Methodenartikel

Vaststelling en karakterisering van patiënt-afgeleide xenograftmodellen van anaplastisch schildkliercarcinoom en hoofd-hals plaveiselcelcarcinoom

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64623

⸱

2 juni 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Medicine Research Center, Sichuan Provincial Key Laboratory of Precision Medicine, National Clinical Research Center for Geriatrics, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Thyroid Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 3Sichuan Kangcheng Biotech Co., 4Sichuan Cancer Hospital

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol stelt een patiënt-afgeleid xenograft (PDX) model van anaplastisch schildkliercarcinoom (ATC) en hoofd en nek plaveiselcelcarcinoom (HNSCC) vast en karakteriseert het, aangezien PDX-modellen snel de standaard worden op het gebied van translationele oncologie.

Samenvatting

Patiënt-afgeleide xenograft (PDX) modellen behouden getrouw de histologische en genetische kenmerken van de primaire tumor en behouden de heterogeniteit ervan. Farmacodynamische resultaten op basis van PDX-modellen zijn sterk gecorreleerd met de klinische praktijk. Anaplastisch schildkliercarcinoom (ATC) is het meest kwaadaardige subtype van schildklierkanker, met sterke invasiviteit, slechte prognose en beperkte behandeling. Hoewel de incidentie van ATC slechts 2% -5% van de schildklierkanker vertegenwoordigt, is het sterftecijfer zo hoog als 15% -50%. Hoofd-hals plaveiselcelcarcinoom (HNSCC) is een van de meest voorkomende hoofd-halsmaligniteiten, met meer dan 600.000 nieuwe gevallen wereldwijd per jaar. Hierin worden gedetailleerde protocollen gepresenteerd om PDX-modellen van ATC en HNSCC vast te stellen. In dit werk werden de belangrijkste factoren die van invloed zijn op het succespercentage van modelconstructie geanalyseerd en werden de histopathologische kenmerken vergeleken tussen het PDX-model en de primaire tumor. Bovendien werd de klinische relevantie van het model gevalideerd door de in vivo therapeutische werkzaamheid van representatieve klinisch gebruikte geneesmiddelen in de succesvol geconstrueerde PDX-modellen te evalueren.

Inleiding

Het PDX-model is een diermodel waarin menselijk tumorweefsel wordt getransplanteerd in immunodeficiënte muizen en groeit in de omgeving die door de muizen wordt geleverd1. Traditionele tumorcellijnmodellen lijden aan verschillende nadelen, zoals het gebrek aan heterogeniteit, het onvermogen om de micro-omgeving van de tumor te behouden, de kwetsbaarheid voor genetische variaties tijdens herhaalde in vitro passages en de slechte klinische toepassing 2,3. De belangrijkste nadelen van genetisch gemanipuleerde diermodellen zijn het potentiële verlies van de genomische kenmerken van menselijke tumoren, de introductie van nieuwe onbekende mutaties en de moeilijkheid om de mate van homologie tussen muistumoren en menselijke tumoren te identificeren4. Bovendien is de voorbereiding van genetisch gemanipuleerde diermodellen duur, tijdrovend en relatief inefficiënt4.

Het PDX-model heeft veel voordelen ten opzichte van andere tumormodellen in termen van het weerspiegelen van tumorheterogeniteit. Vanuit het perspectief van histopathologie, hoewel de tegenhanger van de muis het menselijke stroma in de loop van de tijd vervangt, behoudt het PDX-model de morfologische structuur van de primaire tumor goed. Bovendien behoudt het PDX-model de metabolomische identiteit van de primaire tumor gedurende ten minste vier generaties en weerspiegelt het beter de complexe onderlinge relaties tussen tumorcellen en hun micro-omgeving, waardoor het uniek is in het simuleren van de groei, metastase, angiogenese en immunosuppressie van menselijk tumorweefsel 5,6,7. Op cellulair en moleculair niveau weerspiegelt het PDX-model nauwkeurig de inter- en intratumor heterogeniteit van menselijke tumoren, evenals de fenotypische en moleculaire kenmerken van oorspronkelijke kanker, waaronder genexpressiepatronen, mutatiestatus, kopienummer en DNA-methylatie en proteomics 8,9. PDX-modellen met verschillende passages hebben dezelfde gevoeligheid voor medicamenteuze therapie, wat aangeeft dat de genexpressie van PDX-modellen zeer stabiel is10,11. Studies hebben een uitstekende correlatie aangetoond tussen de respons van het PDX-model op een geneesmiddel en de klinische reacties van patiënten op dat geneesmiddel12,13. Daarom is het PDX-model naar voren gekomen als een krachtig preklinisch en translationeel onderzoeksmodel, met name voor geneesmiddelenscreening en klinische prognosevoorspelling.

