Methodenartikel

Bepaling van thermische limieten voor zoöplankton met behulp van een warmteblok

1.5K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/64762

⸱

18 november 2022

 ,  , 
1Biology Department, Swarthmore College

In dit artikel

Samenvatting

Het huidige protocol illustreert het gebruik van commercieel verkrijgbare componenten om een stabiele en lineaire thermische gradiënt te genereren. Een dergelijke gradiënt kan vervolgens worden gebruikt om de bovenste thermische limiet van planktonische organismen te bepalen, met name ongewervelde larven.

Samenvatting

Thermische limieten en breedte zijn op grote schaal gebruikt om de verspreiding van soorten te voorspellen. Naarmate de wereldwijde temperatuur blijft stijgen, is het van vitaal belang om te begrijpen hoe thermische limieten veranderen met acclimatisatie en hoe deze varieert tussen levensfasen en populaties om de kwetsbaarheid van soorten voor toekomstige opwarming te bepalen. De meeste mariene organismen hebben complexe levenscycli die vroege planktonische stadia omvatten. Hoewel het kwantificeren van de thermische limiet van deze kleine vroege ontwikkelingsstadia (tientallen tot honderden micron) helpt bij het identificeren van ontwikkelingsknelpunten, kan dit proces een uitdaging zijn vanwege de kleine omvang van doelorganismen, de behoefte aan grote bankruimte en de hoge initiële fabricagekosten. Hier wordt een opstelling gepresenteerd die is gericht op kleine volumes (ml tot tientallen ml). Deze opstelling combineert commercieel verkrijgbare componenten om een stabiele en lineaire thermische gradiënt te genereren. Productiespecificaties van de opstelling, evenals procedures om levende versus dode individuen te introduceren en op te sommen en de dodelijke temperatuur te berekenen, worden ook gepresenteerd.

Inleiding

Thermische tolerantie is de sleutel tot de overleving en functie van organismen 1,2. Naarmate de planeet blijft opwarmen als gevolg van antropogene koolstofemissies, wordt er steeds meer aandacht besteed aan het bepalen en toepassen van thermische limieten3. Verschillende eindpunten, zoals mortaliteit, niet-ontwikkeling en verlies van mobiliteit, zijn gebruikt om zowel de bovenste als de onderste thermische limieten te bepalen4. Deze thermische limieten worden vaak beschouwd als een proxy voor de thermische niche van een organisme. Deze informatie wordt op zijn beurt gebruikt om soorten te identificeren die kwetsbaarder zijn voor het broeikaseffect, en om toekomstige soortendistributie en de resulterende soortinteracties te voorspellen 3,5,6,7. Het bepalen van thermische limieten, vooral voor kleine planktonorganismen, kan echter een uitdaging zijn.

Voor planktonorganismen, met name de larvale stadia van ongewervelde zeedieren, kan de thermische limiet worden bepaald door chronische blootstelling. Chronische blootstelling wordt bereikt door larven op verschillende temperaturen gedurende dagen tot weken op te voeden en de temperatuur te bepalen waarbij de overlevings- en/of ontwikkelingssnelheid van larven 8,9,10 vermindert. Deze aanpak is echter nogal tijdrovend en vereist grote incubators en ervaring in de veehouderij van larven (zie referentie11 voor een goede inleiding tot het kweken van mariene ongewervelde larven).

Als alternatief kan acute blootstelling aan thermische stress worden gebruikt om thermische limieten te bepalen. Vaak omvat deze bepalingsbenadering het plaatsen van kleine injectieflacons met larven in temperatuurgecontroleerde droge baden 12,13,14, het gebruik van thermische gradiëntfuncties in PCR thermische cyclers15,16, of het plaatsen van glazen injectieflacons / microcentrifugebuizen langs een thermische gradiënt die wordt gegenereerd door toegepaste verwarming en koeling aan de uiteinden van grote aluminium blokken met gaten waarin de injectieflacons knuspassen 17, 18,19. Typische droge baden genereren een enkele temperatuur; daarom moeten meerdere eenheden tegelijkertijd worden gebruikt om de prestaties over een temperatuurbereik te beoordelen. Thermische cyclers genereren een gradiënt, maar bieden slechts plaats aan een klein monstervolume (120 μL) en vereisen zorgvuldige manipulaties. Net als thermische cyclers creëren grote aluminium blokken lineaire en stabiele temperatuurgradiënten. Beide benaderingen kunnen worden gekoppeld aan logistische of probit-regressie om de dodelijke temperatuur voor 50% procent van de bevolking te berekenen (LT50) 12,20,21. De gebruikte aluminium blokken waren echter ~ 100 cm lang; deze grootte vereist een grote laboratoriumruimte en toegang tot gespecialiseerde computer numerieke besturingsmachines om de gaten te boren. Samen met het gebruik van twee waterbaden van onderzoekskwaliteit om de doeltemperatuur te handhaven, zijn de financiële kosten van het monteren van de opstelling hoog.

