Dit protocol beschrijft een neonataal varkensmodel van cardiopulmonale bypass (CPB), met bloedsomloop en hartstilstand als hulpmiddel voor het bestuderen van ernstige hersenbeschadiging en andere complicaties secundair aan CPB.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Pediatrisch diermodel van extracorporale cardiopulmonale reanimatie na langdurige circulatiestilstand
* These authors contributed equally
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Aangeboren hartaandoeningen (CHD) zijn de meest voorkomende aangeboren afwijkingen, met ongeveer een miljoen geboorten wereldwijd per jaar. Uitgebreid onderzoek naar deze ziekte vereist geschikte en gevalideerde diermodellen. Biggen worden vaak gebruikt voor translationeel onderzoek vanwege hun analoge anatomie en fysiologie. Dit werk was gericht op het beschrijven en valideren van een neonataal biggenmodel van cardiopulmonale bypass (CPB) met bloedsomloop en hartstilstand (CA) als een hulpmiddel voor het bestuderen van ernstige hersenbeschadiging en andere complicaties van hartchirurgie. Naast het opnemen van een lijst met materialen, biedt dit werk een routekaart voor andere onderzoekers om dit protocol te plannen en uit te voeren. Nadat ervaren beoefenaars verschillende proeven hadden uitgevoerd, toonden de representatieve resultaten van het model een slagingspercentage van 92%, waarbij mislukkingen werden toegeschreven aan de grootte van kleine biggen en de variant van de anatomie van het vat. Bovendien stelde het model beoefenaars in staat om te kiezen uit een breed scala aan experimentele omstandigheden, waaronder variërende tijden in CA, temperatuurveranderingen en farmacologische interventies. Samenvattend maakt deze methode gebruik van materialen die gemakkelijk beschikbaar zijn in de meeste ziekenhuisomgevingen, is betrouwbaar en reproduceerbaar en kan op grote schaal worden gebruikt om translationeel onderzoek bij kinderen die een hartoperatie ondergaan te verbeteren.
Inleiding
Aangeboren hartafwijkingen (CHD) zijn de meest voorkomende aangeboren afwijkingen, met ongeveer een miljoen geboorten wereldwijd per jaar1. Hoewel moderne ontwikkelingen op het gebied van cardiothoracale chirurgie (CTS) en intensive care-behandeling de sterftecijfers hebben verbeterd, blijven comorbiditeiten uiterst vaak 2,3,4,5. Neurologische ontwikkelingsafwijkingen, waaronder cognitieve en motorische stoornissen en leerstoornissen, worden gemeld bij ongeveer 25%-50% van deze patiënten 6,7,8. Het is aangetoond dat chirurgie tijdens de eerste dagen van het leven, vooral die waarbij bloedsomloop en hartstilstand (CA) nodig zijn, de morbiditeit verhoogt9. Hemodynamische veranderingen tijdens de operatie kunnen een belangrijk effect hebben op de zich kwetsbare ontwikkelende pasgeboren hersenen. Experimentele modellen zijn essentieel om de oorsprong van deze afwijkingen beter te begrijpen en neuroprotectieve strategieën te onderzoeken om de prognoses van deze patiënten te verbeteren.
Het gebruik van diermodellen om deze populatie te bestuderen is uitgebreid gedocumenteerd 5,10,11,12,13,14. Met name biggen bieden een uitstekende optie, gezien de nauwe benaderingen in de anatomie van het hart (Figuur 1), genoom en fysiologie, evenals hun relatief grotere formaat in vergelijking met andere diermodellen15 (Figuur 2). Het gebruik van biggenmodellen om de effecten van zowel cardiopulmonale bypass (CPB) als CA te bestuderen is eerder beschreven. Deze experimentele diermodellen zijn nuttig voor het bestuderen van hemodynamische veranderingen en bijbehorende complicaties van eindweefselorganen 14,16,17,18,19,20. Deze modellen zijn ontwikkeld om onderzoekers in staat te stellen menselijke omstandigheden te bestuderen in een gecontroleerde omgeving, met flexibiliteit voor een verscheidenheid aan experimentele omstandigheden. De meeste studies rapporteren het gebruik van centrale canulatie, een techniek die geavanceerde chirurgische vaardigheden vereist, een hoger gebruik van hulpbronnen vereist en het moeilijk maakt om overleving op lange termijn te garanderen. Hoewel eerdere studies het gebruik van biggen bij het bestuderen van CPB 12,15 hebben gedocumenteerd, hebben weinigen de perifere canulatietechniek voorgesteld.
