Methodenartikel

Een muismodel van enkel-subtalaire gewrichtsinstabiliteit

DOI:

10.3791/64481

⸱

28 oktober 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedics, The First Affiliated Hospital of Soochow University, 2Orthopaedic Institute, Soochow University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Het enkel-subtalair complex gewricht (ASCJ) is de kern van de voet en speelt een sleutelrol bij evenwichtscontrole bij dagelijkse activiteiten. Sportblessures leiden vaak tot instabiliteit in dit gewricht. Hier beschrijven we een muismodel van door ligamenten geïnduceerde instabiliteit van de ASCJ.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Enkelverstuikingen zijn misschien wel de meest voorkomende sportblessures in het dagelijks leven, vaak resulterend in instabiliteit van het enkel-subtalair complex gewricht (ASCJ), en kunnen uiteindelijk leiden tot posttraumatische artrose (PTOA) op de lange termijn. Vanwege de complexiteit van het letselmechanisme en de klinische manifestaties, zoals ecchymose, hematoom of gevoeligheid in de laterale voet, is er echter geen klinische consensus over het diagnosticeren en behandelen van ASCJ-instabiliteit. Aangezien de musculoskeletale structuur van de botten en ligamenten van de achtervoet van de muis vergelijkbaar is met die van mensen, werd een diermodel van ASCJ-instabiliteit bij muizen vastgesteld door de doorsnede van ligamenten rond de ASCJ. Het model werd goed gevalideerd door middel van een reeks gedragstests en histologische analyses, waaronder een evenwichtsbalktest, een voetafdrukanalyse (een beoordeling van het inspanningsniveau en het evenwichtsvermogen bij muizen), een thermische nociceptiebeoordeling (een beoordeling van de sensorische functie van de voet bij muizen), microcomputertomografie (CT) scannen en sectiekleuring van het gewrichtskraakbeen (een beoordeling van gewrichtskraakbeenbeschadiging en degeneratie bij muizen). De succesvolle oprichting van een muismodel van ASCJ-instabiliteit zal een waardevolle referentie zijn voor klinisch onderzoek naar het letselmechanisme en resulteren in betere behandelingsopties voor enkelverstuiking.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Enkelverstuikingen zijn wereldwijd een van de meest voorkomende sportblessures. Naar schatting raken er dagelijks 10.000 mensen gewond in de VerenigdeStaten1, waarvan sportgerelateerde blessures goed zijn voor 15%-45%2. De medische kosten in verband met de behandeling van enkelverstuikingen in de Verenigde Staten bedragen $ 4.2 miljard per jaar 3,4,5. Chronische voetinstabiliteit is een veelvoorkomend probleem na enkelverstuikingen en komt voor bij ongeveer 74%van de enkelverstuikingen6, inclusief enkel- of subtalaire instabiliteit. Vanwege de vergelijkbare klinische symptomen en tekenen is het echter moeilijk voor medisch personeel om te onderscheiden of chronische enkelinstabiliteit ook gepaard gaat met chronische subtalaire gewrichtsinstabiliteit in de kliniek, en als gevolg daarvan kan chronische subtalaire instabiliteit gemakkelijk worden gemist. Daarom kan de werkelijke incidentie van chronische instabiliteit van het enkel-subtalair complex (ASCJ) (een specifiek type chronische voetinstabiliteit dat zowel chronische enkelinstabiliteit als chronische subtalaire instabiliteit omvat) hoger zijn dan gerapporteerd 7,8,9. Indien onbehandeld, kan chronische instabiliteit van het enkel-subtalair complex herhaalde enkelverstuikingen veroorzaken, wat leidt tot een vicieuze cirkel van enkelverstuikingen en chronische instabiliteit van het enkel-subtalair complex. Langdurige chronische instabiliteit van het enkel-subtalair complex kan leiden tot degeneratie van de ASCJ en posttraumatische artrose, die in ernstige gevallen de aangrenzende gewrichten kan aantasten10. Voor deze ziekten is de huidige klinische behandeling voornamelijk conservatief, naast chirurgische behandelmethoden zoals ligamentherstel en ligamentreconstructie11,12.

