Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Implantatie en evaluatie van melanoom in het muizenvlies via optische coherentietomografie

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64632

⸱

2 december 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ophthalmology Research Laboratory, Kaplan Medical Center, 2Department of Ophthalmology, Kaplan Medical Center, Faculty of Medicine, The Hebrew University of Jerusalem

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol beschrijft de implantatie en evaluatie van melanoom in het muriene vaatvlies met behulp van optische coherentietomografie.

Samenvatting

Het opzetten van experimentele choroïdale melanoommodellen is een uitdaging in termen van het vermogen om tumoren op de juiste lokalisatie te induceren. Bovendien beperken moeilijkheden bij het observeren van posterieure choroïdale melanoom in vivo de tumorlocatie en groei-evaluatie in realtime. De hier beschreven aanpak optimaliseert technieken voor het vaststellen van choroïdaal melanoom bij muizen via een meerstaps subchoroïdale B16LS9-celinjectieprocedure. Om precisie mogelijk te maken bij het injecteren in de kleine afmetingen van de muis uvea, wordt de volledige procedure uitgevoerd onder een microscoop. Eerst wordt een conjunctivale peritomie gevormd in het dorsale-temporale gebied van het oog. Vervolgens wordt een kanaal in de subchoroïdale ruimte gecreëerd door een naald door de blootgestelde sclera te steken. Dit wordt gevolgd door het inbrengen van een stompe naald in het kanaal en de injectie van melanoomcellen in het vaatvlies. Onmiddellijk na injectie wordt niet-invasieve optische coherentietomografie (OCT) beeldvorming gebruikt om de locatie en voortgang van de tumor te bepalen. Retinale loslating wordt geëvalueerd als een voorspeller van tumorplaats en -grootte. De gepresenteerde methode maakt de reproduceerbare inductie van vaatvlies-gelokaliseerd melanoom bij muizen en de live beeldvorming van tumorgroei-evaluatie mogelijk. Als zodanig biedt het een waardevol hulpmiddel voor het bestuderen van intraoculaire tumoren.

Inleiding

Uveaal melanoom (UM) is de meest voorkomende intraoculaire primaire maligniteit bij volwassenen. Ongeveer 90% van de oculaire melanomen is afkomstig van melanocyten in het vaatvliesgebied van het uveale kanaal1. UM is een belangrijke oorzaak van morbiditeit en mortaliteit, omdat naar schatting bijna 50% van de patiënten gemetastaseerde ziekte ontwikkelt, waarbij de lever de belangrijkste plaats van metastase is2. Vroege behandeling van primaire laesies kan de kans op metastasen verminderen, maar geen enkele effectieve behandeling voorkomt de vorming van metastasen3.

De standaardbehandeling van uveaal melanoom omvat bestralingstherapie, die gepaard gaat met verlies van gezichtsvermogen als gevolg van optische neuropathie, retinopathie, droge ogen syndroom en cataract. Chirurgische resectie wordt meestal uitgesteld totdat de groei van de laesie wordt herkend en gekarakteriseerd. Een dergelijke vertraging kan echter de ontwikkeling van gemetastaseerde ziekten mogelijkmaken 4. In sommige gevallen is nutteloze enucleatie vereist. Natuurlijk brengt deze radicale procedure het gezichtsvermogen in gevaar en resulteert het in dramatische esthetische achteruitgang.