Deze nieuwe perifere canulatietechniek is eenvoudiger, minder agressief en haalbaarder in vergelijking met andere gepubliceerde onderzoeken19. Bovendien is het valideren van deze techniek bij pasgeborenen en kleine dieren nieuw en moet het worden overwogen voor gebruik door alle onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het gebruik van een diermodel om CHD en de bijbehorende comorbiditeiten te bestuderen. Het is met name geschikt voor personen met toegang tot een laboratorium dat is uitgerust met voorraden, middelen en personeel dat ervaring heeft met het uitvoeren van diermodelexperimenten.
Samenvattend is het hoofddoel van deze studie het beschrijven en valideren van een neonataal biggenmodel van CPB met CA. Het protocol heeft tot doel ernstige hersenbeschadiging en andere mogelijke complicaties van CPB-chirurgie te bestuderen in een gecontroleerde setting met verschillende experimentele omstandigheden. Deze methode biedt een model dat generaliseerbaar, betrouwbaar en van hoge kwaliteit is, dat kan worden gebruikt voor een breed scala aan experimentele protocollen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
De huidige procedure werd goedgekeurd door de Ethische Commissie Dierproeven (CEEA) van het Centrum voor Vergelijkende Geneeskunde en Bioimage van Catalonië (CEEA-CMCiB). De regering van Catalonië heeft ook toestemming gegeven voor het experimentele protocol (nr. 11652), het bestandsidentificatienummer FUE-2022-02381434 en ID QBXQ3RY3J. Ervaren beoefenaars, waaronder gecertificeerde dierenartsen die toezicht en assistentie boden, voerden alle experimenten uit. Voor het huidige onderzoek werden biggen (Sus scrofa domestica) gebruikt, 4-6 dagen oud, met een gewicht van 2,5-3,5 kg. Er werd geprobeerd de genderverdeling in evenwicht te brengen om gerelateerde vooroordelen te voorkomen.
1. Sedatie, intubatie en toegang
- Start sedatie en analgesie met intramusculaire ketamine (20 mg/kg), dexmedetomidine (0,02 mg/kg) en midazolam (0,3 mg/kg). Zodra het dier diep verdoofd is (5 minuten na toediening van de premedicatie), oxygeneert u met 100% O2 via een snuitmasker (2 l/min). Induceer vervolgens anesthesie met IV propofol (0,5 mg/kg) (zie Materiaaltabel).
- Plaats de big in de dorsale ligpositie. Voer orotracheale intubatie uit met behulp van een endotracheale tube met manchet van 2,5 mm (zie Materiaaltabel), met behulp van directe visualisatie van de luchtpijp.
- Bevestig de juiste plaatsing van de endotracheale tube via directe auscultatie van de longbases.
- Stel de mechanische ventilatie in op een ademhalingsfrequentie van 30 ademhalingen per minuut, een ademvolume van 8-12 ml/kg en een eind-expiratoire druk van 4 cmH2O.
- Bewaak continu de diepte van de anesthesie tijdens het protocol via hartslag (HR), bloeddruk (BP) en zuurstofverzadiging (spO2). Pas indien nodig de beademings- en sedatieparameters aan.
OPMERKING: De ideale waarden voor vitale functies zijn een HR van 130-160 bpm, BP van 75-95/60-70 en een spO2 > 85. - Handhaaf de sedatie met 1,5% sevofluraan en fentanyl (25-200 μg/kg/min) (zie Materiaaltabel).
- Gebruik directe visualisatie om katheters in de dijbeenslagader (3 Fr) en ader (4 Fr) te plaatsen (zie Materiaaltabel).