Daarom is dit werk gericht op het ontwikkelen van een alternatief middel om een stabiele, lineaire temperatuurgradiënt te genereren met in de handel verkrijgbare onderdelen. Een dergelijk product moet een kleine voetafdruk hebben en moet gemakkelijk kunnen worden gebruikt voor experimenten met acute thermische stressblootstelling voor planktonische organismen. Dit protocol is ontwikkeld met zoöplankton dat <1 mm groot is als doelorganismen, en dus is het geoptimaliseerd voor het gebruik van een microcentrifugebuis van 1,5 of 2 ml. Grotere onderzoeksorganismen vereisen containers die groter zijn dan de gebruikte 1,5 ml microcentrifugebuizen en vergrote gaten in de aluminiumblokken.

Naast het toegankelijker maken van het experimentele apparaat, heeft dit werk tot doel de pijplijn voor gegevensverwerking te vereenvoudigen. Hoewel commerciële statistische software routines biedt om LT50 te berekenen met behulp van logistische of probit-regressie, zijn de licentiekosten niet triviaal. Daarom zou een eenvoudig te gebruiken script dat afhankelijk is van het open-source statistische programma R22 data-analyse toegankelijker maken.

Dit protocol laat zien hoe een compact warmteblok kan worden vervaardigd met in de handel verkrijgbare onderdelen en kan worden toegepast op het blootstellen van zoöplankton (larven van de zanddollar Dendraster excentricus) aan acute hittestress om hun bovenste thermische limiet te bepalen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

1. Fabricage van het warmteblok

  1. Sluit de 120 V, 100 W stripverwarmer aan op de rheostat (zie Materiaaltabel).
  2. Bereid het blok aluminium van 20,3 cm x 15,2 cm x 5 cm (8 in x 5 in x 2 inch) voor door 60 gaten te boren in een raster van 6 x 10 (zie Materiaaltabel). Zorg ervoor dat de gaten 2 cm van het midden naar het midden in beide richtingen zijn verdeeld. Elk moet 1,1 cm in diameter en 4,2 cm diep zijn (figuur 1).
    OPMERKING: Voer het boren uit op een freesmachine of boormachine met snelle stalen boren. Het verwarmingselement en het koelelement zijn beide gekozen om zoveel mogelijk van het contactoppervlak van de oppervlakken van 15,2 cm x 5 cm te bedekken.
  3. Boor twee extra gaten op een van de oppervlakken van 20,3 cm x 5 cm tussen de1e en2e kolom en de9e en 10e kolom, overeenkomend met de grootte van de temperatuurregelaarsondes (zie Materiaaltabel).
  4. Bouw een kast van 1,2 cm (0,5 inch) heldere acrylplaten (zie Materiaaltabel) om zowel de elementen op hun plaats te houden als het voltooide warmteblok te isoleren. Gebruik twee lagen acryl om de achterkant van het verwarmingselement te isoleren (figuur 1).
  5. Breng in de eindassemblage koelpasta aan (zie Materiaaltabel) om de warmtegeleiding van het verwarmingselement in het blok en van het blok naar het koelelement te maximaliseren.