Er zijn veel inspanningen geleverd aan het ontwikkelen van experimentele modellen om uveaal melanoom te bestuderen. Preklinische diermodellen die een nauwkeurige beoordeling van deze maligniteit mogelijk maken, zijn essentieel voor het onderzoeken van nieuwe diagnostische en therapeutische strategieën voor uveaal melanoom. Experimentele diermodellen van oculair melanoom zijn voornamelijk gebaseerd op de inenting van tumorcellen bij muizen, ratten en konijnen 5,6. Muismodellen zijn kosteneffectief en worden veel gebruikt voor melanoomstudies vanwege hun snelle reproductiesnelheid en hoge genoomgelijkenis met mensen. De murine cutane melanoom cellijn B16 wordt vaak gebruikt om C57BL6-muizen te enten en syngenetische tumoren te induceren. Bij gebruik van dit model om uveaal melanoom te induceren, moeten tumordragende ogen meestal 7-14 dagen na inenting worden geënucleeerd. Verder is B16 een zeer invasief model. De immuunbevoorrechte aard van het oog ondersteunt metastase en metastasen kunnen meestal 3-4 weken na inenting van tumorcellen worden gedetecteerd. Subculturen van de oorspronkelijke B16-lijn vertonen verschillende metastatische eigenschappen6. De Queens melanoomlijn heeft bijvoorbeeld een hoge metastatische snelheidvan 7,8. De B16LS9-cellijn heeft dendritische celmorfologie en is afgeleid van levermetastasen van C57BL / 6-muizen geïnjecteerd met de ouderlijke cutane melanoomlijn B16F19. Wanneer ze in het achterste compartiment van het oog worden geïnjecteerd, bleken deze cellen intraoculaire tumoren te vormen, die histologisch lijken op menselijk uveaal melanoom en leverspecifieke metastasen vormen in C57BL / 6, maar niet Balb / C, muizen10,11,12. Genetisch worden de cellen gekenmerkt door een hogere expressie van het c-met proto-oncogen, dat fungeert als een cellulaire receptor voor hepatocytengroeifactor13. B16F10, de10e passage van de ouderlijke B16, daarentegen metastaseert voornamelijk naar de longen wanneer intraoculair14. Zowel B16F10 als B16LS9 zijn gepigmenteerd12.

Verschillende belangrijke uitdagingen beperken het succes van murine uveale melanoommodellen. Ten eerste kan tumorcelreflux leiden tot extraoculair of subconjunctivaal melanoom. Ten tweede is de tumorgroei na intraoculaire inenting van melanoomcellen vaak zeer variabel, wat problemen oplevert bij het evalueren van de behandeling en voortgang. Een andere grote moeilijkheid is het beperkte vermogen om tumorgroei in vivo te volgen. Hoewel bioluminescente beeldvorming, zoals van luciferase tot expressie brengende tumoren, vaak wordt gebruikt om de groei van oculaire tumorente controleren 15,16, kan het geen informatie geven over de intraoculaire locatie van de tumor. Daarom wordt de evaluatie van de tumor meestal uitgevoerd na enucleatie van het oog10,17. Dit beperkt het vermogen om tumorprogressie en respons op behandelingen uitgebreid te karakteriseren aanzienlijk. Een andere belangrijke hindernis bij het bestuderen van uveaal melanoom is de moeilijkheid om laesies bij gepigmenteerde muizen te volgen. Nieuwe benaderingen, die deze moeilijkheden overwinnen, zijn nodig om het onderzoek naar uveaal melanoom in diermodellen te bevorderen.

Optische coherentietomografie (OCT) biedt onderscheidende mogelijkheden om diep in de verschillende delen van het oog in hoge resolutie te beelden, wat ongeëvenaard is door andere methoden, waaronder echografie18,19. OCT-beeldvorming is gebruikt in diermodellen om verschillende oogziekten te bestuderen20. Onlangs werd OCT-beeldvorming aangetoond als niet-invasief middel om intraoculaire tumorgroei te evalueren21. Het hier beschreven protocol toont de implantatie van melanoomcellen in het muriene vaatvlies en het gebruik van OCT om intraoculaire tumorlokalisatie en -grootte te voorspellen op het moment van celinenting.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De experimenten in het protocol zijn goedgekeurd door de Israëlische Nationale Raad voor Dierproeven en voldoen aan de ARVO-verklaring voor het gebruik van dieren in oogheelkundig en visieonderzoek. Vrouwelijke C57BL/6-muizen, in de leeftijd van 8-10 weken, werden gebruikt voor deze studie en werden blootgesteld aan 12/12 uur licht-donkercycli. De dieren werden verkregen uit een commerciële bron (zie tabel met materialen).

