Dit protocol beschrijft een methode voor het monitoren van de progressie van morfologische veranderingen in de loop van de tijd in de baarmoeder in een induceerbaar muismodel van endometriumkanker met behulp van echografie met correlatie met grove en histologische veranderingen.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Niet-invasieve echografie van endometriumkankerprogressie bij Pax8-gerichte deletie van de tumoronderdrukkers Arid1a en Pten bij muizen
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Baarmoederkanker kan worden bestudeerd bij muizen vanwege het gemak van hantering en genetische manipulatie in deze modellen. Deze studies zijn echter vaak beperkt tot het beoordelen van pathologie post-mortem bij dieren die op meerdere tijdstippen in verschillende cohorten zijn geëuthanaseerd, waardoor het aantal muizen dat nodig is voor een studie toeneemt. Beeldvormende muizen in longitudinale studies kunnen de progressie van de ziekte bij individuele dieren volgen, waardoor het aantal benodigde muizen wordt verminderd. Vooruitgang in ultrasone technologie heeft de detectie van veranderingen op micrometerniveau in weefsels mogelijk gemaakt. Echografie is gebruikt om follikelrijping in eierstokken en xenograftgroei te bestuderen, maar is niet toegepast op morfologische veranderingen in de baarmoeder van de muis. Dit protocol onderzoekt de juxtapositie van pathologie met in vivo beeldvormingsvergelijkingen in een geïnduceerd endometriumkankermuismodel. De kenmerken waargenomen door echografie waren consistent met de mate van verandering waargenomen door grove pathologie en histologie. Echografie bleek zeer voorspellend te zijn voor de waargenomen pathologie en ondersteunde de opname van echografie in longitudinale studies van baarmoederziekten zoals kanker bij muizen.
Inleiding
Muizen blijven een van de belangrijkste diermodellen voor voortplantingsstoornissen 1,2,3. Er zijn verschillende genetisch gemodificeerde of geïnduceerde knaagdiermodellen van eierstok- en baarmoederkanker. Deze studies zijn meestal afhankelijk van meerdere cohorten die op verschillende tijdstippen worden geëuthanaseerd om longitudinale trends in morfologische en pathologische veranderingen vast te leggen. Dit voorkomt de mogelijkheid om continue gegevens over de ontwikkeling van kanker in een individuele muis te verkrijgen. Bovendien, zonder de individuele ziekteprogressietoestand van de muis te kennen, zijn interventiestudies gebaseerd op vooraf bepaalde tijdstippen en gemiddelde bevindingen van eerdere cohorten in plaats van individuele drempels voor de detectie van progressie bij een specifiek dier 4,5. Daarom zijn beeldvormingsbenaderingen nodig die longitudinale beoordeling bij levende dieren mogelijk maken om preklinische modellen voor het testen van nieuwe geneesmiddelen of verbindingen te vergemakkelijken en het begrip van pathobiologie te versnellen en tegelijkertijd de striktheid en reproduceerbaarheid te vergroten6.
Echografie (VS) is een aantrekkelijke methode voor de longitudinale monitoring van de progressie van baarmoederkanker bij muizen omdat het relatief gemakkelijk en goedkoop is in vergelijking met andere beeldvormingsmethoden, gemakkelijk uit te voeren is en een opmerkelijke resolutie 6,7 kan hebben. Deze niet-invasieve modaliteit kan kenmerken op micronschaal vastleggen bij wakkere muizen of bij muizen onder korte sedatie met behulp van een examen van 5-10 minuten. Ultrasone microscopie is gevalideerd als een methode om de ontwikkeling van de ovariële follikel bij muizen te meten 8 en de groei van geïmplanteerde of geïnduceerde neoplasie 9,10,11. Hoogfrequente US is ook gebruikt voor percutane intra-uteriene injecties12 en het observeren van de baarmoederverandering van ratten gedurende de oestruscyclus13. Hoogfrequente US kan worden gebruikt met muizen die op gespecialiseerde stationaire platforms worden gehouden met behulp van een railsysteem om de transducer / sonde vast te houden om beelden met een hoge resolutie vast te leggen met gestandaardiseerde positie en druk; Deze apparatuur is echter niet bij alle instellingen beschikbaar. Hand-held transducer scanmethoden kunnen worden toegepast met minder speciale apparatuur en worden gebruikt voor zowel klinische diagnostiek als onderzoekstoepassingen bij muizen.