2. Bepaling van de instellingen van de thermische gradiënt

  1. Sluit de waterbad-/aquariumkoeler aan op Tygon-buizen (zie Materiaaltabel). Isoleer de slang indien nodig met schuimpijpisolatie.
  2. Steek de thermostaatsonde in de gaten aan de zijkant van het aluminium blok. Zorg ervoor dat sonde 1 in de buurt van het verwarmingselement is geplaatst.
  3. Plaats microcentrifugebuizen tot de rand gevuld (1,5 ml) met leidingwater in alle gefreesde gaten (60 buizen in totaal).
  4. Schakel de temperatuurregelaar in en stel de temperatuur van de stopverwarming van de sonde in op 1 tot 35-37 °C en de sonde 2 op 21,5-22,5 °C.
    OPMERKING: De voorgestelde thermostaat heeft twee stopcontacten die onafhankelijk van elkaar werken; alleen sonde 1 wordt gebruikt voor het regelen van de warme temperatuur in dit specifieke geval. Stel daarom de temperatuur van sonde 2 in op die van de lage temperatuur.
  5. Draai de rheostat om het verwarmingselement in te schakelen en zet het op medium.
  6. Zet het waterbad/aquariumkoeler aan en stel de koeltemperatuur in op 15 °C.
  7. Controleer of het blok aan de ene kant warm is en aan de andere kant na 10 min afkoelt.
    LET OP: De blootgestelde uiteinden van het verwarmingselement kunnen heet zijn; raak ze niet aan.
  8. Controleer de temperatuur in elke microcentrifugebuis met behulp van een thermokoppel met een K-type elektrode (zie Materiaaltabel) elke 10 minuten daarna. De temperatuur stabiliseert na ~60 min en lijkt lineair (figuur 2).
  9. Pas de waarden van de eindpunten aan door de instellingen van de temperatuurregelaar en het waterbad indien nodig te wijzigen.

3. Thermische blootstelling en live: dode opsomming

OPMERKING: Stap 2 kan worden weggelaten zodra de gewenste instellingen voor de temperatuurgradiënt zijn bepaald.