1. Celkweek

  1. Kweek B16LS9-cellen in RPMI 1640-medium, aangevuld met 10% foetaal runderserum, 2 mM L-glutamine, 1 mM natriumpyruvaat, 25 mM HEPES, 1% essentieel vitaminemengsel, 200 U / ml penicilline en 200 mg / ml streptomycine (zie materiaaltabel), in een bevochtigde 37 °C-incubator met 5% CO2.
  2. Oogst de cellen voor injectie bij 70% -80% samenvloeiing.

2. Voorbereiding van dieren

  1. Bereid een verdovingsmengsel van ketamine (75 mg/kg lichaamsgewicht) en medetomidine (0,5 mg/kg lichaamsgewicht). Verdoof de muizen door het verdovingsmengsel intraperitoneaal in een enkele injectie te injecteren.
  2. Breng topische oftalmische verdoving oxybuprocaïne (0,4%) aan op beide ogen.
  3. Verwijd de muispupillen door topisch tropicamide toe te passen (0,5%).

3. Het creëren van een conjunctivale peritomie en sclerale tractus in de sub-choroïdale ruimte

  1. Breng 1,4% hydroxyethylcellulose (zie materiaaltabel) aan als smeermiddel voor beide ogen om uitdroging te voorkomen. Breng 0,5% tropicamide aan op het rechteroog.
  2. Observeer het geopereerde oog van de muis onder een operatiemicroscoop (zie Materiaaltabel). Houd de oogleden open met een steriele intraoculaire tang.
  3. Houd met behulp van een intraoculaire tang het supero-temporale limbale bindvlies vast en trek naar een infra-nasale positie22. Beveilig deze positie door deze gedurende de hele procedure vast te houden (figuur 1A).
  4. Maak met behulp van een naaldpunt van 30 G een kleine (1-2 mm) conjunctivale peritomie in het dorsale-temporale gebied, ongeveer 1-2 mm achter de limbus.
    OPMERKING: Het gebruik van fijnere naalden kan overmatige punctie voorkomen en een betere precisie van de tumorlocatie mogelijk maken.
  5. Verwijder overtollige Tenon's capsule uit de opening van de peritomie.
    OPMERKING: Tenon's capsule is een laag dicht bindweefsel dat de bol van het oogomringt 22.
  6. Steek op deze locatie de naaldpunt in om door de sclera te dringen. Maak een excisie om een kanaal in de subchoroïdale ruimte te creëren totdat de bruine kleur van het vaatvlies verschijnt door de blootgestelde witte stof van de sclera (figuur 1B).

figure-protocol-1
Figuur 1: Inenting van tumorcellen . (A) Het superotemporale limbale bindvlies wordt vastgehouden met behulp van een intraoculaire tang en naar een infra-nasale positie getrokken. (B) De punt van een naald van 30 G wordt ingebracht om door de sclera te dringen en excisie wordt gemaakt om een spoor in de subchoroïdale ruimte te creëren. (C) Een spuit gevuld met cellen en gemonteerd met een naald van 32 G wordt in de rups ingebracht en de cellen worden geïnjecteerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Inenting van melanoomcellen

  1. Resuspendeer 70.000 B16LS9-cellen in 2 μL PBS. Dit bedrag wordt geschat per oog.
  2. Laad de cellen in een steriele glazen Hamilton-spuit van 10 μL (zie materiaaltabel) gemonteerd met een stompe naald van 32 G die in een hoek van 45° is gedraaid.
  3. Steek de geladen naald van de spuit ongeveer 2 mm in de baan die in stap 3 is gemaakt.
  4. Injecteer 2 μL celsuspensie.
  5. Houd de naald na injectie 2-3 s op zijn plaats totdat alle vloeistof is verdwenen.
  6. Verwijder de naald door deze voorzichtig en langzaam uit te trekken om lekkage uit de baan te voorkomen (figuur 1C).
    OPMERKINGEN: Het aanpassen van de snelheid en kracht van injectie kan het patroon van tumorontwikkeling beïnvloeden. Er wordt voorgesteld dat deze parameters worden gekalibreerd door individuen die experimenteren om de juiste kracht en snelheid te identificeren. In voorlopige experimenten werden in totaal 70.000 cellen bepaald. Aangezien er echter variaties kunnen zijn in celkweektypen of batches of tussen muizenstammen, is kalibratie van dit aantal noodzakelijk.

