt beeldvorming met hoge resolutie en herstel van monsters mogelijk voor poststimulatieanalyse en kan worden geschaald om plaats te bieden aan andere meercellige biologische systemen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tijdens embryogenese genereert gecoördineerde celbeweging mechanische krachten die genexpressie en -activiteit reguleren. Om dit proces te bestuderen, zijn hulpmiddelen zoals aspiratie of coverslipcompressie gebruikt om hele embryo's mechanisch te stimuleren. Deze benaderingen beperken experimenteel ontwerp omdat ze onnauwkeurig zijn, handmatige hantering vereisen en slechts een paar embryo's tegelijkertijd kunnen verwerken. Microfluïdische systemen hebben een groot potentieel voor het automatiseren van dergelijke experimentele taken terwijl ze de doorvoer en precisie verhogen. Dit artikel beschrijft een microfluïdisch systeem dat is ontwikkeld om hele Drosophila melanogaster (fruitvlieg) embryo's nauwkeurig te comprimeren. Dit systeem beschikt over microkanalen met pneumatisch bediende vervormbare zijwanden en maakt embryo-uitlijning, immobilisatie, compressie en verzameling na stimulatie mogelijk. Door deze microkanalen in zeven rijstroken te parallelliseren, kunnen stabiele of dynamische compressiepatronen tegelijkertijd op honderden Drosophila-embryo's worden toegepast. Het fabriceren van dit systeem op een glazen coverslip vergemakkelijkt de gelijktijdige mechanische stimulatie en beeldvorming van monsters met microscopen met hoge resolutie. Bovendien maken het gebruik van biocompatibele materialen, zoals PDMS, en de mogelijkheid om vloeistof door het systeem te laten stromen, dit apparaat in staat tot langdurige experimenten met media-afhankelijke monsters. Deze aanpak elimineert ook de vereiste voor handmatige montage die monsters mechanisch belast. Bovendien maakt de mogelijkheid om snel monsters uit de microkanalen te verzamelen poststimulatieanalyses mogelijk, inclusief -omics-assays die grote steekproefaantallen vereisen die onbereikbaar zijn met behulp van traditionele mechanische stimulatiebenaderingen. De geometrie van dit systeem is gemakkelijk schaalbaar naar verschillende biologische systemen, waardoor tal van velden kunnen profiteren van de hierin beschreven functionele kenmerken, waaronder een hoge monsterdoorvoer, mechanische stimulatie of immobilisatie en geautomatiseerde uitlijning.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Levende systemen ervaren en reageren voortdurend op verschillende mechanische inputs gedurende hun hele levensduur1. Mechanotransductie is in verband gebracht met vele ziekten, waaronder ontwikkelingsstoornissen, spier- en botverlies en neuropathologieën via signaalroutes die direct of indirect worden beïnvloed door de mechanische omgeving2. De genen en eiwitten die worden gereguleerd door mechanische stimulatie3 in de mechanosensitive signaling pathways4 blijven echter grotendeels onbekend5, waardoor de opheldering van de mechanische regulatiemechanismen en de identificatie van moleculaire doelwitten voor ziekten geassocieerd met pathologische mechanotransductie wordt voorkomen 6,7 . Een beperkende factor bij het projecteren van mechanobiologische studies op de gerelateerde fysiologische processen is het gebruik van individuele cellen met conventionele kweekschalen in plaats van intacte meercellige organismen. Modelorganismen, zoals Drosophila melanogaster (fruitvlieg), hebben sterk bijgedragen aan het begrijpen van de genen, signaalroutes en eiwitten die betrokken zijn bij de ontwikkeling van dieren 8,9,10. Niettemin is het gebruik van Drosophila en andere meercellige modelorganismen in mechanobiologisch onderzoek belemmerd door uitdagingen met experimentele hulpmiddelen. Conventionele technieken voor het voorbereiden, sorteren, in beeld brengen of toepassen van verschillende stimuli vereisen meestal handmatige manipulatie; deze benaderingen zijn tijdrovend, vereisen expertise, introduceren variabiliteit en beperken het experimentele ontwerp en de steekproefgrootte11. Recente microtechnologische ontwikkelingen zijn een geweldige bron voor het mogelijk maken van nieuwe biologische testen met een zeer hoge doorvoer en zeer gecontroleerde experimentele parameters 12,13,14.