  1. Schakel het recirculerend waterbad en de verwarming in en stel ze in op respectievelijk 15 °C en 37 °C om een temperatuurgradiënt van 19,5 °C tot 37 °C te genereren.
  2. Om ervoor te zorgen dat de thermische gradiënt lineair is, plaatst u microcentrifugebuizen die tot de rand (1,5 ml) met leidingwater zijn gevuld in alle gefreesde gaten (60 buizen in totaal).
  3. Laat het warmteblok de ingestelde temperatuur bereiken door 45-60 min te wachten. Controleer de temperatuur in elke microcentrifugebuis met behulp van een thermokoppel met een K-type elektrode om te zien of deze de verwachte temperatuur heeft bereikt. Let op deze temperaturen.
  4. Als de onderzoeksorganismen > 500 μm groot zijn en gemakkelijk van de ene container naar de andere kunnen worden overgebracht (bijvoorbeeld een roeipootkreeftje), vul dan een microcentrifugebuis van 1,5 ml met 750 μL gefilterd zeewater van 0,45 μm. Als alternatief, als de onderzoeksorganismen klein zijn, vult u een microcentrifugebuis van 1,5 ml met 250 μL gefilterd zeewater van 0,45 μm.
    OPMERKING: Voor de representatieve gegevens werden larven van de zanddollar Dendraster excentrics , die 2, 4 en 6 dagen na de bevruchting zijn, gebruikt (zie Materiaaltabel). De gemiddelde (± S.D., n = 15 voor elke leeftijd) grootte van deze personen was respectievelijk 152 ± 7 μm, 260 ± 17 μm en 292 ± 14 μm. Aangezien deze larven gemakkelijk geconcentreerd kunnen worden (stap 3.5), werden de microcentrifugebuizen gevuld met 750 μL gefilterd zeewater.
  5. Concentreer de kweek van de onderzoeksorganismen met omgekeerde filtering (d.w.z. plaats het gaas in de container met de onderzoeksorganismen en verwijder water via de bovenkant van het gaas), zodat de onderzoeksorganismen in de bodem van het bekerglas blijven11.
    OPMERKING: Een nylon gaas van 30 μm werd gebruikt voor de onderzochte larvale zanddollars (zie Materiaaltabel).
  6. Spoel het geconcentreerde dierlijke monster af met gefilterd zeewater (bijvoorbeeld bij het kweken met algenvoedsel of andere chemicaliën). Herhaal de omgekeerde filtering nogmaals om het dierlijke monster te concentreren.
  7. Plaats een bekend aantal individuele organismen in de half gevulde microcentrifugebuizen. Tel de kleine planktonorganismen onder een ontleedmicroscoop (zie Materiaaltabel) en breng ze over met glazen Pasteurpipetten.
    OPMERKING: Het aantal te plaatsen organismen is afhankelijk van de grootte; voor larvale zanddollars die ~ 200 μm groot waren, was 20 individuen per microcentrifugebuis geschikt.
    LET OP: Glazen pipetten zijn wenselijker dan plastic pipetten, omdat sommige planktonorganismen hydrofoob zijn en aan plastic oppervlakken blijven plakken.
  8. Voeg 0,45 μm gefilterd zeewater toe aan de microcentrifugebuizen met dieren tot het uiteindelijke volume 1 ml is.
  9. Om de organismen geleidelijk te laten opwarmen tot de gewenste experimentele temperatuur, plaatst u de microcentrifugebuizen met dieren, bereid in stap 3.7, in het warmteblok vanaf het koude uiteinde. Plaats paren microcentrifugebuizen op elke rij (12 buizen in totaal).
  10. Wacht 10 min.
  11. Verplaats de paren microcentrifugebuizen die bij stap 3.9 zijn ingebracht naar de aangrenzende geboorde gaten met warmere temperaturen. Plaats extra paar microcentrifugebuizen in elke rij aan het koude uiteinde. Elke rij zal nu vier buizen hebben. Wacht nog 10 minuten.
  12. Blijf microcentrifugebuizen met dieren toevoegen door hun posities in paren van het koudere uiteinde naar het warmere uiteinde te verschuiven. Wacht 10 minuten tussen elke dienst totdat het warmteblok volledig gevuld is.
    OPMERKING: Stappen 3.9-3.12 worden beschouwd als een oplopende fase om de temperatuur die door de onderzoeksorganismen wordt ervaren geleidelijk te verhogen.
  13. Laat de dieren gedurende 2 uur incuberen op de aangegeven temperatuur. Deze stap is de constante temperatuur blootstellingsfase van het experiment.
    1. Controleer de temperatuur van de microcentrifugebuizen elk uur met een thermokoppel als de incubatietijd langer is dan 2 uur.
      OPMERKING: Pas de incubatietijd aan op basis van de experimentele behoeften. Als de incubatie langer is dan 2 uur, controleer dan de temperatuur van de buizen met regelmatige tijdsintervallen met een thermokoppel in geval van onvoorziene apparatuurstoringen. Om verstoring van de onderzoeksorganismen tot een minimum te beperken, plaatst u willekeurig zes of meer microcentrifugebuizen die alleen gevuld zijn met gefilterd zeewater in het blok voor temperatuurbewaking.
  14. Meet aan het einde van de incubatietijd de temperatuur in elke microcentrifugebuis met behulp van een thermokoppel met een elektrode van het K-type. Let op deze temperaturen.
  15. Verwijder alle 60 microcentrifugebuizen met dieren en plaats ze in vooraf gelabelde houders.
  16. Incubeer de buizen (stap 3.14) bij de vooraf bepaalde temperatuur, zoals de opfoktemperatuur, gedurende 1 uur, de herstelperiode.
    OPMERKING: De herstelperiode kan soortspecifiek zijn. Voor de larvale zanddollar was de opfoktemperatuur 18 °C en dus werd het monster in een omgevingskamer geplaatst. Raadpleeg relevante literatuur en/of voer een proefexperiment uit om ervoor te zorgen dat het aantal levend:doden niet werd beïnvloed door de lengte van de herstelperiode. In de representatieve gegevens was het aantal dieren dat na 1 uur in leven was hetzelfde als na 12 of 24 uur herstel.
  17. Om het aandeel van het onderzoeksorganisme dat na de thermische blootstelling in leven is, op te sommen, brengt u de inhoud van een individuele microcentrifugebuis over op een petrischaal van 35 mm met behulp van een glazen pipet.
  18. Observeer en noteer het relatieve aantal personen dat nog actief is (levend) en degenen die zwemmen hebben gegrepen of opgelost (dood) onder een ontleedmicroscoop. Zorg ervoor dat het totale aantal waargenomen personen gelijk is aan het aantal personen dat in stap 3.7 in de buizen is geplaatst. Controleer de zijkant van de microcentrifugebuizen en de petrischaal voor personen als de cijfers niet overeenkomen.