ASCJ is de kernstructuur van de voet en handhaaft het evenwicht van het lichaam tijdens beweging13. Er is uitgebreid onderzoek gedaan naar de structuur van het enkelgewricht en het subtalaire gewricht afzonderlijk14,15,16,17. Onderzoek naar het hele enkel-subtalaire gewricht is echter zeldzaam. Ongeveer een kwart van de gevallen van enkelletsel wordt geassocieerd met subtalair gewrichtsletsel18. Vanwege het complexe letselmechanisme van ASCJ-instabiliteit is er geen consensus over het diagnosticeren en behandelen ervan in de klinische setting. Gezien de huidige situatie van enkelblessures in de kliniek, is een meer wetenschappelijke methode nodig om het enkel- en subtalaire gewricht als geheel te bestuderen, waardoor een nieuw begrip wordt verkregen voor het bestuderen van voetaandoeningen.

Aangezien de anatomische structuur van de achtervoet van de muis op musculoskeletaal niveau vergelijkbaar is met die van de menselijke voet 19, zijn in verschillende onderzoeken al muismodellen voor voet/enkelonderzoek geïmplementeerd10,19. Chang et al.19 ontwikkelden met succes drie verschillende muismodellen van enkelartrose. Geïnspireerd door de succesvolle vaststelling van enkelinstabiliteit in het muismodel, hebben we een muismodel opgesteld voor instabiliteit van het enkel-subtalair complex, waarbij we veronderstellen dat de doorsnede van de partiële ligamenten in de achtervoet van de muis zou resulteren in mechanische instabiliteit van de ASCJ, wat zou leiden tot posttraumatische artrose (PTOA) van de ASCJ. Het ASCJ-instabiliteitsdiermodel zou kunnen worden gebruikt voor de behandeling van zowel enkelinstabiliteit als subtalaire instabiliteit, wat meer in overeenstemming is met de werkelijke klinische situatie dan het momenteel gebruikte eenvoudige enkelinstabiliteitsmodel 7,8,9,19. Om deze hypothese te testen, werden twee muismodellen van door ligamenten geïnduceerde instabiliteit van de ASCJ ontworpen. De resultaten voor de sensomotorische functie - de evenwichtsstraaltest, voetafdrukanalyse en thermische nociceptiebeoordeling - werden gebruikt om de haalbaarheid van het model te evalueren, en microcomputertomografie (CT) en histologische kleuring werden gebruikt om de schade en degeneratie van het gewrichtskraakbeen van de muis te evalueren. De succesvolle oprichting van een muismodel van ASCJ-instabiliteit biedt niet alleen een nieuw inzicht in het bestuderen van voetziekten, maar biedt ook een waardevolle referentie voor klinisch onderzoek naar de letselgerelateerde mechanismen, biedt betere behandelingsopties voor enkelverstuikingen en is nuttig voor verdere studies over de ziekte.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle dierstudies zijn uitgevoerd in overeenstemming met de Richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en zijn goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van Soochow University.