Schildklierkanker is een veel voorkomende kwaadaardige tumor van het endocriene systeem en is een menselijke maligniteit die de afgelopen jaren een snelle toename van de incidentie heeft laten zien14. Anaplastisch schildkliercarcinoom (ATC) is de meest kwaadaardige schildklierkanker, met een mediane overleving van de patiënt van slechts 4,8 maanden15. Hoewel slechts een minderheid van de schildklierkankerpatiënten elk jaar in China met ATC wordt gediagnosticeerd, is het sterftecijfer bijna 100% 16,17,18. ATC groeit meestal snel en dringt de aangrenzende weefsels van de nek en de cervicale lymfeklieren binnen, en ongeveer de helft van de patiënten heeft metastasen op afstand 19,20. Hoofd-hals plaveiselcelcarcinoom (HNSCC) is de zesde meest voorkomende kanker ter wereld en een van de belangrijkste oorzaken van sterfgevallen door kanker, met naar schatting 600.000 mensen die lijden aan HNSCC per jaar21,22,23. HNSCC omvat een groot aantal tumoren, waaronder die in de neus, sinussen, mond, amandelen, keelholte en strottenhoofd24. ATC en HNSCC zijn twee van de belangrijkste hoofd-halsmaligniteiten. Om de ontwikkeling van nieuwe therapeutische middelen en gepersonaliseerde behandelingen te vergemakkelijken, is het noodzakelijk om robuuste en geavanceerde preklinische diermodellen te ontwikkelen, zoals PDX-modellen van ATC en HNSCC.

Dit artikel introduceert gedetailleerde methoden voor het vaststellen van het subcutane PDX-model van ATC en HNSCC, analyseert de belangrijkste factoren die van invloed zijn op de tumoropnamesnelheid in modelconstructie en vergelijkt de histopathologische kenmerken tussen het PDX-model en de primaire tumor. Ondertussen werden in dit werk in vivo farmacodynamische tests uitgevoerd met behulp van de met succes geconstrueerde PDX-modellen om hun klinische relevantie te valideren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen en protocollen van de Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care, goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van het West China Hospital, Sichuan University. NOD-SCID immunodeficiënte muizen van 4-6 weken oud (van beide geslachten) en vrouwelijke Balb/c naakte muizen van 4-6 weken oud werden gebruikt voor deze studie. De dieren werden verkregen uit een commerciële bron (zie tabel met materialen). De ethische commissie van het West China Hospital gaf toestemming voor de studie met menselijke proefpersonen (protocolnummer 2020353). Elke patiënt gaf schriftelijke geïnformeerde toestemming.

1. Experimentele voorbereiding

  1. Schik wegwerpmesjes, gesteriliseerde scharen en pincetten en andere instrumenten die nodig zijn voor tumortransplantatie, plaats ze op de ultraschone werkbank en bestraal ze van tevoren met ultraviolet licht.
  2. Bereid steriele zoutoplossing en petrisalen voor gebruik tijdens de test.

2. Verwerving en transport van vers tumorweefsel

  1. Verkrijg verse tumormonsters (meestal groter dan 5 mm x 5 mm) uit de operatiekamer en plaats ze in een centrifugebuis van 15 ml of 50 ml met steriele HTK-oplossing (zie materiaaltabel) of zoutoplossing. Label de centrifugebuizen.
    OPMERKING: Nieuwe tumormonsters werden verkregen door chirurgische verwijdering of punctie van patiënten met ATC of HNSCC.
  2. Doe de centrifugebuizen in een vooraf voorbereide ijskist.
    OPMERKING: Gedurende deze tijd moet de transplantatieoperator de benodigde items voorbereiden voor transplantatie (zie tabel met materialen).
  3. Zorg ervoor dat de tijd tussen het verzamelen van monsters en het transport naar het laboratorium voor PDX-constructie niet langer is dan 2 uur. Omring tijdens het transport de buizen met de weefsels met een ijs-watermengsel of ijspakketten om de weefselactiviteit te behouden.