De vraag blijft of Amerikaanse beeldvorming met handbediende, hoogfrequente sondes kan worden gebruikt om de ontwikkeling van baarmoederkanker gedurende meerdere weken te volgen. Net als de darmen is de baarmoeder van knaagdieren een dunwandige, slanke structuur die zeer mobiel is in de buik en aaneengesloten is door meerdere weefseldiepten, waardoor beeldvorming uitdagender is dan bij relatief onbeweeglijke organen zoals de nieren. Deze studie probeerde de correlatie vast te stellen tussen weefsels waargenomen door echografie en histopathologie, oriëntatiepunten te definiëren voor het lokaliseren van de baarmoeder van de muis en de haalbaarheid van de longitudinale beoordeling van endometriumkanker te bepalen. Deze studie presenteert gegevens die een kwalitatieve overeenkomst laten zien tussen het uiterlijk van uteri in beeld gebracht door de VS en histopathologie, evenals seriële beeldvorming van muizen gedurende meerdere weken. Deze resultaten geven aan dat hand-held US kan worden gebruikt om de ontwikkeling van endometriumkanker bij muizen te volgen, waardoor een mogelijkheid ontstaat voor het verzamelen van individuele longitudinale gegevens van muizen om baarmoederkanker te bestuderen zonder de noodzaak van speciale apparatuur.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Alle procedures en experimenten met muizen werden uitgevoerd volgens protocollen die zijn goedgekeurd door het Johns Hopkins Animal Care and Use Committee. Voor alle procedures werden geschikte PBM's gedragen, inclusief handschoenen en wegwerpisolatiejassen. Er werden voorzorgsmaatregelen genomen bij het hanteren van scherpe voorwerpen, die onmiddellijk na gebruik op de juiste manier werden weggegooid in rode doos scherpe containers. Zie de Materiaaltabel voor meer informatie over alle materialen en apparatuur die in dit protocol worden gebruikt.
1. Inductie van endometriumkanker bij iPAD (induceerbare Pten, Arid1a dubbele deletie) muizen met doxycycline
- Onderhoud 10 Pax8-Cre-Arid1a-Pten double deletion (iPAD) transgene muizen (figuur 1) op een gemengde genetische achtergrond (129S, BALB/C, C57BL/6), zoals eerder beschreven14.
- Verzamel baseline echografie (2D) beelden van de eierstokken, eileider en baarmoeder van elke muis vóór de behandeling met doxycycline.
- Geef uitsluitend doxycycline-bevattende muis chow-diëten (doxycyclinehyclaat bij 625 mg / kg voer) aan de vrouwelijke iPAD-muizen gedurende minimaal 2 weken vanaf de leeftijd van 7-8 weken om gendeletie te induceren.
2. Apparatuur instellen
- Zet het verwarmingskussen aan en dek af met een schoon absorberend kussen (doeltemperatuur: 38 °C).
- Controleer of de isofluraan vaporizer en O2 tank voldoende gevuld zijn. Bijvullen en vervangen als de inhoud laag is.
- Sluit de inductiekamer, neuskegel en het opruimsysteem aan op de vaporizer.
- Stel het echoapparaat in.
- Selecteer een transducer (sonde) met een bereik van 32-56 MHz of tot 70 MHz voor beeldvorming van respectievelijk de baarmoeder of eierstok.
- Sluit de sonde aan en schakel de machine in.
- Gebruik na het opstarten van het systeem het configuratiescherm om in te loggen met de gebruikersreferenties en toegang te krijgen tot het startscherm.
- Ga in het startscherm naar het tabblad Toepassingen en selecteer Muis (kleine) buikmodus.
- Klik op Scannen om terug te keren naar het startscherm en wacht tot een live afbeelding wordt weergegeven.
- Selecteer B-modus in de opties op de linkerwerkbalk.
- Klik op Meer besturingselementen om extra hulpmiddelen voor beeldverfijning weer te geven, zoals beeldversterking en -diepte, of om de instellingen voor clipacquisitie aan te passen, zoals het aantal frames per seconde.
- Zodra de afbeeldingsinstellingen zijn geselecteerd, keert u terug naar het startscherm door op Scannen te klikken.
- Schakel de O2-tank in, leid de stroom naar de inductiekamer en stel het debiet in op 1 l / min.