1. Chirurgische ingrepen

  1. Verdeel 21, 6 weken oude C57BL/6 mannelijke muizen in drie groepen: het transversale cervicale ligament en de voorste talofibulaire ligamentgroep, de transversale cervicale ligament en deltaspierligamentgroep, en de schijnoperatiegroep. Zorg ervoor dat alle muizen zijn grootgebracht in een omgeving die voldoet aan specifieke pathogeenvrije (SPF) normen.
  2. Laat de muizen 2 weken voor het experiment wennen aan de nieuwe kweekomgeving (een licht/donkercyclus van 12 uur/12 uur en een constante temperatuur en vochtigheid van respectievelijk 18-22 °C en 40%-70%). Onderwerp de muizen aan evenwichtsbalk- en looptraining, waarbij ze 1 week voor het experiment van het ene uiteinde van een evenwichtsbalk of U-vormige pijp naar het andere uiteinde gaan zonder te stoppen.
  3. Verdoof de muis op de leeftijd van 8 weken met behulp van isofluraaninhalatie door een watje nat te maken met 2 ml isofluraan en het in een luchtdichte verpakking te plaatsen voor volledige vervluchtiging. Houd de activiteit van de muis in de gaten en ga door met inademen totdat de activiteit van de muis aanzienlijk is verminderd. Bepaal de diepte van de anesthesie door in de tenen van de muizen te knijpen om hun reacties te observeren. Inhaleer verdampte isofluraan (2%) via een gezichtsmasker om de anesthesie bij muizen tijdens volgende operaties te behouden. Gebruik veterinaire oogzalf tijdens anesthesie om te voorkomen dat de ogen uitdrogen.
  4. Verwijder na het verdoven het haar op het enkelgewricht van de rechter achterpoten van de muis met een scheerapparaat en desinfecteer de blootgestelde huid drie keer met afwisselende rondes jodiumwattenbolletjes en alcoholwattenbolletjes. Dien 5 mg/kg carprofen toe via subcutane injectie. Breng de muis over naar de operatiekamer voor microchirurgie met behulp van een steriel operatiekussen.
  5. Maak voor de groep transversale cervicale ligament en anterieure talofibulaire ligament (CL + ATFL) een schuine neerwaartse longitudinale incisie van 7 mm met een scalpel op de huid boven het rechter enkelgewricht en sonde met een microscopisch kleine rechte pincet voor het enkelgewricht.
  6. Zorg ervoor dat de ATFL na het sonderen aan de onderrand van het taluslichaam en het kuitbeen wordt blootgesteld en snijd het voorzichtig door met een scalpel. Scheid de lange en korte fibulaire pezen en de extensor digitorum longuspezen, leg de CL bloot en snijd deze door met een scalpel.
  7. Maak voor de transversale CL + deltoïde ligament (DL)-groep een verticale incisie van 8 mm op de mediale huid van het rechterenkelgewricht en scheid de DL botweg van de mediale malleolus om deze uiteindelijk door te snijden. Snijd vervolgens de CL zoals beschreven in stap 1.5.
  8. Voer voor de schijngroep (schijnoperatiegroep) een schijnoperatie uit aan het rechterenkelgewricht, maar snijd geen ligamenten door.
  9. Spoel de incisie met steriele normale zoutoplossing en hecht deze met 5-0 chirurgisch nylondraad. Desinfecteer ten slotte de gehechte incisie met een jodiumwatje.
  10. Houd de muis onder observatie totdat hij sternale lighouding kan behouden en houd toezicht totdat hij volledig bij bewustzijn is. Desinfecteer de enkelincisie tweemaal daags met een jodiumwatje en dien carprofen (5 mg/kg, subcutane injectie) toe, eenmaal per dag gedurende 1 week. Achterkant alleen na de operatie en let goed op de postoperatieve toestand van de muis.
  11. Twee weken na de operatie en wanneer de zwelling van het enkelgewricht is verminderd, begint u de muizen elke dag 1 uur te trainen in de roterende vermoeidheidsmachine van de muis.

2. Evenwichtsbalk test

  1. Klem een ronde houten balk met een lengte van 1 m en een diameter van 20 mm, schuin in een hoek van 15° aan het ene uiteinde, met een fotostatiefclip, en plaats het andere uiteinde op een werkoppervlak dat is aangesloten op een gesloten cassette.
  2. Voer 1 week voor de operatie een evenwichtsbalktraining uit om ervoor te zorgen dat de muizen soepel van het ene uiteinde van de balk naar het andere gaan. Beschouw een muis als geslaagd voor de test wanneer hij twee keer in 60 seconden door de straal gaat zonder te pauzeren.
  3. Voer twee opeenvolgende proeven uit voor elke muis en spuit de evenwichtsbalk na elke proef met 75% alcohol om te voorkomen dat de restgeur van de vorige muis de volgende muis aantast.
  4. Voer de evenwichtsbalktest preoperatief uit, 3 dagen, 1 week, 4 weken, 8 weken en 12 weken na de operatie. Noteer de gemiddelde tijd dat elke muis twee keer achter elkaar de evenwichtsbalk passeert en het aantal keren dat de rechterachtervoet van de balk glijdt als afhankelijke variabelen.