Dit artikel beschrijft de ontwikkeling van een verbeterd microfluïdisch apparaat om mechanische stimulatie in de vorm van uniaxiale compressie uit te lijnen, te immobiliseren en nauwkeurig toe te passen op honderden hele Drosophila-embryo's 15 (figuur 1). Integratie van het microfluïdische systeem met een glazen afdekplaat maakte een hoge resolutie confocale beeldvorming van de monsters tijdens de stimulatie mogelijk. Het microfluïdische apparaat maakte ook een snelle verzameling van de embryo's mogelijk na de stimulatie voor het uitvoeren van -omics-testen (figuur 2). Uitleg over de ontwerpoverwegingen van dit apparaat, evenals de fabricage met behulp van zachte lithografie en experimentele karakterisering, worden hierin beschreven. Omdat het maken van een siliciumwafermal van een dergelijk apparaat een uniforme coating van dikke fotoresist (dikte > 200 μm) vereist over grote oppervlakken met hoge beeldverhouding (AR) sleuven (AR >5), heeft deze methode het traditionele fotolithografische matrijsfabricageprotocol aanzienlijk gewijzigd. Op deze manier vergemakkelijkte deze methode de hantering, hechting, coating, patroonvorming en ontwikkeling van de fotoresist. Daarnaast worden mogelijke valkuilen en hun oplossingen besproken. Ten slotte werd de veelzijdigheid van deze ontwerp- en fabricagestrategie aangetoond met behulp van andere meercellige systemen zoals Drosophila-eikamers en hersenorganoïden16.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Voorbereiding van de silicium wafer mal

  1. Reinig de siliciumwafer (zie Materiaaltabel) eerst met aceton en daarna met isopropylalcohol (IPA).
  2. Plaats de siliciumwafer gedurende 30 minuten op een hete plaat van 250 °C voor dehydratiebakken (figuur 3A).
  3. Bekleed de siliciumwafer met hexamethyldisilazane (HDMS) in een dampprimeoven (zie Materiaaltabel) (procestemperatuur: 150 °C, procesdruk: 2 Torr, procestijd: 5 min, HDMS-volume: 5 μL) (figuur 3B).
  4. Plaats een fles SU-8 2100 fotoresist (zie Materiaaltabel) gedurende 15 minuten in een oven van 60 °C om de viscositeit te verminderen.
    OPMERKING: Bij verwarming in de oven neemt de viscositeit van de fotoresist af. Fotoresisten met verlaagde viscositeit kunnen gemakkelijker worden gehanteerd en kunnen nauwkeuriger op de wafer worden gegoten.
  5. Plaats de siliciumwafer op een hete plaat van 60 °C en giet 1 ml van de verwarmde fotoresist voor elke inch van de wafer totdat de fotoresist het grootste deel van het oppervlak bedekt (figuur 3C).
  6. Breng de fotoresist-gecoate silicium wafer over op een spin coater (zie Materiaaltabel).
  7. Pas eerst pre-spin toe bij 250 tpm gedurende 30 s en vervolgens bij 350 tpm voor nog eens 30 s, beide met 100 tpm / s versnelling (figuur 3D).
  8. Verwijder de overtollige fotoresist van de randen van de siliciumwafer met behulp van een cleanroom-wattenstaafje.
  9. Pas eerst een draai toe bij 500 tpm gedurende 15 s met 100 tpm / s acceleratie en vervolgens bij 1450 tpm voor 30 s met 300 tpm / s versnelling (figuur 3E).
  10. Verwijder de randkraal met een cleanroomdoekje.
  11. Plaats de siliciumwafer op een hete plaat van 50 °C en spuit aceton op de wafer om onvolkomenheden te verwijderen en een uniforme coating te bevorderen (figuur 3F).
  12. Verhoog langzaam de temperatuur van de kookplaat tot 95 °C met een snelheid van 2 °C/min.
  13. Bak de siliciumwafer zacht op 95 °C gedurende 50 minuten (figuur 3G).
  14. Koel de hete plaat langzaam af tot kamertemperatuur met een snelheid van 2°C/min.
  15. Plaats de siliciumwafer op een maskeruitlijner (zie Materiaaltabel) en plaats het fotomasker erop (zie Aanvullende figuur 1 voor de geometrie van het fotomasker).