OPMERKING: Deze katheters zullen worden gebruikt voor medicatietoediening en monsterverwerving. Daarom is het belangrijk om de toegang te behouden.
2. Instellen en primen van het CPB-circuit
- Pas het CPB-circuit aan en stel het in door de onderstaande stappen te volgen (Afbeelding 3):
- Kort de slang zo veel mogelijk in, terwijl er toch voldoende afstand is om het dier tot de machine te bereiken.
- Maak en bevestig een slangbrug die de uitstroom van de membraanoxygenator (zie Materiaaltabel) verbindt met de instroom in de pomp.
OPMERKING: De brug is van vitaal belang om het bloed door de machine te laten circuleren terwijl de CA's van het dier worden uitgevoerd.
- Zodra alle aansluitpunten zijn afgedicht, vult u het circuit met 300 ml heparine-zoutoplossing (1.000 UI heparine gemengd in 1 L zoutoplossing) en 300 ml vers donorvarkensbloed, gevolgd door 3,5 mEq natriumbicarbonaat, 350 UI heparine en 450 mg calciumgluconaat (zie materiaaltabel).
- "Veeg" het circuit door het mengsel van bloed, heparine-zoutoplossing, natriumbicarbonaat en calciumgluconaat gedurende 2 minuten door het hele circuit te laten lopen met een snelheid van 0.3 l/min.
3. Chirurgie en CPB-initiatie
OPMERKING: Aanvullende afbeelding 1 toont de chirurgische materialen die nodig zijn voor het plaatsen van de canule.
- Leg de linker interne halsader en de rechter halsslagader bloot om u voor te bereiden op canulatie (Figuur 4).
- Gebruik voor canulatie de Seldinger- of "over-the-wire"-techniek21.
- Breng eerst een naaldkatheter in de linker inwendige halsader in. Zodra een bloedflits wordt gevisualiseerd, steekt u voorzichtig een voerdraad in het vat en verwijdert u de naald, zodat de draad op zijn plaats blijft.
- Draai een dilatator over de draad en in het vat en verwijder vervolgens de dilatator.
- Terwijl de draad nog op zijn plaats zit, rijgt u een 8 Fr veneuze canule in en schuift deze langzaam ~4 cm in het vat. Verwijder de draad voorzichtig en zorg ervoor dat de canule op zijn plaats blijft.
- Herhaal de Seldinger-draadtechniek met dilatatie om een 6 Fr pediatrische arteriële canule (zie Materiaaltabel) in de rechter halsslagader te plaatsen.
- Dien op het moment van arteriële canulatie een bolus intraveneuze heparine (50 IE/kg) toe via de nieuw geplaatste arteriële canule.
- Zodra de toegang is bereikt, bevestigt u beide canules stevig aan het dier met behulp van 3-0 poly-resorbeerbare hechtingen en tape om onbedoelde verwijdering te voorkomen (Figuur 5).
- Sluit de canules aan op het CPB-circuit en zorg ervoor dat zoutoplossing met heparine wordt toegevoegd aan de aansluitpunten om te voorkomen dat er lucht in het circuit komt.
- Stel het begindebiet in op 80-85 ml/kg/min en verhoog het langzaam tot een uiteindelijk debiet van 150 ml/kg/min.
LET OP: Het dier kan zo lang op het CPB blijven als de experimenten vereisen. Een schema van de stappen 1-3 is weergegeven in aanvullende figuur 2.
4. Bloedsomloop en hartstilstand (CA)
- Om CA te induceren, dient u 9 mEq KCl toe. Gebruik vitale functies om volledige arrestatie te beoordelen en bevestig met echocardiografie. Dien indien nodig extra KCl toe.
- Zodra het hart is gestopt, isoleert u het dier van het circuit om de bloedsomloop te stoppen.
- Handhaaf de CPB-circuitstroom met behulp van de eerder beschreven brug (stap 3.5) die circuleert met 1.500 tpm.
5. Extracorporale cardiopulmonale reanimatie (eCPR)
- Zodra de juiste CA-conditie (0 min, 30 min of 60 min) is bereikt, begint u met eCPR-reanimatie.