3. Tumortransplantatie

  1. Zodra de tumorweefsels in het laboratorium aankomen, registreer en hernummer ze.
    OPMERKING: Voor de huidige studie werd de patiëntinformatie strikt vertrouwelijk behandeld. De resterende stappen van de procedure werden uitgevoerd in een bioveiligheidsniveau 2 (BSL-2) laboratorium. Bij het betreden van het laboratorium wordt het dragen van een sok over de werkkleding of beschermende kleding, een hoed en een masker aanbevolen. De behandeling van tumorweefsel wordt uitgevoerd in een bioveiligheidskast.
  2. Desinfecteer de centrifugebuizen met de tumorweefsels met 75% alcohol en plaats ze op de operatietafel. Breng de tumorweefsels over naar 6 cm petrischalen gevuld met zoutoplossing met behulp van een gesteriliseerde oogheelkundige tang. Snijd ze vervolgens in kleine stukjes van ongeveer 2 mm x 2 mm en 3 mm x 3 mm met behulp van een mes.
  3. Breng de stukjes tumorweefsel over in een petrischaal van 6 cm met de juiste hoeveelheid zoutoplossing, wikkel de schaal in met de afsluitfolie, plaats deze in een ijskist en breng deze samen met de benodigde instrumenten (een schaar, tang en inentnaalden) naar de specifieke pathogeenvrije (SPF) dierenkamer.
  4. Bereid het dier voor volgens de onderstaande stappen.
    1. Verwijder het haar op de rechter laterale thorax van 4-6 weken oude vrouwelijke of mannelijke NOD-SCID immunodeficiënte muizen en desinfecteer de huid met 75% alcohol. Verdoof de muizen door een intraperitoneale injectie van 80 mg/kg ketamine en 10 mg/kg xylazine (zie tabel met materialen) en smeer hun ogen in met veterinaire zalf om uitdroging te voorkomen. Bevestig de anesthesiediepte via verlies van pedaalreflex.
    2. Maak een incisie van 2 mm met een schaar door de huid in het midden van de rechter laterale thorax van muizen.
  5. Neem een tumorstukje uit de petrischaal en plaats het met een tang in de 2,4 mm x 2,0 mm trocarnaald (zie materiaaltabel).
  6. Houd de muis vast, span de huid aan op de prikplaats, gebruik de trocar met de tumorstukken om de tumor door de initiële 2 mm huidincisie in te brengen, ga naar de achterkant van de schouder en duw de trocarkern.
  7. Zorg ervoor dat het tumorstuk naar buiten wordt geduwd en achterblijft in de overgangssinus gevormd door de trocarpunctie en trek vervolgens de trocar eruit.
  8. Als de tumor met de naald meebeweegt wanneer deze wordt teruggetrokken, gebruik dan de trocar om deze te resetten en de incisie te hechten.
    OPMERKING: In deze studie werd elke muis ingeënt op de dorsale voor- en achterpoten. Van elke patiënt werden één tot drie muizen per tumormonster ingeënt op basis van de tumorgrootte.

4. Behoud van tumorweefsel, fixatie en eiwitbevriezing

OPMERKING: De resterende tumorweefsels werden respectievelijk gebruikt voor zaadbehoud, fixatie en DNA / RNA / eiwitbevriezing.