3. Analyse van de voetafdruk

  1. Plaats een U-vormig plastic kanaal met een lengte van 50 cm, een breedte van 10 cm en een hoogte van 10 cm op de proeftafel en sluit het ene uiteinde van het plastic kanaal aan op een gesloten cassette.
  2. Leg een gewoon pigmentpapier plat in het kanaal en houd de muis vervolgens met beide handen vast en schilder hun voor- en achterpoten gelijkmatig met niet-giftig rood en groen pigment.
  3. Plaats de geverfde muis voorzichtig aan het ene uiteinde van het kanaal en laat ze naar het andere uiteinde van de cassette gaan. Neem het gepigmenteerde papier met de voetafdrukken eruit, markeer het en leg het op een rek om te drogen op een geventileerde en schaduwrijke plaats.
  4. Nadat elke muis is gepasseerd, besproeit u het U-vormige plastic kanaal met 75% alcohol om te voorkomen dat de restgeur van de vorige muis de volgende muis aantast.
  5. Selecteer drie opeenvolgende doorzichtige muisvoetafdrukken op elk papier en gebruik een liniaal om de staplengte van de voetafdruk van de rechtervoet van de muis te meten, evenals de stapbreedte tussen de linker- en rechtervoetafdruk.

4. Beoordeling van thermische nociceptie

  1. Gebruik tijdens het experiment de plantaire test om de thermische nociceptiereactietijd van de muisvoet en de reactietijd van de muis tijdens respectievelijk activiteit en rust vast te leggen. Registreer de meetgegevens in seconden.
  2. Plaats de muis in het meetinstrument, lijn het instrument uit met de rechtervoet en begin het instrument te verwarmen terwijl de temperatuur langzaam stijgt. Observeer de reactie van de muis. Wanneer de temperatuur boven de tolerantie stijgt, zal de muis zich snel terugtrekken of zijn rechtervoet likken. Noteer de tijd met behulp van het instrument en definieer de tijd als de reactietijd tijdens de activiteit.
  3. Om de reactietijd in rust te meten, laat u de muis 30 minuten op de rusttafel zitten zonder te verwarmen en verkrijgt u vervolgens de tijdgegevens zoals uitgelegd in stap 4.2. Gebruik deze verkregen temporele gegevens voor latere analyse.

5. Micro-CT-scannen

  1. Euthanaseer 12 weken oude muizen postoperatief met kooldioxide, pel de huid van hun rechterenkels af en knip vervolgens hun middelste scheenbeen en kuitbeen af met een chirurgische schaar om volledige enkelmonsters te verkrijgen. Plaats de monsters gedurende 48 uur in gemarkeerde centrifugebuisjes van 15 ml met 10% neutrale formaline.
  2. Plaats de monsters na fixatie in batches (vier samples per batch) in een speciale sponstank voor micro-CT-scanning. Stel de machineparameters als volgt in: spanning = 50 kV, stroom = 200 mA, filter = 0,5 mmAl en resolutie = 9 μm. Voer de micro-CT-scanner uit.
  3. Gebruik na het scannen de reconstructiesoftware om het bereik van het beeld af te bakenen en selecteer een specifieke hoekpositie na het aanpassen van de XYZ-as van het afgebakende beeld met behulp van commerciële data-analysesoftware, zoals beschreven in Liu et al.10.
  4. Gebruik micro-CT-analysesoftware om continue 10-laagse interessegebieden te selecteren in de geherstructureerde beelden aangepast door de XYZ-assen, en analyseer kwantitatief de vereiste gewrichten om de botvolumefractie (BV/TV) te bepalen, zoals beschreven in Liu et al.10.
  5. Gebruik ten slotte driedimensionale medische beeldverwerkingssoftware om driedimensionale CT-beeldverwerking van de enkelgewrichten van de muis uit te voeren, zoals beschreven in Liu et al.10. Let na reconstructie op de slijtage en de vorming van osteofyten in de ASCJ.

6. Sectiekleuring van gewrichtskraakbeen

NOTITIE: Alle kleuringsstappen worden uitgevoerd in een zuurkast en tijdens de procedure wordt een masker gedragen.