- Sluit de big weer aan op het CPB-circuit.
- Dien 3 ml calciumgluconaat (2,25 mmol/10 ml, 1:2 verdund) en 6 ml natriumbicarbonaat (1 M, verdund 1:2) toe via perifere arteriële toegang, voeg indien nodig doses toe.
OPMERKING: Cardioversie of inotrope geneesmiddelen (adrenaline of dopamine) kunnen indien nodig worden gebruikt.
6. Postoperatieve zorg
- Eenmaal gereanimeerd, controleert u de vitale functies gedurende 15 minuten om stabiliteit te garanderen.
OPMERKING: Ideale parameters in de periode van de intensive care zijn: HR van 100-150 bpm, BP van 75-95/60-70 en spO2 > 85. - Breng de dieren over voor magnetische resonantiebeeldvorming (MRI).
OPMERKING: Na beeldvorming herstelden de dieren nooit en werden ze onder narcose geëuthanaseerd via intraveneuze toediening van pentobarbital-natrium om hersenmonsters te verkrijgen voor histologische analyse. Een tijdlijn van het experimentele deel van de procedure, inclusief de strategie voor het verzamelen van monsters, kan worden bekeken in aanvullende figuur 3.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Gedurende een periode van 6 maanden werd het volledige protocol 12 keer uitgevoerd door een interdisciplinair team van pediatrische intensive care-artsen, kindercardiologen, dierenartsen en technici (aanvullende figuur 2 en aanvullende figuur 3).
Figuur 1 en Figuur 2 tonen de verwachte anatomie van de dieren die in dit protocol worden gebruikt. De geïncludeerde biggen waren gemiddeld 4,8 dagen oud (4-...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Cardiopulmonale bypass wordt vaak gebruikt tijdens hartchirurgie voor volwassenen, kinderen en pasgeborenen. Het vertrouwt op een gemotoriseerd extracorporaal circuit en membraanoxygenator die samenwerken om bloed van zuurstof te voorzien en long- en hartstabilisatie te bieden. Eerdere studies hebben aangetoond dat CPB een nadelige invloed kan hebben op veel orgaansystemen (nier-, cerebrale, long-, hart-, gastro-intestinale) zowel bij zieke als voorheen gezonde patiënten 22,23,24.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
De auteurs hebben niets te onthullen.
Dankbetuigingen
Dit project heeft financiering ontvangen van het onderzoeks- en innovatieprogramma Horizon 2020 van de Europese Unie onder subsidieovereenkomst nr. 101017113, Instituto de Salud Carlos III (PI20/00298), Beca Carmen de Torres (Fundació Sant Joan de Déu) en het Vanderbilt Medical Scholars Program. We danken alle medewerkers van CMCiB, waaronder Jordi Grifols, María del Mar Arevalo, Juan Ricardo Gonzalez, Sara Capdevila, Josep Puig en Gemma Cristina Monte Rubi). We danken ook speciale dank aan Abril Culell Camprubí en Dr. Sergi Cesar Díaz voor hun hulp bij anatomische tekeningen.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
```html
```
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 1.5% sevofluoraan | Zoetis | 20070289 | |
| 2.5 mm endotracheale buis | Henry Schein | 988-1782 | |
| 3 Fr katheter voor perifere arteriële toegang | Prodimed | 3872.1 | |
| 4 Fr katheter voor perifere veneuze toegang | Prodimed | 3872.13 | |
| 6 French ECMO pediatric arteriële canule | Medtronic | 77206 | |
| 8 French ECMO pediatric veneuze canule | Medtronic | 68112 | |
| Adrenaline | B Braun | 469801-1119 | |
| Adson forceps | Allgaier instruments | 08-030-130 | Elk merk mag worden vervangen |
| BP manchet | Mindray | ||
| Buprenorfine (0,01 mg/kg) | Richter Pharma | #9004114000537 | |
| Calciumgluconaat (2,25 mmol/10 mL) | B Braun | 570-12606194-1119 | |
