Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Ligatie van het linker atrium in het vogelembryo als model voor veranderde hemodynamische belasting tijdens de vroege vasculaire ontwikkeling

2K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65330

⸱

16 juni 2023

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Sciences and Engineering, Koc University, 2Department of Mechanical Engineering, Koc University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Hier presenteren we een gedetailleerd visueel protocol voor het uitvoeren van het linker atriale ligatiemodel (LAL) in het vogelembryo. Het LAL-model verandert de intracardiale stroom, waardoor de belasting van de wandschuifspanning verandert, waardoor het hypoplastische linkerhartsyndroom wordt nagebootst. Er wordt een aanpak gepresenteerd om de uitdagingen van dit moeilijke microchirurgische model te overwinnen.

Samenvatting

Vanwege de volwassen ventriculaire configuratie met vier kamers, het gemak van kweek, toegang tot beeldvorming en efficiëntie, is het vogelembryo een geprefereerd diermodel voor gewervelde dieren voor het bestuderen van cardiovasculaire ontwikkeling. Studies die gericht zijn op het begrijpen van de normale ontwikkeling en de prognose van aangeboren hartafwijkingen maken op grote schaal gebruik van dit model. Microscopische chirurgische technieken worden geïntroduceerd om de normale mechanische belastingspatronen op een specifiek embryonaal tijdstip te veranderen en de stroomafwaartse moleculaire en genetische cascade te volgen. De meest voorkomende mechanische ingrepen zijn ligatie van de linker vitelline ader, conotruncale banding en ligatie van de linker atriale (LAL), waarbij de intramurale vasculaire druk en wandschuifspanning als gevolg van de bloedstroom worden gemoduleerd. LAL, vooral als het in ovo wordt uitgevoerd, is de meest uitdagende ingreep, met zeer kleine monsteropbrengsten als gevolg van de extreem fijne sequentiële microchirurgische ingrepen. Ondanks het hoge risico is in ovo LAL wetenschappelijk zeer waardevol omdat het de pathogenese van het hypoplastische linkerhartsyndroom (HLHS) nabootst. HLHS is een klinisch relevante, complexe aangeboren hartziekte die wordt waargenomen bij menselijke pasgeborenen. Een gedetailleerd protocol voor in ovo LAL is gedocumenteerd in dit document. In het kort werden bevruchte vogelembryo's geïncubeerd bij 37,5 °C en een constante luchtvochtigheid van 60%, meestal totdat ze Hamburger-Hamilton (HH) stadia 20 tot 21 bereikten. De eierschalen werden opengebroken en de buiten- en binnenmembranen werden verwijderd. Het embryo werd voorzichtig gedraaid om de linker atriale bol van het gemeenschappelijke atrium bloot te leggen. Voorgemonteerde microknopen van 10-0 nylon hechtingen werden voorzichtig gepositioneerd en rond de linker boezemknop gebonden. Uiteindelijk werd het embryo teruggebracht naar zijn oorspronkelijke positie en werd LAL voltooid. Normale en LAL-geïnstrumenteerde ventrikels vertoonden statistisch significante verschillen in weefselverdichting. Een efficiënte pijplijn voor het genereren van LAL-modellen zou bijdragen aan studies die zich richten op gesynchroniseerde mechanische en genetische manipulatie tijdens de embryonale ontwikkeling van cardiovasculaire componenten. Evenzo zal dit model een verstoorde celbron bieden voor weefselkweekonderzoek en vasculaire biologie.

Inleiding

Aangeboren hartafwijkingen (CHD's) zijn structurele aandoeningen die optreden als gevolg van abnormale embryonale ontwikkeling1. Naast genetische aandoeningen wordt de pathogenese beïnvloed door veranderde mechanische belasting 2,3. Hypoplastisch linkerhartsyndroom (HLHS), een aangeboren hartafwijking, resulteert in een onderontwikkeld ventrikel/aorta bij de geboorte4 met een hoog sterftecijfer 5,6. Ondanks de recente vooruitgang in de klinische behandeling ervan, is de vasculaire groei en ontwikkelingsdynamiek van HLHS nog steeds onduidelijk7. Bij een normale embryonale ontwikkeling zijn het endocardium en het myocardium van de linker ventrikel (LV) afkomstig van cardiale voorlopercellen naarmate de vroege embryonale vorming van de hartbuis vordert. De geleidelijke aanwezigheid van myocardiale trabeculatie, verdikkende lagen en proliferatie van cardiomyocyten wordt gerapporteerd2. Voor HLHS worden veranderde trabeculaire remodellering en linkerventrikelafplatting waargenomen, wat verder bijdraagt aan myocardiale hypoplasie als gevolg van abnormale migratie van cardiomyocyten 2,8,9,10