3. Voorbereiding van muizen voor echografie, inclusief ontharing
- Plaats een muis in de inductiekamer. Stel de isofluraan vaporizer in op 2%-3% vol/vol voor de inductie van anesthesie.
- Bepaal de juiste diepte van de anesthesie door een gebrek aan reactie op teenknijpen en een ademhalingsfrequentie van ongeveer 1-2 ademhalingen / s.
- Breng steriel oftalmisch glijmiddel aan op elk oog. Verwijder de vacht van de dorsum en het ventrum tussen de laatste rib en het bekken met de juiste maat tondeuse.
- Breng een dunne laag ontharingscrème aan op de ventrale en dorsale gebieden die moeten worden afgebeeld (indien nodig).
- Plaats de muis gedurende ongeveer 3-5 minuten terug in de inductiekamer om de juiste diepte van de anesthesie te behouden terwijl de ontharingscrème werkt om het haar te verwijderen. Veeg na ≤4 minuten de crème voorzichtig weg met een schone vochtige papieren handdoek.
OPMERKING: Langere blootstelling aan ontharingscrème is irriterend en kan huidlaesies veroorzaken.
4. Intraperitoneale injectie van vloeistof om het contrast tussen organen te vergroten
- Verwarm een spuit van 3-10 ml gevuld met een steriele isotone vloeistofoplossing (bijv. steriele 0,9% NaCl of lactated ringers solution) tot 35-40 °C door deze gedurende enkele minuten tussen een verwarmingskussen en een absorberende pad te plaatsen. Plaats een fles ultrasone gel op het verwarmingskussen als de machine geen warmer heeft.
- Injecteer voor een muis van 20-25 g 1-2 ml oplossing in de peritoneale holte.
- Zet de muis vast bij het nekvel in één hand, waardoor het ventrum wordt blootgesteld.
- Houd de muis in een hoek van ~ 20 °, met de neus naar de vloer gericht om de organen craniaal te richten vanwege de zwaartekracht.
- Prik met behulp van een kleine naald (25 G, 5/8 in lengte, tuberculinespuit) door de huid en buikwand van het caudale rechterkwadrant van de buik.
- Vóór de injectie van vloeistoffen, om injectie in de vasculatuur of het maagdarmkanaal te voorkomen, trekt u zich terug met minimale druk. Als er bloed of ander materiaal in de spuit komt, verwijder dan de naald. Gebruik een nieuwe naald en spuit en probeer het opnieuw op een iets andere positie.
- Als de muis wakker wordt tijdens de injecties, plaats hem dan terug in de kleine inductiekamer voor anesthesie met 2% -3% vol / vol isofluraan.
5. Echografie vanuit een dorsale benadering
- Plaats de muis in ventrale lighouding op de absorberende pad boven een verwarmingskussen (figuur 2A-C).
- Plaats een neuskegel van knaagdieren stevig over de neus en snuit van de muis. Houd de verdovingsdiepte met isofluraan die door de neuskegel wordt afgegeven op 1% -2% vol / vol in 100% O2. Breng steriel oftalmisch glijmiddel, indien nodig, aan op elk oog.
- Controleer de muis op een regelmatige ademhalingsfrequentie (1-2/s) en een gebrek aan teenknijpreactie om aan te geven of de anesthesie moet worden aangepast.
- Plaats een kleine hoeveelheid (~ 0,5-1 ml) voorverwarmde ultrasone gel abaxiaal (lateraal) aan de wervelkolom aan weerszijden van de verdoofde muis, tussen de laatste rib en het bekken.
- Doe een kleine hoeveelheid gel op de ultrasone sonde.
- Plaats de sonde evenwijdig aan de wervels met de voorkant van de sonde aan de schedelzijde. Op de sondekop is een indicatormarkering aanwezig om de juiste oriëntatie van de sonde aan te geven. Noteer de dag, tijd, dier-ID, sondeoriëntatie en dierzijde (rechts, links, dorsaal, ventraal) voor elke nieuwe set afbeeldingen die wordt verzameld.
- Met een muis in ventrale lighouding (dorsumhuid die de sonde raakt), scant u langzaam het gebied voor het nieroriëntatiepunt (figuur 2B en figuur 3). Met de nier in het zicht, trek de sonde caudaal om de eierstok te vinden - een enigszins hyperechoïsche ovale tot ronde structuur (figuur 4A, B) in een zeer hyperechoïsch ovaal vetkussen dat cranio-ventraal wordt begrensd door de nier en dorso-lateraal door de dorsale buikwand.