5. Beoordeling van de locatie van de injectie

  1. Observeer het geïnjecteerde oog door OCT-scans onmiddellijk na melanoomcelinenting om het uiterlijk van netvliesloslating (RD), retinale schade en / of cellen bij het glasvocht23 te identificeren.
    OPMERKINGEN: Breng tropicamide, oxybuprocaïne en ethylcellulose indien nodig opnieuw aan.
  2. Classificeer op basis van de OCT-scans uit stap 5.1 de RD-patronen21 volgens: (1) lokale RD-one site van RD; (2) lekkage in het glasachtig observerend celmateriaal in het glasvocht; (3) uitgebreid RD-meerdere locaties van RD.
  3. Voorspel de tumorlokalisatie op basis van: (1) lokale RD-verwachte choroïdale tumoren; (2) lekkage in de glasvocht-verwachte tumoren in het glasvocht; (3) uitgebreide RD-verwachte variabele en gedispergeerde tumoren (figuur 2).
    OPMERKING: Alleen muizen met lokale RD (ongeveer 50%) zullen naar verwachting tumoren ontwikkelen die beperkt zijn tot het vaatvlies.

6. Tumorgrootte voorspellen op basis van RD-hoogte

  1. Meet de hoogte van lokaal RD in de OCT-scans met behulp van een OCT-segmentatie-/analysesoftware (zie materiaaltabel) en classificeer volgens de volgende groepen: klein = <300 μm; gemiddeld = 300-400 μm; groot = >400 μm.
  2. Beoordeel het volume dat de tumoren naar verwachting binnen 5 dagen na injectie zullen bereiken volgens de volgende criteria:
    Een kleine RD-hoogte wordt meestal waargenomen bij kleine tumoren (tumorvolume variërend van 0,0059 mm 3 tot 0,07 mm 3 met een gemiddeld volume van 0,027 ± 0,005 mm3).
    Een gemiddelde RD-hoogte wordt gevonden in zowel kleine als middelgrote tumoren (tumorvolume variërend van 0,015 mm 3 tot 0,15 mm 3 met een gemiddeld volume van 0,056 ± 0,016 mm3).
    Een grote RD-hoogte wordt geassocieerd met een breed scala aan tumorvolumes tot 0,36 mm3.
    OPMERKING: Het bereik van verwachte tumorgroottes werd verkregen uit de vorige resultaten en verdeeld in drie groepen kleine, middelgrote en grote tumoren.

7. Postoperatieve procedures

  1. Breng oftalmische ofloxacine 0,3% topisch aan.
  2. Keer de anesthesie om door atipamezoolhydrochloride (3 mg/kg) subcutaan te injecteren.
  3. Injecteer buprenorfine (0,05 mg/kg lichaamsgewicht) tweemaal daags gedurende 3 dagen subcutaan om de pijn en het lijden van dieren te verminderen.
  4. Evalueer 5 dagen na injectie van melanoomcellen de tumorgrootte door de onderstaande stappen te volgen.
    1. Verdoof de muizen zoals beschreven in stap 2.1. Breng tropicamide aan (0,5%).
    2. Onderzoek de ogen door longitudinale en sagittale OCT-scans en gebruik OCT-segmentatie / analysesoftware om tumorvolume en lokalisatie te meten.
    3. Bereken het tumorvolume met behulp van de formule24: V = a*b*c*6/π (a, b en c = respectievelijk lengte, breedte en hoogte).
    4. Onderzoek de tumorgrootte elke 2-3 dagen zoals beschreven in stap 7.4.1-7.4.3.
      OPMERKING: De procedure moet worden geoptimaliseerd als u verschillende muisstammen of cellijnen gebruikt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Ogen werden via OCT onderzocht onmiddellijk na injectie van de B16LS9-cellen. Lokale netvliesloslating werd waargenomen na injectie. De muizen vertoonden drie patronen van RD: brandpunt (figuur 2, bovenste paneel), lekkage naar het glasvocht (figuur 2, middenpaneel) en verlengd RD (figuur 2, onderste paneel). Verlengde RD wordt waarschijnlijk veroorzaakt door schade door de injectie. Er was een verband tussen het patroon va...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Uveaal melanoom is een verwoestende ziekte waarvoor nieuwe therapeutische benaderingen hard nodig zijn. Onderzoek naar uveaal melanoom en mogelijke behandelingen wordt echter beperkt door de technische uitdagingen van uveaal melanoom diermodellen 1,25. Oculaire tumoren, die worden geïnduceerd door intraoculaire injectie van kankercellen, zijn zeer variabel in zowel lokalisatie als grootte, waarschijnlijk vanwege de kleine afmetingen van het muizenoog. Een dergeli...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