  16. Stel de siliciumwafer bloot aan 350 mJ/cm2 UV-licht (35 mW/cm2 gedurende 10 s) door het fotomasker met behulp van de contactmasker aligner (figuur 3H).
  17. Breng opeenvolgende baksels na blootstelling aan op de siliciumwafer door de wafer gedurende 5 minuten op een hete plaat bij 50 °C, nog eens 5 minuten bij 65 °C en ten slotte nog eens 20 minuten bij 80 °C (figuur 3I) te plaatsen.
  18. Koel de siliciumwafer langzaam af tot kamertemperatuur met een snelheid van 2 °C/min.
  19. Plaats een magneetroerder met een iets kleinere diameter dan de siliciumwafer in een bekerglas. Draai de siliconen wafer ondersteboven en leg deze bovenop het bekerglas.
  20. Plaats het bekerglas in een ander groter bekerglas en vul het grotere bekerglas met een nieuwe ontwikkelaarsoplossing (zie Materiaaltabel). Laat de siliciumwafer 30 minuten ondergedompeld in de ontwikkelaar met de roerder ingeschakeld (figuur 3J).
  21. Breng de siliciumwafer over in een ultrasone badsonicator gevuld met de verse ontwikkelaar gedurende 1 uur bij 40 kHz (figuur 3K).
  22. Was de siliciumwafer grondig met een IPA-oplossing om de uiteindelijke siliciumwafervorm te verkrijgen (figuur 3L).

2. Fabricage van de microfluïdische chip

  1. Plaats de siliciumwafervorm in een exsiccator samen met 10 druppels (~ 500 μL) trichlooriso (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silaan (PFOCTS, zie materiaaltabel) in een kleine weegboot in de buurt.
  2. Sluit de exsiccator gedurende 30 minuten aan op een vacuümpomp van ongeveer 200 Torr.
  3. Schakel de exsiccatorklep uit en koppel de vacuümpomp 's nachts los voor PFOCTS-coating.
  4. Bereid de voorgeharde polydimethylsiloxaanoplossing (PDMS) door de PDMS-basis te mengen met het uithardingsmiddel (zie Materiaaltabel) in een verhouding van 10:1.
  5. Ontgas het mengsel door het in een centrifuge te plaatsen (500 x g gedurende 5 minuten bij kamertemperatuur).
    OPMERKING: Deze centrifugatie zorgt ervoor dat bubbels naar het bovenoppervlak migreren en bijgevolg in korte tijd worden verwijderd.
  6. Giet de ontgaste PDMS-oplossing op de siliciumwafervorm.
  7. Ontgas het opnieuw om de luchtbellen te verwijderen die op het schimmeloppervlak zijn opgesloten.
  8. Laat het PDMS uitharden in een oven van 60 °C gedurende 1 uur en 50 minuten (figuur 3M).
  9. Gebruik een scalpel om de randen van het uitgeharde PDMS-gebied te snijden dat overeenkomt met de microfluïdische chipgeometrie (figuur 3N).
  10. Pel het PDMS-gedeelte en leg het ondersteboven op een snijmat.
  11. Gebruik een scheermes om het PDMS-deel in zijn uiteindelijke vorm te snijden (figuur 3O).
  12. Pons de inlaat- en uitlaatgaten op PDMS met behulp van een biopsiepons (zie Materiaaltabel) of een naald met een stompe punt (figuur 3P).
    1. Gebruik voor het embryo-inlaatgat een pons met een diameter van 4 mm.
    2. Gebruik voor de embryo-uitlaatgaten een pons met een diameter van 1,3 mm.
    3. Gebruik voor het gasinlaatgat een pons van 2 mm.
  13. Gebruik een stuk plakband om eventuele deeltjes te verwijderen die op het patroonoppervlak van het PDMS kunnen achterblijven.
  14. Reinig een rechthoekige glasplaat van 24 mm x 60 mm eerst met aceton en vervolgens met IPA.
  15. Droog het glazen oppervlak met een luchtpistool dat is aangesloten op een gefilterde luchtbron.
  16. Breng een dehydratiebak aan op de glasplaat door deze gedurende 2 uur op een hete plaat van 250 °C te plaatsen (figuur 3Q).