Van de veelgebruikte modelorganismen om de ontwikkeling van het hart te bestuderen en hemodynamische omstandigheden te begrijpen 11, heeft het vogelembryo de voorkeur vanwege het volwassen hart met vier kamers en het gemak waarmee het kan worden gekweekt11,12,13,14. Aan de andere kant biedt geavanceerde beeldvormingstoegang van zebravisembryo's en transgene/knock-out muizen duidelijke voordelen11,12. Er zijn verschillende mechanische ingrepen getest voor het vogelembryo die de intramurale druk en wandschuifspanning veranderen bij het ontwikkelen van cardiovasculaire componenten. Deze modellen omvatten ligatie van de linkervitelline, conotruncale banding15 en ligatie van het linker atrium (LAL)11,12,16. Het resulterende fenotype als gevolg van de veranderde mechanische belasting kan ongeveer 24-48 uur na de chirurgische ingreep worden waargenomen in onderzoeken die zich richten op vroege prognose11,13. De LAL-interventie is een populaire techniek om het functionele volume van het linker atrium (LA) te verkleinen door een hechtlus rond de atrioventriculaire opening te plaatsen. Evenzo zijn er ook microchirurgische ingrepen uitgevoerd die gericht zijn op het afbinden van het rechter atrium (RAL)17,18. Evenzo richten sommige onderzoekers zich op het linker hartoor (LAA) met behulp van microclips om het volume van de LA19,20 te verminderen. In sommige onderzoeken wordt een chirurgische nylondraad aangebracht op de atrioventriculaire knoop19,21. Een van de gebruikte interventies is LAL, dat HLHS kan nabootsen, maar ook het moeilijkste model is om uit te voeren, met zeer kleine monsteropbrengsten vanwege de extreem fijne microchirurgische ingrepen die nodig zijn. In ons laboratorium wordt LAL uitgevoerd in ovo tussen Hamburger-Hamilton (HH) stadia 20 en 21, voordat het gemeenschappelijke atrium volledig septaat 6,14,22,23 is. Rond de LA wordt een chirurgische hechting geplaatst, die de intracardiale bloedstroomstromen verandert. In LAL-modellen van HLHS worden verhoogde stijfheid van de ventrikelwand, veranderde myofiberhoeken en verminderde LV-holtegrootte waargenomen14,24.

In dit video-artikel wordt een gedetailleerd protocol en aanpak voor in ovo LAL gegeven. In het kort werden de bevruchte vogelembryo's uitgebroed voor microchirurgie, werd de eierschaal opengebroken en werden de buiten- en binnenmembranen vrijgemaakt. Het embryo werd vervolgens langzaam gedraaid zodat de LA toegankelijk was. Een 10-0 nylon chirurgische hechting werd aan de atriale knop vastgemaakt en het embryo werd teruggebracht naar zijn oorspronkelijke oriëntatie, waarmee de LAL-procedure werd voltooid25. LAL en normale ventrikels worden vergeleken voor weefselverdichting en ventrikelvolume via optische coherentietomografie en basale histologie.

Een succesvol uitgevoerde LAL-modelpijplijn, zoals hier beschreven, zal bijdragen aan basisstudies die zich richten op de embryonale ontwikkeling van cardiovasculaire componenten. Dit model kan ook worden gebruikt in combinatie met genetische manipulaties en geavanceerde beeldvormingsmodaliteiten. Evenzo is het acute LAL-model een stabiele bron van zieke vasculaire cellen voor weefselkweekexperimenten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Vruchtbare witte Leghorn-eieren worden verkregen van vertrouwde leveranciers en uitgebroed volgens door de universiteit goedgekeurde richtlijnen. Kuikenembryo's, stadia 18 (dag 3) tot 24 (dag 4) (de stadia die in dit artikel worden gepresenteerd) worden niet beschouwd als levende gewervelde dieren volgens de richtlijn 2010/63/EU van de Europese Unie (EU) en de richtlijnen van de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) in de VS. Kuikenembryo's worden volgens de Amerikaanse wetgeving na dag 19 van de incubatie als "levende dieren" beschouwd, maar niet voor de EU. Elk ei is gelabeld met de startdatum van het uitkomen en zal uiterlijk op de 10edag van incubatie uitkomen. Nadat de eieren zijn uitgekomen, worden de kuikens uit de broedmachine gehaald. Het protocol wordt uitgevoerd in twee bench-top operationele stations (Station 1 en Station 2), gericht op gespecialiseerde modelgeneratiefasen.