  1. Gebruik een microscopisch pincet en schaar om overtollig zacht weefsel rond de enkelmonsters te verwijderen en plaats de monsters vervolgens in een centrifugebuis met 10% EDTA-ontkalkingsoplossing bereid met 44 g NaOH, twee verpakkingen PBS en 400 g EDTA-2Na, met de pH aangepast aan 7.35-7.45 met zoutzuur, en markeer de verschillende groepen.
  2. Plaats vervolgens de centrifugebuis op een schudtafel (snelheid ingesteld op 20 rpm) voor ontkalking en ververs de ontkalkingsoplossing eenmaal per dag. Bepaal de ontkalking van de monsters.
  3. Na 1 maand ontkalking de monsters uitdrogen met gradiëntalcohol en vervolgens gedurende 8 uur n-butanol gebruiken voor klaringsdoeleinden. Dompel ten slotte de geklaarde monsters onder in paraffine in een coronale positie om in te bedden.
  4. Plaats de paraffinemonsters in een koelkast van 4 °C voor later gebruik. Neem de monsters uit de koelkast van 4 °C en plaats ze ongeveer 10 minuten in een vriezer van -20 °C om het snijden van het volledige vlak te vergemakkelijken.
  5. Bevestig de monsters op de microtoom en snijd ze in een dikte van 6 μm. Gebruik tegelijkertijd een microscoop om te observeren of de monsters op het verwachte niveau zijn gesneden - gemakkelijke penetratie van een spuitnaald in het botweefsel.
  6. Stel de watertemperatuur van het tabletapparaat van tevoren in op 40 °C. Snijd vervolgens twee tot drie volledige paraffinesecties op een rij en breng ze over naar de tabletmachine voor volledige expansie. Verwijder vervolgens de paraffinesecties met een glasplaatje en laat het water weglopen. Markeer ten slotte de dia's met groepen en nummers.

7. Hematoxyline en eosine (H&E) kleuring

  1. Plaats de secties in een incubator van 60 °C op een zodanige manier dat de intacte ASCJ-voegstructuur onder de microscoop kan worden waargenomen en bak de secties gedurende 40-50 min. Dewax vervolgens de secties 3x met xyleen, genummerd als I, II en III voor gemakkelijke identificatie, gedurende respectievelijk 15 min, 15 min en 10 min.
  2. Plaats de ontwaxte secties 2x in 100% ethanol, genummerd als I en II voor gemakkelijke identificatie, 90% ethanol en 80% ethanol gedurende respectievelijk 3 min, 3 min, 5 min en 5 min. Was vervolgens de secties met dubbel gedestilleerd water (ddH2O) gedurende 5 min.
  3. Na 1 minuut weken met hematoxyline, was je de secties met ddH2O totdat ze kleurloos worden. Week de secties 30 s in 1% zure ethanoldifferentiatieoplossing en was ze 3x gedurende 1 min met ddH2O. Kleurt daarna de secties gedurende 1 minuut met 1% ammoniakoplossing en was vervolgens 3x gedurende 1 minuut elk met ddH2O.
  4. Kleurt de monsters vervolgens gedurende 1 minuut met een eosinekleuringsoplossing en doe ze vervolgens achtereenvolgens 1 minuut in 95% ethanol en 100% ethanol. Behandel ten slotte de secties gedurende 1 minuut met xyleen IV.
  5. Laat de secties aan de lucht drogen, plak een druppel neutrale hars op de preparaten op de objectglaasjes en dek ze af met een dekglaasje. Maak vervolgens foto's met een rechtopstaande fluorescentiemicroscoop in helderveld bij 5x en 20x.

8. Safranin O-fast groene kleuring

  1. Plaats de geselecteerde secties in een incubator van 60 °C en bak de secties 40-50 min. Dewax vervolgens de secties met xyleen I, II en III gedurende respectievelijk 15 min, 15 min en 10 min.
  2. Plaats de van was ontdane secties in 100% ethanol I, II, 90% ethanol en 80% ethanol gedurende respectievelijk 3 min, 3 min, 5 min en 5 min. Was vervolgens de secties met ddH2O gedurende 5 min.
  3. Na 1 minuut weken met hematoxyline, was je de secties met ddH2O totdat ze kleurloos worden. Week de secties 30 s in 1% zure ethanoldifferentiatieoplossing en was ze 3x gedurende 1 min met ddH2O. Kleur de secties vervolgens gedurende 1 minuut met 1% ammoniakoplossing en was ze 3x gedurende 1 minuut met ddH2O.
  4. Week de coupes gedurende 2 minuten in 0,05% fast green, gevolgd door de secties gedurende 30 s te laten weken in 1% azijnzuuroplossing en gedurende 5 minuten in 0,1% safranine. Plaats de gekleurde monsters in 95% ethanol en 100% ethanol gedurende 1 minuut, de een na de ander.
  5. Behandel ten slotte de secties gedurende 1 minuut met xyleen IV. Laat de secties aan de lucht drogen, plak een druppel neutrale hars op de preparaten op de objectglaasjes en dek ze af met een dekglaasje. Maak vervolgens foto's met een rechtopstaande fluorescentiemicroscoop in helderveld bij 5x en 20x.