  17. Bedek de glasplaat met een bekerglas om oppervlakteverontreiniging te voorkomen.
  18. Plaats het PDMS, met de patroonzijde naar boven, en het gedehydrateerde glas glijdt in een plasmareiniger (zie Materiaaltabel).
  19. Behandel het PDMS en de glasschuif met zuurstofplasma bij 18 W gedurende 30 s.
  20. Plaats het PDMS op de glasplaat met het patroonoppervlak naar de glasschuif gericht om de microkanalen af te dichten via covalente binding (figuur 3R).
  21. Gebruik een pincet om het PDMS-gedeelte voorzichtig tegen de glasschuif te duwen om volledig conformatiecontact te garanderen.
  22. Bewaar de voltooide microfluïdische chip 's nachts bij kamertemperatuur om de binding zijn uiteindelijke sterkte te laten bereiken.

3. Bereiding van de fruitvliegembryo's

  1. Laat Oregon-R volwassen vliegen eieren leggen op appelsap agarplaten (1,5% agar, 25% appelsap, 2,5% sucrose) en verzamel de platen op de gewenste ontwikkelingstijd na het leggen van eieren voor het gegeven experiment.
    OPMERKING: Voor de huidige experimenten werden de platen verzameld na 140 minuten om embryo's voor te bereiden en te sorteren in het cellularisatiestadium17.
  2. Overgiet de agar met embryo-eiwassing (0,12 M NaCl, 0,04% Triton-X 100) en roer de embryo's voorzichtig met een kwast om ze los te maken van de agar.
  3. Breng de embryo's gedurende 90 s over op een 50% bleekoplossing, af en toe roerend. Zeef de embryo's door een weefselzeef en spoel de bleekoplossing grondig weg met water.
  4. Breng de embryo's over in een glazen petrischaaltje van 90 mm met voldoende embryo-eicelwas om de embryo's volledig te bedekken.
  5. Onderzoek de embryo's met transilluminatie op een ontleedmicroscoop en selecteer embryo's van de gewenste ontwikkelingsfase voor het laden in het microfluïdische apparaat.
    OPMERKING: In deze toepassing werden embryo's in het cellularisatiestadium geselecteerd. De gedetailleerde beschrijvingen van hoe een goede selectie van de ontwikkelingsfase kan worden gegarandeerd, zijn te vinden in het laboratoriumhandboek voor Drosophila17.

4. Mechanische stimulatie toepassen op fruitvliegembryo's met behulp van de microfluïdische chip

  1. Primeer alle zeven embryomicrokanalen door ze te vullen met 0,4 μm gefilterde IPA door de belangrijkste embryo-inlaatpoort.
  2. Vervang de IPA door 0,4 μm gefilterd gedeïoniseerd (DI) water.
  3. Vervang het DI-water door embryo-eiwasoplossing.
  4. Verzamel ongeveer 100 voorgeselecteerde embryo's uit de glazen petrischaal met behulp van een glazen pipet.
  5. Pipetteer de embryo's in de inlaatpoort van het embryo (figuur 4A).
  6. Breng een negatieve druk van ongeveer 3 PSI (d.w.z. vacuüm) aan op de gasinlaat met behulp van een draagbare vacuümpomp om de microkanalen van het embryo te openen.
  7. Kantel de microfluïdische chip naar beneden zodat de embryo's automatisch kunnen uitlijnen en zich in de microkanalen van het embryo kunnen nestelen (figuur 4B).
  8. Als de embryo-microkanaalinlaten verstopt raken door meerdere embryo's die tegelijkertijd binnenkomen, kantelt u de microfluïdische chip naar boven en vervolgens weer naar beneden om de verstopping op te ruimen.
  9. Breng op basis van de vereiste doorvoer maar liefst 300 embryo's in de embryomicrokanalen.
  10. Zodra de embryolading is voltooid, verwijdert u het vacuüm om de embryo's te immobiliseren.
  11. Kantel de microfluïdische chip terug naar de horizontale positie (figuur 4C).
  12. Sluit een draagbare overdrukbron (zie materiaaltabel) met een manometer aan op de gasinlaat om 3 PSI-compressie toe te passen (figuur 4D).