OPMERKING: Druk caudaal en lateraal naar de eierstok kan de eierstok dichter bij de buikwand en weg van de lussen van de darm leiden. De eierstok is anatomisch geplaatst tegen de dorsale buikwand, net ventraal en lateraal naar de epaxiale spieren en caudaal naar de nier. - Pas de signaalversterking aan met de schuifregelaar onder aan het bedieningsscherm om het beeldcontrast te verbeteren.
- Om de beeldvorming van de nier te verbeteren, oefent u druk uit met een vinger op de contralaterale buik. Varieer de druk en hoek van direct parallel aan de wervelkolom tot ~ 20 ° ventraal.
- Zodra het orgel van belang in beeld is, verzamelt u een video door te klikken op Clip opslaan of Opname starten en vervolgens Opname stoppen wanneer u klaar bent om afbeeldingen op een vooraf ingesteld aantal frames te behouden.
- Sla afzonderlijke frames op van een live afbeelding of opname met de knop Frame opslaan .
- Om de baarmoeder in beeld te brengen, trekt u de sonde caudaal totdat de eierstok zich in het meest craniale aspect van het gezichtsveld bevindt. Varieer de sondedruk en hoek totdat de baarmoeder in zicht is.
- Herhaal video- en frameverzameling voor elk interessant orgaan.
- Vind de baarmoeder die in de lengterichting langs de dorsale buikwand loopt met de laterale beenmusculatuur ook in beeld (figuur 4B).
OPMERKING: De grootte van de baarmoeder en de lumendiameter kunnen variëren met de fase van oestrus en ziektetoestand. - Controleer het weefsel op peristaltische beweging om de darmlussen te onderscheiden van de stationaire hoorns van de baarmoeder.
6. Verzamel beelden van een ventrale benadering
- Plaats de muis in dorsale lighouding en controleer of de oogbevochtiging voldoende is en de snuit stevig in de neuskegel zit (figuur 2A).
- Breng een kleine hoeveelheid (~ 0,5-1 ml) voorverwarmde ultrasone gel aan op de ventrale buik en breng de sonde aan op de middellijn net craniaal van de schaamstreek om de blaas te lokaliseren als een hypoechoïsch oriëntatiepunt (figuur 5).
OPMERKING: Als de blaas te groot is en de beeldvorming van de baarmoeder verduistert, kan zachte druk op de onderbuik worden uitgeoefend om urine af te drukken. - Trek de sonde lateraal naar de blaas om de baarmoederhoorns te vinden. Oefen lichte digitale druk uit vanaf een of beide zijden van de muis om de hoorns in het gezichtsveld te brengen. Houd de sonde loodrecht op de muis en scan beide zijden van de buik om dwarse weergaven (doorsneden) van beide hoorns vast te leggen. Draai de sonde om sagittale weergaven vast te leggen.
- Na de echografie veegt u de muis schoon van gel met een papieren handdoek en brengt u deze terug naar zijn kooi om te herstellen. Muizen zijn volledig wakker in 2-5 minuten. Zodra het volledig wakker en ambulant is, brengt u de muis terug naar de dierenkamer.
OPMERKING: Een verwarmingskussen op een laag vuur kan onder de kooi worden geplaatst om de kooi te verwarmen voor herstel. - Op het experimentele of humane eindpunt, euthanaseer de muis. Idealiter euthanaseer je de muis in de thuiskooi om stress te verminderen; U kunt de muis ook in een schone kamer plaatsen. Lever CO2 onder druk met een verplaatsingssnelheid van 10% -30% van het kamervolume per minuut. Na ongeveer 5 minuten geen zichtbare ademhaling, controleer de dood door cervicale dislocatie. Ga verder met abdominale obductie voor tumoroogst.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Pax8-Cre-Arid1a-Pten double deletion (iPAD) transgene muizen werden gehandhaafd op een gemengde genetische achtergrond (129S, BALB/C, C57BL/6), zoals eerder beschreven14. De muizen kregen allemaal een doxycyclinevoer gedurende 2 weken om Cre-recombinase te induceren. In eerder werk van onze groep werd doxycycline gedoseerd door gavage14; In deze huidige studie werkte de doxycycline-voedingsinductiemethode echter efficiënt en verminderde de stress van de ma...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Dit protocol onderzoekt het nut van echografie voor het beoordelen van baarmoedermorfologische veranderingen in de progressie van adenocarcinoom in de baarmoeder bij muizen. In deze studie, door de inductie van endometriumkanker bij muizen longitudinaal te volgen, bleken de anatomische details gedetecteerd door echografie indicatoren te zijn van grove en histologische pathologie. Dit opent de deur voor het gebruik van longitudinale studies met kleinere aantallen muizen die op meerdere tijdstippen door echografie worden g...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.