9. Immunohistochemie

  1. Dag 1: Plaats de geselecteerde secties in een incubator van 60 °C, bak de secties gedurende 40-50 minuten en ontwas ze vervolgens met xyleen I, II en III gedurende respectievelijk 15 min, 15 min en 10 min. Plaats de van was ontdane secties in 100% ethanol I, II, 90% ethanol en 80% ethanol gedurende respectievelijk 3 min, 3 min, 5 min en 5 min. Was vervolgens de secties met ddH2O gedurende 5 minuten, gebruik een histochemische pen om het gebied van het monster te omcirkelen en plaats ze in een donkere doos.
  2. Antigeen ophalen: Laat 20-50 μL 0,25% trypsine in het omcirkelde monstergebied vallen, incubeer gedurende 60 minuten in een incubator van 37 °C en was de monsters vervolgens 3x gedurende 2 minuten elk met PBS. Blokkeer endogene peroxidase door 3% H 2 O 2 toe te voegen, incubeer de monsters gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur in het donker en was ze vervolgens 3x gedurende elk2minuten met PBS. Voer serumblokkering uit door 10% geitenserum gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur toe te voegen en vervolgens gedurende een nacht te incuberen met het primaire antilichaam (muisanti-muis type II collageen, 1.000 keer verdund) bij 4 °C.
  3. Dag 2: Verwarm de secties 30 minuten op kamertemperatuur. Herstel het primaire antilichaam en was de secties 3x gedurende 2 minuten elk met PBS. Incubeer met het secundaire antilichaam gedurende 40 minuten in een incubator bij 37 °C en was de secties vervolgens 3x gedurende 2 minuten elk met PBS.
  4. DAB-kleurontwikkeling: Voeg 5 ml ddH 2 O, twee druppels buffer, vier druppels DAB en twee druppels H 2 O2toe om het DAB-reagens te bereiden. Voeg 20-50 μL reagens toe aan de secties, houd de monsters gedurende 5 minuten beschermd tegen licht en was de secties vervolgens gedurende 2 minuten met ddH2O.
  5. Na 1 minuut weken met hematoxyline, was je de secties met ddH2O totdat ze kleurloos worden. Week de secties gedurende 30 s in 1% zure ethanoldifferentiatieoplossing en was ze 3x gedurende 1 minuut elk met ddH 2 O.Kleur de secties gedurende 1 minuut met 1% ammoniakoplossing en was ze vervolgens 3x gedurende 1 minuut elk met ddH2O.
  6. Plaats vervolgens de secties in respectievelijk 95% ethanol en 100% ethanol gedurende 1 minuut. Incubeer ten slotte de secties gedurende 1 minuut met xyleen IV. Laat de secties aan de lucht drogen, plak een druppel neutrale hars op de preparaten op de objectglaasjes en dek ze af met een dekglaasje. Maak vervolgens foto's met een rechtopstaande fluorescentiemicroscoop in helderveld bij 5x en 20x.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De statistische analyse van de correlatiegegevens werd uitgevoerd met behulp van online statistische analysetools. De gegevens die voldeden aan de twee tests van normale verdeling en homogeniteit van variantie werden gebruikt voor verdere statistische analyse door middel van eenrichtingsanalyse van variantie. Als de gegevens niet aan de twee tests voldeden, werd de Kruskal-Wallis-test gebruikt voor de statistische analyse. De gegevens worden uitgedrukt als de gemiddelde ± standaarddeviatie (SD) en p < 0,05 werd ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In deze studie werden twee muismodellen van ASCJ-instabiliteit met succes geconstrueerd door CL + ATFL of CL + DL te transecteren. De tijd die de muizen nodig hadden om door de evenwichtsbalk te gaan, nam significant toe na 8 weken en 12 