  1. Verwijder de zoutoplossing van het tumoroppervlak met een steriel gaasje voordat u het in de cryopreservatiebuis plaatst om ervoor te zorgen dat het tumoroppervlak niet te nat is.
  2. Doe vier tot zes stukjes tumorweefsel van 2 mm x 2 mm in een cryopreservatiebuis van 2 ml, voeg 1 ml cryopreservatieoplossing bestaande uit 90% foetaal runderserum (FBS) en 10% dimethylsulfoxide (DMSO) toe aan de buis, plaats de buis in een gradiëntkoelbox, vries deze 's nachts in bij −80 °C en ten slotte, Breng het over op vloeibare stikstof.
  3. Plaats de tumorweefselblokken van 3 mm x 3 mm in 10% gebufferde formaline voor weefselfixatie voor pathologisch onderzoek.
  4. Doe het weefselblok van 3 mm x 3 mm in een cryopreservatiebuis van 2 ml, vries het snel in vloeibare stikstof in en breng het vervolgens over naar een koelkast van −80 °C voor DNA / RNA en eiwitextractie.
  5. Verzamel de klinische informatie van de patiënten, zoals de rookgeschiedenis, tumorgrootte, differentiatie, pathologisch subtype, kankergraad, kankerstadium, metastase op afstand, oorsprong, medische geschiedenis, immunohistochemie, humaan papillomavirus (HPV) infectie bij HNSCC-patiënten en behandelingsmedicatie.

5. Passaging, cryopreservatie en reanimatie van PDX-modeltumoren

  1. Meet de lengte en breedte van de onderhuidse tumoren bij muizen door eenmaal per week vernier-remklauwen te gebruiken en bereken het tumorvolume volgens de formule: tumorvolume = 0,5 × lengte × breedte2. Teken de tumorgroeicurve.
  2. Wanneer de PDX-tumor 2.000 mm3 bereikt, passeert u deze naar de volgende generatie muizen en voert u tumorhertransplantatie uit. Voer de voorbereiding van de instrumenten uit volgens stap 4.
  3. Euthanaseer de muizen door cervicale dislocatie na verdoving met 80 mg/kg ketamine.
  4. Desinfecteer de huid met 75% alcohol. Knip vervolgens de huid rond de tumor met een schaar, verwijder vervolgens de tumor met een tang en plaats deze in een petrischaal.
  5. Voer de tumortransplantatieprocedure uit volgens stap 3.
  6. Voer de conservering en cryopreservatie van de PDX-modeltumoren uit na stap 4.
  7. Volg voor de reanimatie van het tumorweefsel het principe van langzaam bevriezen en snel oplossen. Nadat u de cryovialen uit vloeibare stikstof hebt gehaald, plaatst u ze snel in een waterbad bij 37 °C voor een snelle oplossing.
  8. Schud de cryovialen voorzichtig in het waterbad om het ontdooiproces te versnellen.
  9. Ontdooi, breng de tumorstukken over naar de voorbereide normale zoutoplossing om te wassen en ent vervolgens de volgende generatie muizen. Zie voor de specifieke operatie de weefseltransplantatieprocedure in stap 3.

6. Bepaling van de therapeutische werkzaamheid van lenvatinib en cisplatine in het ATC PDX-model

OPMERKING: Het ATC PDX-model werd gebruikt om het therapeutische effect van de tyrosinekinaseremmer lenvatinib en het chemotherapeutische geneesmiddel cisplatine25,26,27 te testen.