Dankbetuigingen
We zijn dankbaar voor de financiering van het NCI Ovarian Cancer SPORE Program P50CA228991, postdoctoraal trainingsprogramma 5T32OD011089 en de Richard W. TeLinde Endowment, Johns Hopkins University. Het project werd ook gedeeltelijk gefinancierd door de subsidies voor lopende uitgaven aan particuliere instellingen voor hoger onderwijs van de Promotion and Mutual Aid Corporation for Private Schools of Japan.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Reagenten en apparatuur gebruikt voor dierverzorging | |||
| Rodent Diet (2018, 625 Doxycycline) | Envigio | TD.01306 | Muizenvoer |
| Reagenten en apparatuur gebruikt voor echografie | |||
| 10 mL injecteerbare 0,9% NaCl | Hospira, Inc | RL-7302 | Isotone vloeistof |
| Absorbtion Pad met plastic onderzijde | Daigger | EF8313 | Absorberende Pads |
| Anesthesie Inductiekamers | Harvard Apparatus | 75-2029 | Inductiekamer |
| Anesthesie absorber kit met absorber canister, houder, slangen en adapters | CWE, Inc | 13-20000 | Neuskoker en slangen |
| Aquasonic Clear Ultrasound Gel (0,25 Liter) | Parker Laboratoies | 08-03 | Ultrasound Gel |
| BD Plastipak 3 mL Spuit | BD Biosciences | 309657 | Spuit |
| F/Air Scavenger Koolstof Canister | OMNICON | 80120 | Scavenging Systeem voor Anesthesie |
| Isoflurane, USP | Vet One | 502017 | Anesthesiemiddel |
| M1050 Non-Rebreathing Mobiele Anesthesie Apparatuur | Scivena Scientific | M1050 | Anesthesie Verdamper |
| MX550S, 25-55 MHz Transducer, 15mm, Lineair | VisualSonics | MX550S | Ultrasound Transducer (Probe) |
| Nair Hair Aloe & Lanolin Hair Removal Lotion - 9.0 oz | Nair | Ontharingscrème | |
| Philips Norelco Multigroomer All-in-One Trimmer Series 7000 | Philips North America | MG7750 | Scheermachine |
| PrecisionGlide 25 G 1" Naald | BD Biosciences | 305125 | Naald |
| Puralube Ophthalmic Zalf | Dechra | 17033-211-38 | Smerende Oogdruppels |
| Vevo 3100 Imaging Systeem | VisualSonics | Vevo 3100 | Ultrasound Apparaat |
| Vevo LAB 5.6.1 | VisualSonics | Vevo LAB 5.6.1 | Ultrasound Analyse Software |
| Vinyl Verwarmingspad met cover, 12 x 15" | Sunbeam | 731-500-000R | Verwarmingspad |
| Wd Elements 2TB Basis Opslag | Western Digital Elements | WDBU6Y0020BBK-WESN | Data Opslag |
| Reagenten en apparatuur gebruikt voor Immunohistochemische analyse | |||
| 10% w/v Formalin | Fischer Scientific | SF98-4 | Weefsel Fixatie Buffer |
| Animal-Free Blocker en Diluent, R.T.U. | Vector Laboratories Inc. | SP5035 | Antilichaam Blocker |
| Charged Super Frost Plus Glas Slides | VWR | 4831-703 | Weefsel Montage Slides |
| Citraat Buffer | MilliporeSigma | C9999-1000ML | Epitope Retrival Buffer (pTEN) |
| Cytoseal – 60 | Thermo Scientific | 8310-4 | Hars voor Slide Sealing |
| Gold Seal Dekglas | Thermo Scientific | 3322 | Dekglas |
| Harris Gemodificeerd Hematoxyline | MilliporeSigma | HHS32-1L | Counterstain Buffer |
| Hybridisatie Incubator (Dubbele Kamer) | Fischer Scientific | 13-247-30Q | Oven om Parraffin te smelten |
| ImmPACT DAB Substraat, Peroxidase (HRP) | Vector Laboratories Inc. | SK-4105 | Signaal Ontwikkeling Substraat |
| ImmPRESS HRP Goat Anti-Rabbit IgG Polymeer Detectie Kit, Peroxidase | Vector Laboratories Inc. | MP-7451 | Secundaire IHC Antilichaam |
| Oster 5712 Digital Food Steamer | Oster | 5712 | Groentestomer voor Epitope Retrival |