weken na de operatie, wat vergelijkbaar is met de resultaten die het Hubbard-Turner-team behaalde door het laterale ligament van het enkelgewricht door te snijden23,24. In de rechtervoetglijtest zagen we dat de glijtijden van de ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Geen van de auteurs heeft tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door het beurzenprogramma van de provinciale overheid van Jiangsu en de Priority Academic Program Development van Jiangsu Higher Education Institutions (PAPD).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
5-0 Surgical Nylon SutureNingbo Medical Needle Co., Ltd.191104
Acidic ethanol differentiatieoplossing (1%)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R20778
Klevende dia'sJiangsu Shitai Company
Ammoniak oplossing (1%)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R20788
Anhydrisch ethanolShanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.
Waterige azijnzuur (1%)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R20773
Zwarte kubus cassetteShanghai Yizhe Instrument Co., Ltd.
Centrifugebuis 15mlBeijing Soleibo Technology Co., Ltd.YA0476
Centrifugebuis 50mlBeijing Soleibo Technology Co., Ltd.YA0472
DekglasJiangsu Shitai Company
CTAn softwareBlue scientificmicro-CT analysesoftware
Dataview softwareAEMC instrumentscommerciële dataanalysesoftware
Disodium ethyleendiaminetetraacetaat (EDTA-2Na)Beijing Soleibo Technology Co., Ltd.E8490
Elektrische incubatorSuzhou Huamei Equipment Factory
Inbedding paraffineLeica, Duitsland39001006
Eosine kleuringsoplossing (alcoholoplosbaar, 1%)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R30117
Fast groen kleuringsoplossingSigma-Aldrich, USAF7275
Gait papierBaoding Huarong Paper Factory
GraphPad Prism 8.0Graphpad softwareonline statistische analysetools
Jodofoor katoenen ballenQingdao Hainuo Bioengineering Co., Ltd.
Leica 818 mesLeica, Duitsland
Micro-CTSkyscan, BelgiëSkyScan 1176
Micromanipulatie microscoopSuzhou Omet Optoelectronics Co., Ltd.
Mimics softwareMaterialise 3D medische beeldverwerkingssoftware 
Gewijzigde Harris Hematoxyline KleurShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R20566
Muis anti-muis type II collageenAmerican Abcam Company
NaOHShanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.
N-butanolShanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.
Neutraal formaline fixeermiddel (10%)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.
Neutraal harsSigma-Aldrich, USA
Nrecon reconstructiesoftware Micro Photonics Inc.
Oaks haartrimmerOaks Group Co., Ltd.
Paraffine Inbedding MachineLeica, Duitsland
PH meterShanghai Leitz Company
Phosphate Buffered Saline (PBS)American Biosharp
Fysiologische zoutoplossing (voor zoogdieren, sterieel)Shanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.R22172
Safranine O-kleuringsoplossingSigma-Aldrich, USAHT90432
Zoutoplossing (0,9%)Shanghai Baxter Medical Drug Co., Ltd.309107
ShakerHaimen Qilin Bell Instrument Manufacturing Co., Ltd.2008779
SPSS 23IBMonline statistische analysetools
TabletmachineLeica, Duitsland
WeefselsnijderLeica, Duitsland
Ugo BasileUgo Basile Biological Research Company
Rechtopstaande fluorescentiemicroscoopZeiss Axiovert, Duitsland
U-vormige plastic kanaalShanghai Yizhe Instrument Co., Ltd.
Dierplagen oogzalfPfizer
XYleenShanghai Sinopharm Group Chemical Reagent Co., Ltd.
YLS-10B Wiel Vermoeidheid TesterJinan Yiyan Technology Development Co., Ltd.