  1. Selecteer het P5-generatie tumorweefsel van een ATC PDX-model (THY-017), snijd in2-4 mm 3 weefselstukken en ent subcutaan (stap 3) naar de rechterrug van tien 4-6 weken vrouwelijke Balb / c naaktmuizen.
  2. Selecteer 15 muizen met tumorvolumes tussen 50-150 mm3 en verdeel ze in drie groepen.
  3. Dien lenvatinib (10 mg/kg) intragastrisch toe aan één groep eenmaal daags gedurende 15 dagen, dien cisplatine (3 mg/kg) intraperitoneaal toe aan één groep om de 3 dagen voor een totaal van zes doses en dien de controlegroep toe met hetzelfde volume normale zoutoplossing.
  4. Meet het lichaamsgewicht en het tumorvolume van de muizen twee keer per week.
  5. Aan het einde van de test euthanaseert u de muizen (stap 5.3) en weegt u de tumoren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een totaal van 18 schildklierkanker specimens werden getransplanteerd, en vijf PDX-modellen van schildklierkanker werden met succes geconstrueerd (27,8% tumor take rate), waaronder vier gevallen van ongedifferentieerde schildklierkanker en één geval van anaplastische schildklierkanker. De correlatie tussen het succespercentage van modelconstructie en de leeftijd, geslacht, tumordiameter, tumorgraad en differentiatie werden geanalyseerd. Hoewel het succespercentage van graad 4 tumormonsters hoger was dan voor monsters met...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie heeft met succes de subcutane PDX-modellen van ATC en HNSCC vastgesteld. Er zijn veel aspecten om op te letten tijdens het proces van PDX-modelbouw. Wanneer het tumorweefsel van de patiënt is gescheiden, moet het in de ijskast worden geplaatst en zo snel mogelijk naar het laboratorium worden gestuurd voor inenting. Nadat de tumor in het laboratorium is aangekomen, moet de operator aandacht besteden aan het onderhouden van een steriel veld en aseptische procedures uitvoeren. Voor naaldbiopsiemonsters, omdat he...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Er worden geen potentiële belangenconflicten bekendgemaakt.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door het Sichuan Province Science and Technology Support Program (Grant Nos. 2019JDRC0019 en 2021ZYD0097), het 1.3.5-project voor disciplines van uitmuntendheid, West China Hospital, Sichuan University (Grant No. ZYJC18026), het 1.3.5-project voor disciplines van excellentie-Clinical Research Incubation Project, West China Hospital, Sichuan University (Grant No. 2020HXFH023), de Fundamental Research Funds for the Central Universities (SCU2022D025), het International Cooperation Project van Chengdu Science and Technology Bureau (Grant No. 2022-GH02-00023-HZ), het Innovation Spark Project van Sichuan University (Grant No. 2019SCUH0015), en het Talent Training Fund for Medical-engineering Integration of West China Hospital - University of Electronic Science and Technology (Grant No. HXDZ22012).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
2.4 mm x 2.0 mm trocarShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-9065
Balb/c nude muizenBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.401
BioveiligheidscabinetSuzhou AntaiBSC-1300IIA2
MesShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0823
Centrifugebuis Corning430791/430829
CryopreserveringsbuisChengdu Dianrui Experimental Instrument Co., Ltd/
Custodiol HTK-oplossingCustodiol2103417
Dimethylsulfoxide(DMSO)SIGMA-ALORICHD5879-500mL
Elektronische balansMETTLERME104
Elektronische digitale schuifmaatChengdu Chengliang Tool Group Co., Ltd0-220
fetaal runder serum(FBS)VivaCellC04001-500
IBM SPSS Statistics 26IBM
KetamineJiangsu Zhongmu Beikang Pharmaceutical Co., Ltd 100761663
LenvatinibApexBioA2174
NOD-SCID immunodeficient muizenBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd.406
Pen-Strep-oplossingBiological Industries03-03101BCS
PetrischaalWHBWHB-60/WHB-100
Zoutoplossing Sichuan KelunW220051705
SchaarShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-0110
PincetShenzhen Huayang Biotechnology Co., Ltd18-1241
Diergeneeskundige zalfPfizer Inc.P10015353
XylazinDunhua Shengda Animal Medicine Co., Ltd070031777