  13. Controleer de manometer continu om ervoor te zorgen dat een consistent compressieniveau wordt toegepast.
  14. Als live beeldvormingsexperimenten worden uitgevoerd op de mechanisch gestimuleerde embryo's, plaatst u de microfluïdische chip op een standaard microscooptrap glazen diahouder met de gasinlaat aangesloten op de drukbron.
  15. Zodra het compressie-experiment is voltooid, kunnen de embryo's worden verzameld voor downstream-analyse. Om dit te doen, breng eerst het vacuüm aan op de gasinlaat om de embryo's te bevrijden.
  16. Kantel vervolgens de microfluïdische chip naar boven zodat de embryo's naar de introductiepoort van het embryo kunnen bewegen (figuur 4E).
  17. Verzamel de embryo's van de microfluïdische chip met behulp van een glazen pipet.
    OPMERKING: Na verzameling kunnen de effecten van compressie op de embryonale ontwikkeling en levensvatbaarheid worden onderzocht door de fruitvliegjes tot volwassenheid te laten groeien. De verwerkingscapaciteit met hoge doorvoer van het microfluïdische apparaat maakt het ook mogelijk embryo's te gebruiken in downstream omics-gebaseerde testen waarvoor een groot aantal monsters nodig is (figuur 2).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het microfluïdische systeem is verdeeld in twee subcompartimenten gescheiden door vervormbare PDMS-zijwanden. Het eerste compartiment is het vloeibare systeem waar Drosophila-embryo's worden geïntroduceerd, automatisch uitgelijnd, uitgelijnd en gecomprimeerd. Het tweede compartiment is een gassysteem waarbij de gasdruk aan weerszijden van de compressiekanalen wordt geregeld via doodlopende microkanalen om de effectieve breedte van de compressiekanalen nauwkeurig te regelen. Het microfluïdische apparaat ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het artikel beschrijft de ontwikkeling van een microfluïdisch apparaat om automatisch uit te lijnen, te immobiliseren en nauwkeurig mechanische stimulatie toe te passen op honderden hele Drosophila-embryo's . De integratie van het microfluïdische systeem met een dunne glazen afdekplaat maakte het mogelijk om embryo's met hoge resolutie confocale microscopie tijdens de stimulatie in beeld te brengen. Het microfluïdische apparaat maakte ook de verzameling van de embryo's direct na de stimulatie mogelijk voor het u...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen financiële belangen in de producten die in dit manuscript worden beschreven en hebben verder niets te onthullen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dit werk werd ondersteund door de National Science Foundation (CMMI-1946456), het Air Force Office of Scientific Research (FA9550-18-1-0262) en het National Institute of Health (R01AG06100501A1; R21AR08105201A1).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

```html

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
100 mL driehoekige geperforeerde plastic bekers met 60 mm Petri-schijvenFisher14-955-111BPerfereer met luchtgaten
100 mm P B <100> 0-100 500um SSP Test Grade Si WaferUniversity Wafer452
Biopsie punchTed Pella15110
BleekmiddelNiet merkspecifiek
Blunt naaldsetCML Supply901
Contact Mask AlignerQuintelQ4000 MA
SnijmatDahleVantage 10670maat: 24" x 36"
OntwikkelaarKayaku Advance MaterialsSU-8 2000
Direct Write LithographerHeidelbergMLA100
DissectiemicroscoopElke commercieel verkrijgbare dissectiemicroscoop met doorgelaten licht
Glazen petrischaalFisherFB0875713A
Glazen plaatjeWarner Instruments64-0710  (CS-24/60)
HMDS Vapor Prime OvenYes EngineeringYES-3TA
NaClNiet merkspecifiek
OvenLabnetI5110A
SchilderkwastNiet merkspecifiek
PDMSDow CorningSylgard 184
FotoresistMicroChemSU-8 2100
Plasma cleanerHarrick PlasmaPDC-32G
Draagbare drukbronhygger QuietestHGD946
DrukmeterCole-ParmerEW-68950-25
Spin CoaterLaurellWS-650-8B
Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silaan (PFOCTS)Sigma-Aldrich448931-10G
Triton-X 100FisherAAA16046AP
SlangSaint-Gobain02-587-1A
UltrasoonreinigerCole-ParmerUX-08895-05
VacuümpompCole-ParmerEW-07164-87
```

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, J. H. -C., Thampatty, B. P. An introductory review of cell mechanobiology. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 5 (1), 1-16 (2006).