| Dexmedetomidine (0,5-2,0 µg/kg/min) | Orion farma | GTN 064321000017253 | |
| Dolethol | vetoquinol | #3605870004904 | |
| Dopamine | hikma | A044098010 | |
| Fentanyl (25-200 µg/kg/min) | Kern Pharma | 756650.2H | |
| Verse donorvarkensbloed Type O | Elk | ||
| Warmtewisselaar | Maquet Gmbh & Co | MCP70107.2130 | |
| Heparine (1350 UI) | ROVI | 641641.1 | |
| Irwin retractor | Aesculap | BV104R | Elk merk mag worden vervangen |
| Ketamine (20 mg/kg) | Richter Pharma | #9004114000452 | |
| Smeermiddel | Elke orotracheale smering | ||
| Midazolam (0,3 mg/kg) | Serra Pamies | 619627.4 | |
| Mosquito forceps | Aesculap | BH109R | Elk merk mag worden vervangen |
| Naaldtang | Aesculap | BM016R | Elk merk mag worden vervangen |
| Normale zoutoplossing (0,9%) | B Braun Fisiovet | 5/469827/0610 | Elk merk mag worden vervangen |
| Kunststofklemmen voor slangen | Achim Schulz-Lauterbach | DBGM | Elk merk mag worden vervangen |
| Kaliumchloride (9 mEq) | B Braun | 3545156 | |
| Propofol (0,5 mg/kg) | Zoetis | 579742.7 | |
| Quadrox membraanoxygenator | Maquet Gmbh & Co | BE-HMOSD 300000 | |
| Rektuthermometer | Elk | ||
| RotaFlow Console ECMO systeem | Maquet Gmbh & Co | MCP00703177 | Neonataal ECMO systeem |
| Scalpael | Aesculap | BB074R | Elk merk mag worden vervangen |
| Natriumbicarbonaat (1 M) | Fresenius Kabi | 634477.4 OH | |
| Chirurgische schaar | Talmed Inox | 112 | Elk merk mag worden vervangen |
| Hechtdraad (3/0 poly absorbeerbaar) | B Braun Novosyn (R) | 0068030N1 | Elk merk mag worden vervangen |
Referenties
- vander Linde, D., et al. Birth prevalence of congenital heart disease worldwide: A systematic review and meta-analysis. Journal of the American College of Cardiology. 58 (21), 2241-2247 (2011).
- Claessens, N. H. P., et al. Amplitude-integrated electroencephalography for early recognition of brain injury in neonates with critical congenital heart disease. Journal of Pediatrics. 202, 199-205 (2018).
- Aly, S. A., et al. Cerebral tissue oxygenation index and lactate at 24 hours postoperative predict survival and neurodevelopmental outcome after neonatal cardiac surgery. Congenital Heart Disease. 12 (2), 188-195 (2017).
- Bouma, B. J., Mulder, B. J. M. Changing landscape of congenital heart disease. Circulation Research. 120 (6), 908-922 (2017).
- Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 14 (2), 136-140 (2010).
- Sarrechia, I., et al. Neurocognitive development and behaviour in school-aged children after surgery for univentricular or biventricular congenital heart disease. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 167-174 (2016).
- Schlosser, L., et al. Neurocognitive functioning in young adults with congenital heart disease: insights from a case-control study. Cardiology in the Young. 32 (5), 694-701 (2022).
- Miller, S. P., et al. Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease. The New England Journal of Medicine. 357 (19), 1928-1938 (2007).
- Fang, A., Allen, K. Y., Marino, B. S., Brady, K. M. Neurologic outcomes after heart surgery. Paediatric Anaesthesia. 29 (11), 1086-1093 (2019).
- Carr, B. D., et al. Inflammatory effects of blood-air interface in a porcine cardiopulmonary bypass model. ASAIO Journal. 66 (1), 72-78 (2020).
- Drabek, T., et al. Emergency preservation and delayed resuscitation allows normal recovery after exsanguination cardiac arrest in rats: A feasibility trial. Critical Care Medicine. 35 (2), 532-537 (2007).