Referenties

  1. Toolan, H. W. Successful subcutaneous growth and transplantation of human tumors in X-irradiated laboratory animals. Proceedings of The Society for Experimental Biology and Medicine. 77 (3), 572-578 (1951).
  2. Gillet, J. P., et al. Redefining the relevance of established cancer cell lines to the study of mechanisms of clinical anti-cancer drug resistance. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (46), 18708-18713 (2011).
  3. Hausser, H. J., Brenner, R. E. Phenotypic instability of Saos-2 cells in long-term culture. Biochemical & Biophysical Research Communications. 333 (1), 216-222 (2005).
  4. Pérez-Mancera, P., Guerra, C., Barbacid, M., Tuvesonet, D. A. What we have learned about pancreatic cancer from mouse models. Gastroenterology. 142 (5), 1079-1092 (2012).
  5. Bruna, A., et al. A biobank of breast cancer explants with preserved intra-tumor heterogeneity to screen anticancer compounds. Cell. 167 (1), 260-274 (2016).
  6. Choi, S., et al. Lessons from patient-derived xenografts for better in vitro modeling of human cancer. Advanced Drug Delivery Reviews. 79-80, 222-237 (2014).
  7. Blomme, A., et al. Murine stroma adopts a human-like metabolic phenotype in the PDX model of colorectal cancer and liver metastases. Oncogene. 37 (9), 1237-1250 (2018).
  8. Wang, D., et al. Molecular heterogeneity of non-small cell lung carcinoma patient-derived xenografts closely reflect their primary tumors. International Journal of Cancer. 140 (3), 662-673 (2016).
  9. Jung, J., et al. Generation and molecular characterization of pancreatic cancer patient-derived xenografts reveals their heterologous nature. Oncotarget. 7 (38), 62533-62546 (2016).
  10. Keysar, S., et al. A patient tumor transplant model of squamous cell cancer identifies PI3K inhibitors as candidate therapeutics in defined molecular bins. Molecular Oncology. 7 (4), 776-790 (2013).
  11. Rubio-Viqueira, B., et al. An in vivo platform for translational drug development in pancreatic cancer. Clinical Cancer Research. 12 (15), 4652-4661 (2006).
  12. Fiebig, H. H., et al. Development of three human small cell lung cancer models in nude mice. Recent Results in Cancer Research. 97, 77-86 (1985).
  13. Morelli, M. P., et al. Prioritizing phase I treatment options through preclinical testing on personalized tumorgraft. Journal of Clinical Oncology. 30 (4), 45-48 (2012).
  14. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA. 68 (6), 394-424 (2018).
  15. Onoda, N., et al. Evaluation of the 8th edition TNM classification for anaplastic thyroid carcinoma. Cancers. 12 (3), 552(2020).
  16. Nel, C., et al. Anaplastic carcinoma of the thyroid: A clinicopathologic study of 82 cases. Mayo Clinic Proceedings. 60 (1), 51-58 (1985).
  17. Mazzaferri, E. L. Increasing incidence of thyroid cancer in the United States, 1973-2002. Yearbook of Medicine. 2007, 496-499 (2007).
  18. Kebebew, E., Greenspan, F. S., Clark, O. H., Woeber, K. A., Mcmillan, A. Anaplastic thyroid carcinoma. Treatment outcome and prognostic factors. Cancer. 103 (7), 1330-1335 (2005).
  19. Lin, B., et al. The incidence and survival analysis for anaplastic thyroid cancer: A SEER database analysis. American Journal of Translational Research. 11 (9), 5888-5896 (2019).
  20. Maniakas, A., Dadu, R., Busaidy, N. L., Wang, J. R., Zafereo, M. Evaluation of overall survival in patients with anaplastic thyroid carcinoma, 2000-2019. JAMA Oncology. 6 (9), 1397-1404 (2020).
  21. Gilardi, M., et al. Tipifarnib as a precision therapy for HRAS-mutant head and neck squamous cell carcinomas. Molecular Cancer Therapeutics. 19 (9), 1784-1796 (2020).
  22. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics, 2016. CA. 66 (1), 7-30 (2016).
  23. Chow, L. Q. M. Head and neck cancer. New England Journal of Medicine. 382 (1), 60-72 (2020).
  24. Swiecicki, P. L., Brennan, J. R., Mierzwa, M., Spector, M. E., Brenner, J. C. Head and neck squamous cell carcinoma detection and surveillance: Advances of liquid biomarkers. Laryngoscope. 129 (8), 1836-1843 (2019).
  25. Wang, R., et al. Distribution and activity of lenvatinib in brain tumor models of human anaplastic thyroid cancer cells in severe combined immune deficient mice. Molecular Cancer Therapeutics. 18 (5), 947-956 (2019).
  26. Takahashi, S., et al. A phase II study of the safety and efficacy of lenvatinib in patients with advanced thyroid cancer. Future Oncology. 15 (7), 717-726 (2019).