  2. Ingber, D. Mechanobiology and diseases of mechanotransduction. Annals of Medicine. 35 (8), 564-577 (2003).
  3. Nims, R. J., Pferdehirt, L., Guilak, F. Mechanogenetics: Harnessing mechanobiology for cellular engineering. Current Opinion in Biotechnology. 73, 374-379 (2022).
  4. Bellin, R. M., et al. Defining the Role of Syndecan-4 in Mechanotransduction using Surface-Modification Approaches. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106, 22102-22107 (2009).
  5. Simpson, L. J., Reader, J. S., Tzima, E. Mechanical regulation of protein translation in the cardiovascular system. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 34(2020).
  6. Humphrey, J. D., Schwartz, M. A. Vascular mechanobiology: Homeostasis, adaptation, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 23, 1-27 (2021).
  7. Maurer, M., Lammerding, J. The driving force: Nuclear mechanotransduction in cellular function, fate, and disease. Annual Review of Biomedical Engineering. 21, 443-468 (2019).
  8. Jennings, B. H. Drosophila-A versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  9. Konno, M., et al. State-of-the-art technology of model organisms for current human medicine. Diagnostics. 10 (6), 392(2020).
  10. Morgan, T. H. Sex limited inheritance in Drosophila. Science. 32 (812), 120-122 (1910).
  11. Wu, Q., Kumar, N., Velagala, V., Zartman, J. J. Tools to reverse-engineer multicellular systems: Case studies using the fruit fly. Journal of Biological Engineering. 13 (1), 1-16 (2019).
  12. Jayamohan, H., et al. Chapter 11 - Advances in Microfluidics and Lab-on-a-Chip Technologies. Molecular Diagnostics. Patrinos, G., et al. , Academic Press. Cambridge, MA. 197-217 (2017).
  13. Scheler, O., Postek, W., Garstecki, P. Recent developments of microfluidics as a tool for biotechnology and microbiology. Current Opinion in Biotechnology. 55, 60-67 (2019).
  14. Mohammed, D., et al. Innovative tools for mechanobiology: Unraveling outside-in and inside-out mechanotransduction. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 162(2019).
  15. Shorr, A. Z., Sönmez, U. M., Minden, J. S., LeDuc, P. R. High-throughput mechanotransduction in Drosophila embryos with mesofluidics. Lab on a Chip. 19 (7), 1141-1152 (2019).
  16. Kim, Y. T., et al. Mechanochemical Actuators of Embryonic Epithelial Contractility. Proceedings of the National Academy of Sciences. 40, 14366-14371 (2014).
  17. Ashburner, M. Drosophila. A Laboratory Handbook. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Long Island, NY. (1989).
  18. Qin, D., Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography for micro-and nanoscale patterning. Nature Protocols. 5 (3), 491(2010).
  19. Lee, H., et al. A new fabrication process for uniform SU-8 thick photoresist structures by simultaneously removing edge bead and air bubbles. Journal of Micromechanics and Microengineering. 21 (12), 125006(2011).
  20. Xia, Y., Whitesides, G. M. Soft lithography. Annual Review of Materials Science. 28 (1), 153-184 (1998).
  21. Sonmez, U. M., Coyle, S., Taylor, R. E., LeDuc, P. R. Polycarbonate heat molding for soft lithography. Small. 16 (16), 2000241(2020).
  22. Levario, T. J., Zhan, M., Lim, B., Shvartsman, S. Y., Lu, H. Microfluidic trap array for massively parallel imaging of Drosophila embryos. Nature Protocols. 8 (4), 721-736 (2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microfluidic CompressionMechanical StimulationDrosophila EmbryosHigh Throughput MicrofluidicsEmbryo ImmobilizationLive ImagingPDMS MicrochannelsPneumatic ActuationDevelopmental MechanobiologyProteomics Analysis

Related Articles