4. Berekening van LT50

  1. Genereer een gegevenstabel in CSV-formaat met ten minste de volgende headers: groeperingsvariabele van belang, temperatuur van de buis in °C, aantal in leven zijnde personen en aantal personen dood.
    OPMERKING: Voor de representatieve gegevens wordt de groepsvariabele van belang vervangen door leeftijd, omdat het doel is om te vergelijken tussen leeftijdsgroepen.
  2. Om de gegevens te matchen met logistische regressie, gebruikt u een gegeneraliseerd lineair model met een binomiale verdeling. Aanvullend coderingsbestand 1 toont een voorbeeldscript met behulp van de open-sourcesoftware R22.
  3. Om de mediane bovenste thermische limiet (LT50) te bepalen, berekent u de predictorwaarde (d.w.z. temperatuur) waarbij 50% van de individuen overleefde. Aanvullend coderingsbestand 2 toont een voorbeeldscript met de functie dose.p van de MASS23 in R22.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het doel van dit protocol is om de bovenste thermische limiet van zoöplankton te bepalen. Om dit te doen, is een stabiele en lineaire thermische gradiënt nodig. De voorgestelde opstelling was in staat om een thermische gradiënt van 14 °C tot 40 °C te genereren door de temperatuur van het waterbad in te stellen op 8 °C en de verwarming op 39 °C (figuur 2A). De temperatuurgradiënt kan worden versmald en verschoven door de eindpuntwaarden te wijzigen. Een thermische gradiënt met een smaller ber...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Dit protocol biedt een toegankelijke en aanpasbare aanpak om de thermische limieten van kleine planktonorganismen te bepalen door acute thermische blootstelling. Het 10-gats ontwerp en de flexibele temperatuureindpunten, geregeld door het waterbad aan de onderkant en de verwarming aan de bovenkant, stellen het mogelijk om LT50 met precisie te bepalen. Met deze aanpak kon een verschil in de thermische limiet van <1 °C worden gedetecteerd (figuur 3). Deze aanpak biedt een snelle bep...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenverstrengeling te melden.