  27. Ferrari, S. M., et al. Lenvatinib exhibits antineoplastic activity in anaplastic thyroid cancer in vitro and in vivo. Oncology Reports. 39 (5), 2225-2234 (2018).
  28. Cabanillas, M. E., Habra, M. A. Lenvatinib: Role in thyroid cancer and other solid tumors. Cancer Treatment Reviews. 42, 47-55 (2016).
  29. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  30. Peng, S., et al. Tumor grafts derived from patients with head and neck squamous carcinoma authentically maintain the molecular and histologic characteristics of human cancers. Journal of Translational Medicine. 11, 198(2013).
  31. Derose, Y. S., et al. Tumor grafts derived from women with breast cancer authentically reflect tumor pathology, growth, metastasis and disease outcomes. Nature Medicine. 17 (11), 1514-1520 (2011).
  32. Chen, X., Shen, C., Wei, Z., Zhang, R., Xiao, K. Patient-derived non-small cell lung cancer xenograft mirrors complex tumor heterogeneity. Cancer Biology and Medicine. 18 (1), 184-198 (2021).
  33. Choi, Y. Y., et al. Establishment and characterisation of patient-derived xenografts as paraclinical models for gastric cancer. Scientific Reports. 6, 22172(2016).
  34. Maider, I. V., Andrés, C., Alberto, B. Preclinical models for precision oncology. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Reviews on Cancer. 1872 (2), 239-246 (2018).
  35. Okada, S., Vaeteewoottacharn, K., Kariya, R. Establishment of a patient-derived tumor xenograft model and application for precision cancer medicine. Chemical & Pharmaceutical Bulletin. 66 (3), 225-230 (2018).
  36. Michael, G., et al. Tumor take rate optimization for colorectal carcinoma patient-derived xenograft models. BioMed Research International. 2016, 1715053(2016).
  37. Bernardo, C., Costa, C., Sousa, N., Amado, F., Santos, L. Patient-derived bladder cancer xenografts: a systematic review. Translational Research. 166 (4), 324-331 (2015).
  38. Facompre, N. D., et al. Barriers to generating PDX models of HPV-related head and neck. Laryngoscope. 127 (12), 2777-2783 (2017).
  39. Kang, H. N., Kim, J. H., Park, A. Y., Choi, J. W., Kim, H. R. Establishment and characterization of patient-derived xenografts as paraclinical models for head and neck cancer. BMC Cancer. 20 (1), 316(2020).
  40. Ahn, S. H., et al. An orthotopic model of papillary thyroid carcinoma in athymic nude mice. Archives of Otolaryngology-Head & Neck Surgery. 134 (2), 190-197 (2008).
  41. Nucera, C., et al. A novel orthotopic mouse model of human anaplastic thyroid carcinoma. Thyroid. 19 (10), 1077-1084 (2009).
  42. De Rose, F., et al. Galectin-3 targeting in thyroid orthotopic tumors opens new ways to characterize thyroid cancer. Journal of Nuclear Medicine. 60 (6), 770-776 (2019).
  43. Pearson, A. T., et al. Patient-derived xenograft (PDX) tumors increase growth rate with time. Oncotarget. 7 (7), 7993-8005 (2016).
  44. Huo, K. G., D'Arcangelo, E., Tsao, M. S. Patient-derived cell line, xenograft and organoid models in lung cancer therapy. Translational Lung Cancer Research. 9 (5), 2214-2232 (2020).
  45. Kumari, R., Xu, X., Li, H. Q. Translational and clinical relevance of PDX-derived organoid models in oncology drug discovery and development. Current Protocols. 2 (7), e431(2022).
  46. Takahashi, N., et al. Construction of in vitro patient-derived tumor models to evaluate anticancer agents and cancer immunotherapy. Oncology Letters. 21 (5), 406(2021).
  47. Barasch, A., et al. Photobiomodulation effects on head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC) in an orthotopic animal model. Supportive Care in Cancer. 28 (6), 2721-2727 (2020).
  48. Wang, M., et al. Humanized mice in studying efficacy and mechanisms of PD-1-targeted cancer immunotherapy. FASEB Journal. 32 (3), 1537-1549 (2018).
  49. Wu, C., Wang, X., Shang, H., Wei, H. Construction of a humanized PBMC-PDX model to study the efficacy of a bacterial marker in lung cancer immunotherapy. Disease Markers. 2022, 1479246(2022).
  50. Yao, L. C., et al. Creation of PDX-bearing humanized mice to study immuno-oncology. Methods in Molecular Biology. 1953, 241-252 (2019).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Hoofd halscarcinoomtumorheterogeniteittotstandkoming van PDX modeltransplantatie van tumorscreening van geneesmiddelsensitiviteittumorgroeicurvehistopathologisch onderzoekgepersonaliseerde therapie

Gerelateerde artikelen