Marcovich A.L.: Steba Biotech (P), Yeda Weizmann (P), EyeYon Medical (C, P), Mor Isum (P). c) = adviseur; (P) = Octrooi. Alle andere auteurs hebben geen tegenstrijdige belangen.

Dankbetuigingen

Deze studie werd gedeeltelijk ondersteund door subsidie 1304/20 van de Israel Science Foundation (ISF), Israël, voor Arie Marcovich. We danken Shahar Ish-Shalom en Ady Yosipovich, van de afdeling Pathologie, Kaplan Medical Center, Rehovot, Israël, voor histologische analyse.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10 μL glazen spuit (Hamilton Co., Bonaduz, Zwitserland)Hamilton721711
30 G naaldenBD Microbalance2025-01
Atipamezole hydrochlorideOrion Pharma
B16LS9 cellenvan Hans Grossniklaus USA
Buprenorfine richter pharma102047
C57BL/6 vrouwelijke muizenEnvigo
Essentiële vitaminemixsatorius01-025-1A
Foetaal bovien serumrhenium10270106
HEPESsatorius03-025-1B
Hydroxyethylcellulose 1,4% oogdruppelsFisher Pharmaceutical390862
InSight OCT segmentatiesoftware Phoenix Micron, Inc 
Ketaminebremer pharma GMBH (medimarket)17889
L-glutaminesatorius03-020-1B
Medetomidine zoetis (vetmarket)102532
Ofloxacine 0,3% oogdruppelsallerganE92170
Optische coherentietomografie Phoenix Micron, Inc 
Oxybuprocaïne 0,4%Fisher Pharmaceutical393050
Penicilline-streptomycine-amfotericinesatorius03-033-1B
Fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) satorius02-023-1a
RPMI celmediasatorius01-104-1A
Natriumpyrovaatsatorius03-042-1B
Chirurgische microscoopZeissOPMI-6 CFC
Tropicamide 0,5%Fisher Pharmaceutical390723