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Waterman, B. R., Belmont, P. J. Jr, Cameron, K. L., Deberardino, T. M., Owens, B. D. Epidemiology of ankle sprain at the United States Military Academy. American Journal of Sports Medicine. 38 (4), 797-803 (2010).
  2. Fong, D. T., Chan, Y. Y., Mok, K. M., Yung, P. S., Chan, K. M. Understanding acute ankle ligamentous sprain injury in sports. Sports Medicine Arthroscopy Rehabilitation Therapy & Technology. 1 (1), 14(2009).
  3. Herzog, M. M., Kerr, Z. Y., Marshall, S. W., Wikstrom, E. A. Epidemiology of ankle sprains and chronic ankle instability. Journal of Athletic Training. 54 (6), 603-610 (2019).
  4. Medina McKeon, J. M., Hoch, M. C. The ankle-joint complex: A kinesiologic approach to lateral ankle sprains. Journal of Athletic Training. 54 (6), 589-602 (2019).
  5. Jones, M. H., Amendola, A. S. Acute treatment of inversion ankle sprains: immobilization versus functional treatment. Clinical Orthopaedics and Related Research. 455 (463), 169-172 (2007).
  6. Anandacoomarasamy, A., Barnsley, L. Long term outcomes of inversion ankle injuries. British Association of Sport and Medicine. 39 (3), 14(2005).
  7. Ringleb, S. I., Dhakal, A., Anderson, C. D., Bawab, S., Paranjape, R. Effects of lateral ligament sectioning on the stability of the ankle and subtalar joint. Journal of Orthopaedic Research. 29 (10), 1459-1464 (2011).
  8. Mittlmeier, T., Wichelhaus, A. Subtalar joint instability. European Journal of Trauma and Emergency Surgery. 41 (6), 623-629 (2015).
  9. Barg, A., et al. Subtalar instability: Diagnosis and treatment. Foot & Ankle International. 33 (02), 151-160 (2012).
  10. Liu, P., et al. A mouse model of ankle-subtalar joint complex instability induced post-traumatic osteoarthritis. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 16 (1), 541(2021).
  11. Lui, T. H. Modified arthroscopic Brostrom procedure with bone tunnels. Arthroscopy Techniques. 5 (4), 775-780 (2016).
  12. Wang, W., Xu, G. H. Allograft tendon reconstruction of the anterior talofibular ligament and calcaneofibular Ligament in the treatment of chronic ankle instability. BMC Musculoskeletal Disorders. 18 (1), 150(2017).
  13. Yang, N., Waddington, G., Adams, R., Han, J. Age-related changes in proprioception of the ankle complex across the lifespan. Journal of Sport and Health Science. 8 (6), 548-554 (2019).
  14. Michels, F., et al. Searching for consensus in the approach to patients with chronic lateral ankle instability: Ask the expert. Knee Surgery Sports Traumatology Arthroscopy. 26 (7), 2095-2102 (2017).
  15. Kamada, K., Watanabe, S., Yamamoto, H. Chronic subtalar instability due to insufficiency of the calcaneofibular ligament: A case report. Foot & Ankle International. 23 (12), 1135-1137 (2002).
  16. Kato, T. The diagnosis and treatment of instability of the subtalar joint. The Journal of Bone and Joint Surgery. 77 (3), 400-406 (1995).
  17. Meyer, J. M., Garcia, J., Hoffmeyer, P., Fritschy, D. The subtalar sprain. A roentgenographic study. Clinical Orthopaedics and Related Research. (226), 169-173 (1988).
  18. Mittlmeier, T., Rammelt, S. Update on subtalar joint instability. Foot and Ankle Clinics. 23 (3), 397-413 (2018).
  19. Chang, S. H., et al. Comparison of mouse and human ankles and establishment of mouse ankle osteoarthritis models by surgically-induced instability. Osteoarthritis & Cartilage. 24 (4), 688-697 (2016).
  20. Naito, K., et al. Evaluation of the effect of glucosamine on an experimental rat osteoarthritis model. Life Sciences. 86 (13-14), 538-543 (2010).
  21. Pritzker, K. P. H., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: Grading and staging. Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  22. Glasson, S. S., et al. The OARSI histopathology initiative - Recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis and Cartilage. 18, Suppl 3 17-23 (2010).
  23. Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Guderian, S., Turner, M. J. Acute ankle sprain in a mouse model. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (8), 1623-1628 (2013).
  24. Wikstrom, E. A., Hubbard-Turner, T., Guderian, S., Turner, M. J. Lateral ankle sprain in a mouse model: Lifelong sensorimotor dysfunction. Journal of Athletic Training. 53 (3), 249-254 (2018).
  25. Bell-Krotoski, J. A., Fess, E. E., Figarola, J. H., Hiltz, D. Threshold detection and Semmes-Weinstein monofilaments. Journal of Hand Therapy. 8 (2), 155-162 (1995).
  26. Wieland, H. A., Michaelis, M., Kirschbaum, B. J., Rudolphi, K. A. Osteoarthritis - An untreatable disease. Nature Reviews Drug Discovery. 4 (4), 331-344 (2005).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Subtalaire instabiliteit van de enkelgewrichtsmodel bij muizenligamenttransectiebalansbalktestfootprintanalysethermische nociceptiemicro CT scanningkleuring van het gewrichtskraakbeenmuismodel voor artroseletsel aan het ligament van de achtervoet

Gerelateerde artikelen