Dankbetuigingen

Dit werk wordt ondersteund door het Faculty Research Fund van het Swarthmore College [KC] en de Robert Reynolds and Lucinda Lewis '70 Summer Research Fellowship voor BJ.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0.45 µm membraanfilterVWR74300-042
½” AcrylaatplaatMcMaster-Carr8560K266Wordt gebruikt om een gegroefde behuizing met voldoende isolatie te construeren.
1 mL spuitVWR76290-420
2-kanaals 7 Thermokoppeltypen DataloggerOmega EngineeringHH506AKan worden vervangen door elke thermometer die in een microcentrifugebuis past
Automatische pipet Ranin 
Bol- en Klemmontage Strip Heater
met 430 roestvrijstalen mantel, 120V AC, 1-1/2" Breed, 100W		McMaster-Carr3619K32
Crystal Sea Bioassay MixPentairCM2BGebruikt om kunstmatig zeewater te maken 
Denraster excentricusM-Rep Zanddollars uit Californië 
Dissectiemicroscoop Nikon SMZ645
DIYhz Aluminium Water Cooling Block, Liquid Water Cooler Heat Sink System voor PC Computer CPU Graphics Radiator Heatsink Endothermic Head Zilver(40 mm x 120 mm x 12 mm)AmazonSluit aan op waterbad en wordt gebruikt om een uiteinde van de blok te koelen.
Makkelijk te bewerken MIC6 Giet Aluminium Plaat 2" dik 8" x 8" McMaster-Carr86825K953Gefreesd tot 2" x 6" x 8" met 60 gelijkmatig verdeelde gaten (11 mm dia., 42 mm diepte) met twee extra gaten in één zijde geboord voor thermostatische sondes.
Economische flexibele polyethyleen schuimbuisisolatieMcMaster-Carr4530K121Dek de plastic buis tussen koeler en blok af om warmteverlies te verminderen. Kan worden weggelaten als het temperatuurbereik dicht bij de kamertemperatuur ligt 
EVERSECU 72w 110-240v Aquarium Water Chiller Warmer/Cooler Temperatuurregelaar voor Vis Garnaal Tank Marien Koraalrif Tank Onder 20 L/30 L Aquarium ChillerAmazonKan worden gebruikt in plaats van het waterbad van laboratoriumkwaliteit 
Voorbeeld met larve zanddollar 
GENNEL 100 g Zilveren Siliconen Thermisch Geleidende Compound Vetpasta Voor GPU CPU IC LED Ovens KoelingAmazonVerbetert de thermische geleidbaarheid tussen de blok en de verwarmings- en koelelementen.
Inkbird WiFi Reptiel Thermostaat Temperatuurregelaar met 2 Sondes en 2 Uitgangen, IPT-2CH Reptielen Warmtemat Thermostaat (Max 250 W per Uitgang)AmazonBewaakt hete en koude uiteinden. Houdt het hete uiteinde in bereik
Lauda Ecoline Zilveren Luchtgekoelde Gekoelde CirculatorsVWR89202-386Kan worden vervangen door een aquariumkoeler 
MicrocentrifugebuizenVWR76019-014Als grotere dieren worden gebruikt, zijn scanilation-vialen (VWR 66022-004) een goed alternatief 
Nitex gaasfilter Zelf gemaaktGebruikte hete lijm om Nitex-gaas aan 1/2" PVC-buis te bevestigen 
Pasteur pipetVWR14673-010
Kaliumchloride (0.35 M) Millpore-SigmaP3911-500G
R statistische software. The R Project for Statistical Computing
SpuitnaaldVWR89219-346Afhankelijk van de grootte van het doelorganisme kunnen 14 en 16 worden gebruikt
Tygon Slang McMaster-Carr5233K65Aanpassen aan de gebruikte koeler en blok 
Zoo Med Repti Temp RheostatChewy.comGeclassificeerd tot 150 W en opnieuw bedraad om direct in het verwarmingselement te voeden. Gebruikt om de snelheid van warmteafgifte te regelen