| rabbit mAB anti-ARID1a | abcam | ab182560 | Primaire IHC Antilichaam (1:1.000) |
| rabbit mAB anti-PTEN | Cell Signaling | 9559 | Primaire IHC Antilichaam (1:100) |
| Scotts Tap Water Substitute | MilliporeSigma | S5134-100ML | "Blueing" Buffer |
| Tissue Path IV Cassette | Fischer Scientific | 22272416 | Weefsel Fixatie Cassette |
| Trilogy Buffer | Cell Marque | 920P-10 | Epitope Retrival Buffer (ARID1a) |
Referenties
- Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an update. Fertility Research and Practice. 6, 5(2020).
- Kim, S. W., Kim, Y. Y., Kim, H., Ku, S. Y. Animal models closer to intrauterine adhesive pathology. Annals of Translational Medicine. 8 (18), 1125(2020).
- Shi, D., Vine, D. F. Animal models of polycystic ovary syndrome: a focused review of rodent models in relationship to clinical phenotypes and cardiometabolic risk. Fertility and Sterility. 98 (1), 185-193 (2012).
- Greco, A., et al. Ultrasound biomicroscopy in small animal research: applications in molecular and preclinical imaging. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, 519238(2012).
- Palsdottir, K., et al. Interobserver agreement of transvaginal ultrasound and magnetic resonance imaging in local staging of cervical cancer. Ultrasound in Obstetrics and Gynecology. 58 (5), 773-779 (2021).
- Gabrielson, K., et al. In vivo imaging with confirmation by histopathology for increased rigor and reproducibility in translational research: A review of examples, options, and resources. ILAR Journal. 59 (1), 80-98 (2018).
- Peterson, R. A., et al. Continuing education course #1: Non-invasive imaging as a problem-solving tool and translational biomarker strategy in toxicologic pathology. Toxicologic Pathology. 39 (1), 267-272 (2011).
- Pfeifer, L. F., Adams, G. P., Pierson, R. A., Singh, J. Ultrasound biomicroscopy: A non-invasive approach for in vivo evaluation of oocytes and small antral follicles in mammals. Reproduction, Fertility and Development. 26 (1), 48-54 (2013).
- Cheung, A. M., et al. Three-dimensional ultrasound biomicroscopy for xenograft growth analysis. Ultrasound in Medicine and Biology. 31 (6), 865-870 (2005).
- Snyder, C. S., et al. Complementarity of ultrasound and fluorescence imaging in an orthotopic mouse model of pancreatic cancer. BMC Cancer. 9, 106(2009).
- Wu, G., Wang, L., Yu, L., Wang, H., Xuan, J. W. The use of three-dimensional ultrasound micro-imaging to monitor prostate tumor development in a transgenic prostate cancer mouse model. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 207 (3), 181-189 (2005).
- Rinaldi, S. F., et al. Ultrasound-guided intrauterine injection of lipopolysaccharide as a novel model of preterm birth in the mouse. The American Journal of Pathology. 185 (5), 1201-1206 (2015).
- Wang, T., et al. Ultrasonography in experimental reproductive investigations on rats. Journal of Visualized Experiments. 130, e56038(2017).
- Suryo Rahmanto, Y., et al. Inactivation of Arid1a in the endometrium is associated with endometrioid tumorigenesis through transcriptional reprogramming. Nature Communications. 11, 2717(2020).
- Pani, F., et al. Pre-existing thyroiditis ameliorates papillary thyroid cancer: Insights from a new mouse model. Endocrinology. 162 (10), bqab144(2021).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