Referenties

  1. Jager, M. J., et al. Uveal melanoma. Nature Reviews Disease Primers. 6 (1), 1-25 (2020).
  2. Bustamante, P., Piquet, L., Landreville, S., Burnier, J. V. Uveal melanoma pathobiology: Metastasis to the liver. Seminars in Cancer Biology. 71, Academic Press. 65-85 (2021).
  3. Damato, B. Ocular treatment of choroidal melanoma in relation to the prevention of metastatic death-A personal view. Progress in Retinal and Eye Research. 66, 187-199 (2018).
  4. Jouhi, S., et al. The small fatal choroidal melanoma study. A survey by the European Ophthalmic Oncology Group. American Journal of Ophthalmology. 202, 100-108 (2019).
  5. Cao, J., Jager, M. J. Animal eye models for uveal melanoma. Ocular Oncology and Pathology. 1 (3), 141-150 (2015).
  6. Uner, O. E., Gandrakota, N., Azarcon, C. P., Grossniklaus, H. E. Animal models of uveal melanoma. Annals of Eye Science. 7, 21-30 (2022).
  7. Yang, H., Dithmar, S., Grossniklaus, H. E. Interferon alpha 2b decreases hepatic micrometastasis in a murine model of ocular melanoma by activation of intrinsic hepatic natural killer cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (7), 2056-2064 (2004).
  8. Yang, H., Grossniklaus, H. E. Combined immunologic and anti-angiogenic therapy reduces hepatic micrometastases in a murine ocular melanoma model. Current Eye Research. 31 (6), 557-562 (2006).
  9. Rusciano, D., Lorenzoni, P., Burger, M. M. Murine models of liver metastasis. Invasion & Metastasis. 14 (1-6), 349-361 (1994).
  10. Diaz, C. E., Rusciano, D., Dithmar, S., Grossniklaus, H. E. B16LS9 melanoma cells spread to the liver from the murine ocular posterior compartment (PC). Current Eye Research. 18 (2), 125-129 (1999).
  11. Rusciano, D., Lorenzoni, P., Burger, M. M. Murine models of liver metastasis. Invasion & Metastasis. 14 (1-6), 349-361 (1994).
  12. Ashur-Fabian, O., et al. Tetrac delayed the onset of ocular melanoma in an orthotopic mouse model. Frontiers in Endocrinology. 12, 632335(2019).
  13. Elia, G., et al. Mechanisms regulating c-met overexpression in liver-metastatic B16-LS9 melanoma cells. Journal of Cellular Biochemistry. 81 (3), 477-487 (2001).
  14. Harning, R., Szalay, Z. Ocular metastasis of in vivo and in vitro derived syngeneic murine melanoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 28 (9), 1599-1604 (1987).
  15. Ezra-Elia, R., et al. Can an in vivo imaging system be used to determine localization and biodistribution of AAV5-mediated gene expression following subretinal and intravitreal delivery in mice. Experimental Eye Research. 176, 227-234 (2018).
  16. Notting, I. C., et al. Whole-body bioluminescent imaging of human uveal melanoma in a new mouse model of local tumor growth and metastasis. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 46 (5), 1581-1587 (2005).
  17. Yang, H., et al. In-vivo xenograft murine human uveal melanoma model develops hepatic micrometastases. Melanoma Research. 18 (2), 95-103 (2008).
  18. Murthy, R. K., Haji, S., Sambhav, K., Grover, S., Chalam, K. V. Clinical applications of spectral domain optical coherence tomography in retinal diseases. Biomedical Journal. 39 (2), 107-120 (2016).
  19. Drexler, W., et al. Ultrahigh-resolution ophthalmic optical coherence tomography. Nature Medicine. 7 (4), 502-507 (2001).
  20. Ochakovski, G. A., Fischer, M. D. Phenotyping of mouse models with OCT. Methods in Molecular Biology. 1834, 285-291 (2019).
  21. Zaks, O., et al. In-vivo imaging for assessing tumor growth in mouse models of ocular melanoma. Experimental Eye Research. 204, 108431(2021).
  22. Brar, V. S. American Academy of Ophthalmology 2022-2023 BCSC. 2. Fundamentals and principles of ophthalmology. , (2022).
  23. Duker, J. S., Waheed, N. K., Goldman, D. Handbook of Retinal OCT: Optical Coherence Tomography, 2nd Edition. , Elsevier Health Sciences. (2021).
  24. Tomayko, M. M., Reynolds, C. P. Determination of subcutaneous tumor size in athymic (nude) mice. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 24 (3), 148-154 (1989).
  25. Richards, J. R., Yoo, J. H., Shin, D., Odelberg, S. J. Mouse models of uveal melanoma: Strengths, weaknesses, and future directions. Pigment Cell & Melanoma Research. 33 (2), 264(2020).
  26. Chen, R., et al. Photoacoustic molecular imaging-escorted adipose photodynamic-browning synergy for fighting obesity with virus-like complexes. Nature Nanotechnology. 16 (4), 455-465 (2021).
  27. Yu, Q., et al. Label-free visualization of early cancer hepatic micrometastasis and intraoperative image-guided surgery by photoacoustic imaging. Journal of Nuclear Medicine. 61 (7), 1079-1085 (2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Choroideaal melanoommuismodelsubchoroïdale injectieevaluatie van tumorgroeinetvliesloslatinguveaal melanoomlive-imagingmeting van tumorvolumefundusfotografie
Implantatie en evaluatie van melanoom in het muizenvlies via optische coherentietomografie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.