Referenties

  1. Dowd, W. W., King, F. A., Denny, M. W. Thermal variation, thermal extremes and the physiological performance of individuals. Journal of Experimental Biology. 218 (12), 1956-1967 (2015).
  2. García, F. C., Bestion, E., Warfield, R., Yvon-Durocher, G. Changes in temperature alter the relationship between biodiversity and ecosystem functioning. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (43), 10989-10994 (2018).
  3. Sinclair, B. J., et al. Can we predict ectotherm responses to climate change using thermal performance curves and body temperatures. Ecology Letters. 19 (11), 1372-1385 (2016).
  4. Lutterschmidt, W. I., Hutchison, V. H. The critical thermal maximum: history and critique. Canadian Journal of Zoology. 75 (10), 1561-1574 (1997).
  5. Bennett, J. M., et al. The evolution of critical thermal limits of life on Earth. Nature Communications. 12 (1), 1198(2021).
  6. Sunday, J. M., Bates, A. E., Dulvy, N. K. Thermal tolerance and the global redistribution of animals. Nature Climate Change. 2 (9), 686-690 (2012).
  7. Deutsch, C. A., et al. Impacts of climate warming on terrestrial ectotherms across latitude. Proceedings of the National Academy of Sciences. 105 (18), 6668-6672 (2008).
  8. Collin, R., Chan, K. Y. K. The sea urchin Lytechinus variegatus lives close to the upper thermal limit for early development in a tropical lagoon. Ecology and Evolution. 6 (16), 5623-5634 (2016).
  9. Wang, W., Ding, M. -w, Li, X. -x, Wang, J., Dong, Y. -w Divergent thermal sensitivities among different life stages of the pulmonate limpet Siphonaria japonica. Marine Biology. 164 (6), 1-10 (2017).
  10. Mak, K. K. -Y., Chan, K. Y. K. Interactive effects of temperature and salinity on early life stages of the sea urchin Heliocidaris crassispina. Marine Biology. 165 (3), 1-11 (2018).
  11. Strathmann, R. R. Culturing larva of marine invertebrates. Developmental Biology of the Sea Urchin and Other Marine Invertebrates. , Humana Press. Totowa, NJ. 1-25 (2014).
  12. Stillman, J. H., Somero, G. N. A comparative analysis of the upper thermal tolerance limits of Eastern Pacific porcelain crabs, Genus Petrolisthes: Influences of latitude, vertical Zonation, acclimation, and phylogeny. Physiological and Biochemical Zoology. 73 (2), 200-208 (2000).
  13. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Integrating patterns of thermal tolerance and phenotypic plasticity with population genetics to improve understanding of vulnerability to warming in a widespread copepod. Global Change Biology. 25 (12), 4147-4164 (2019).
  14. Sasaki, M. C., Dam, H. G. Genetic differentiation underlies seasonal variation in thermal tolerance, body size, and plasticity in a short-lived copepod. Ecology and Evolution. 10 (21), 12200-12210 (2020).
  15. Kelly, M. W., Sanford, E., Grosberg, R. K. Limited potential for adaptation to climate change in a broadly distributed marine crustacean. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 279 (1727), 349-356 (2012).
  16. Rivera, H. E., Chen, C. -Y., Gibson, M. C., Tarrant, A. M. Plasticity in parental effects confers rapid larval thermal tolerance in the estuarine anemone Nematostella vectensis. Journal of Experimental Biology. 224 (5), 236745(2021).
  17. Sewell, M. A., Young, C. M. Temperature limits to fertilization and early development in the tropical sea urchin Echinometra lucunter. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 236 (2), 291-305 (1999).
  18. Walther, K., Crickenberger, S. E., Marchant, S., Marko, P. B., Moran, A. L. Thermal tolerance of larvae of Pollicipes elegans, a marine species with an antitropical distribution. Marine Biology. 160 (10), 2723-2732 (2013).
  19. Byrne, M., Gall, M. L., Campbell, H., Lamare, M. D., Holmes, S. P. Staying in place and moving in space: contrasting larval thermal sensitivity explains distributional changes of sympatric sea urchin species to habitat warming. Global Change Biology. 28 (9), 3040-3053 (2022).
  20. Zippay, M. L., Hofmann, G. E. Physiological tolerances across latitudes: thermal sensitivity of larval marine snails (Nucella spp). Marine Biology. 157 (4), 707-714 (2010).
  21. Collin, R., Rebolledo, A. P., Smith, E., Chan, K. Y. K. Thermal tolerance of early development predicts the realized thermal niche in marine ectotherms. Functional Ecology. 35 (8), 1679-1692 (2021).
  22. R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing. , Vienna, Austria. https://www.R-project.org/ (2021).
  23. Venables, W. N., Ripley, B. D. Modern Applied Statistics with S-PLUS. Fourth edn. , Springer. (2002).
  24. Fumo, J. T., et al. Contextualizing marine heatwaves in the southern California bight under anthropogenic climate change. Journal of Geophysical Research: Oceans. 125 (5), (2020).
  25. Wheeler, M. W., Park, R. M., Bailer, A. J. Comparing median lethal concentration values using confidence interval overlap or ratio tests. Environmental Toxicology and Chemistry: An International Journal. 25 (5), 1441-1444 (2006).
  26. Kingsolver, J. G., MacLean, H. J., Goddin, S. B., Augustine, K. E. Plasticity of upper thermal limits to acute and chronic temperature variation in Manduca sexta larvae. Journal of Experimental Biology. 219 (9), 1290-1294 (2016).
  27. Kuo, E. S. L., Sanford, E. Geographic variation in the upper thermal limits of an intertidal snail: implications for climate envelope models. Marine Ecology Progress Series. 388, 137-146 (2009).
  28. Hammond, L. M., Hofmann, G. E. Thermal tolerance of Strongylocentrotus purpuratus early life history stages: mortality, stress-induced gene expression and biogeographic patterns. Marine biology. 157 (12), 2677-2687 (2010).
  29. Sasaki, M., Dam, H. G. Global patterns in copepod thermal tolerance. Journal of Plankton Research. 43 (4), 598-609 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Zo plankton warmtebloktemperatuurgradi ntplanktonische organismenkritieke temperatuurmicrocentrifugebuisjesdissectiemicroscooplogistische regressielarvale zee egels zanddollarsacclimatisatie effecten

Gerelateerde artikelen