- Sheikh, A. M., et al. Proteomics of cerebral injury in a neonatal model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 132 (4), 820-828 (2006).
- Khailova, L., et al. Tissue alkaline phosphatase activity and expression in an experimental infant swine model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Journal of Inflammation. 17, 27(2020).
- Mavroudis, C. D., et al. Electroencephalographic response to deep hypothermic circulatory arrest in neonatal swine and humans. The Annals of Thoracic Surgery. 106 (6), 1841-1846 (2018).
- Gabriel, G. C., et al. Cardiovascular development and congenital heart disease modeling in the pig. Journal of the American Heart Association. 10 (14), 021631(2021).
- Dhari, Z., et al. Impact of cardiopulmonary bypass on neurogenesis and cortical maturation. Annals of Neurology. 90 (6), 913-926 (2021).
- Wittnich, C., Belanger, M. P., Wallen, W. J., Torrance, S. M., Juhasz, S. A Long-term stable normothermic cardiopulmonary bypass model in neonatal swine. The Journal of Surgery Research. 101 (2), 176-182 (2001).
- Lodge, A. J., et al. Regional blood flow during pulsatile cardiopulmonary bypass and after circulatory arrest in an infant model. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (5), 1243-1250 (1997).
- Davidson, J. A., et al. Alkaline phosphatase treatment of acute kidney injury in an infant piglet model of cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest. Scientific Reports. 9 (1), 14175(2019).
- Wang, X., et al. Ulinastatin protects against acute kidney injury in infant piglets model undergoing surgery on hypothermic low-flow cardiopulmonary bypass. PLoS One. 10 (12), e0144516(2015).
- Tegtmeyer, K., Brady, G., Lai, S., Hodo, R., Braner, D. Videos in clinical medicine: placement of an arterial line. The New England Journal of Medicine. 354 (15), 13(2006).
- Nteliopoulos, G., et al. Lung injury following cardiopulmonary bypass: a clinical update. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 20 (11), 871-880 (2022).
- Jufar, A. H., et al. Renal and cerebral hypoxia and inflammation during cardiopulmonary bypass. Comprehensive Physiology. 12 (1), 2799-2834 (2021).
- Nollert, G., Reichart, B. Cardiopulmonary bypass and cerebral injury in adults. Shock. 16 (1), 16-19 (2001).
- Tóth, Z., Györimolnár, I., Abrahám, H., Hevesi, A. Cannulation and cardiopulmonary bypass produce selective brain lesions in pigs. Asian Cardiovascular & Thoracic Annals. 14 (4), 273-278 (2006).
- Senra, D. F., et al. A rat model of acute lung injury induced by cardiopulmonary bypass. Shock. 16 (3), 223-226 (2001).
- Liu, M. D., Luo, P., Wang, Z. J., Fei, Z. Changes of serum Tau, GFAP, TNF-α and malonaldehyde after blast-related traumatic brain injury. Chinese Journal of Traumatology. 17 (6), 317-322 (2014).
- Kim, W. G., Moon, H. J., Won, T. H., Chee, H. K. Rabbit model of cardiopulmonary bypass. Perfusion. 14 (2), 101-105 (1999).
- Mei, B., et al. Acute adrenal cortex injury during cardiopulmonary bypass in a canine model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 156 (2), 696-706 (2018).
- Cameron, D., Tam, V., Cheng, W., Braxton, M. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. , Iowa State University Press. Ames, Iowa. 187-197 (1992).
- Belanger, M., Wittnich, C., Torrance, S., Juhasz, S. Model of normothermic long-term cardiopulmonary bypass in swine weighing more than eighty kilograms. Comparative Medicine. 52 (2), 117-121 (2002).
- Münch, F., et al. Improved contractility with tepid modified full blood cardioplegia compared with cold crystalloid cardioplegia in a piglet model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 48 (2), 236-243 (2015).
- Tirilomis, T., Paz, D., Nolte, L., Schoendube, F. A. Modified aortic cannulation for cardiopulmonary bypass in neonatal piglet model. Journal of Cardiac Surgery. 23 (5), 503-504 (2008).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