1. Voorbereiding voor microchirurgie

  1. Verkrijg bevruchte eieren van een vaccinontwikkelingscentrum met een specifieke pathogeenvrije (SPF) klasse of via een vertrouwde commerciële leveranciersboerderij door een kwetsbare bezorgkoerier in droge polystyreencontainers. Reinig de eierschaal vóór het incuberen voorzichtig met pluisvrije doekjes gedrenkt in 70% ethanol om verontreiniging te verwijderen.
  2. Criteria voor inclusie/uitsluiting van embryo's
    1. Broed geen eieren uit die tijdens het transport zijn gebarsten of beschadigd.
    2. Als er een bloeding wordt geconstateerd tijdens de LAL-procedure of na herincubatie, gebruik het embryo dan niet.
    3. Gebruik geen embryo's die zich met de linkerkant naar boven ontwikkelen, aangezien de hemodynamische bloedstroom kan afwijken van de normale oriëntatie.
    4. Dıscard-embryo's die zich ontwikkelen met aangeboren afwijkingen in zowel pre- als postoperatieve ingrepen.
    5. Voeg embryo's toe die het beoogde stadium bereiken en zich op hun oorspronkelijke locatie ontwikkelen, waarbij HLHS wordt nagebootst als een LAL-model.
  3. Broed de bevruchte witte leghorn-kippeneieren (Gallus gallus domesticus L.), stomp uit, tot het gewenste stadium, meestal bij HH20-2115 (37,5 °C, 60% luchtvochtigheid, 3,5 dagen) (Figuur 1).
    OPMERKING: Het is belangrijk om de eieren op een constante temperatuur en vochtigheid te houden om de opbrengst te verhogen. Afhankelijk van het model incubator zorgt de toevoeging van een pan gevuld met gedestilleerd water voor een stabiele luchtvochtigheid. Blauwdrukken van een extra/hulpsysteem voor temperatuur- en vochtigheidsregeling dat op de meeste couveuses zou passen, zijn door de auteurs ontwikkeld en aanbevolen. De elektronica, hardware en codedetails van deze in eigen huis gebouwde sensor/besturingseenheid worden geleverd in een gegevensopslagplaats26. Continu voorzichtig schudden (roteren) van de eieren tijdens het broeden kan een optimale positionering van het embryo mogelijk maken en zo leiden tot een hoger percentage "operabele" embryo's. Schudden kan ook werken met incubators met deze capaciteit en de productiviteit verder verhogen.
  4. Voordat u met de procedure begint, bereidt u het vereiste aantal knopen voor door een losse platte knoop in een 1,5 cm lange 10-0 hechting te leggen. Zorg ervoor dat de knoop niet strak zit en groot genoeg is om tijdens de operatie gemakkelijk over de boezems te passen (Figuur 2).
    NOTITIE: Leg de knopen van tevoren en bewaar ze voor gebruik in een steriele kuikenringeroplossing. Het knopen vereist het gebruik van twee handen om het pincet synchroon te bedienen. Aangezien dit een kritieke fase in het protocol is, kan van stopverf een model van het atrium worden gemaakt om deze stap te oefenen (Figuur 3). Dit zal de driedimensionale microchirurgische vaardigheden verbeteren die nodig zijn om stap 3.2.3 op Station 2 uit te voeren (Figuur 4).

2. Werkzaamheden in station 1 (figuur 4A)

  1. Open een venster vanaf het stompe uiteinde van het ei en verwijder zowel het buitenste als het binnenste membraan15 (Figuur 5A-D).
  2. Open de eierschaal door voorzichtig te kraken met het achterste uiteinde van het pincet, waarbij de vrije vingers het ei stevig ondersteunen om ongewenste doorbraak van scheuren te verminderen.
  3. Aangezien LAL een lange procedure is, moet u de temperatuur en vochtigheid van het embryo behouden, aangezien de hartslag afhankelijk is van de temperatuur. Zorg er dus voor dat het eerste shell-venster zo klein mogelijk wordt gemaakt, net genoeg om de bewerkingen uit te voeren.
    NOTITIE: Er worden geen vochtigheids- of temperatuurregelingssystemen gebruikt tijdens het gebruik, maar deze systemen, indien beschikbaar, zouden de opbrengst ten goede komen. Indien mogelijk wordt het airconditioningsysteem in het laboratorium uitgeschakeld en wordt de procedure uitgevoerd bij de hoogst mogelijke kamertemperatuur (RT). Optimalisatie van de embryonale hartslag, die kan worden geregeld door de temperatuur, tijdens de operatie wordt ook aanbevolen. Sommige laboratoria houden de hartslag op iets lagere snelheden dan 120 bpm via temperatuurregeling tijdens de LAL-werking. Als zodanig zou vochtigheidsregeling rond de chirurgische zone de opbrengst verder verhogen. De eierschaalvensters zijn zo klein mogelijk gemaakt, net groot genoeg om chirurgische toegang mogelijk te maken. Dit is ook van toepassing op het dikke buitenmembraan, dat doorgaans alleen kleiner is dan de eierschaal in de mate van de omtrek van het embryo. Deze zorgen ervoor dat de temperatuur en vochtigheid van het embryo op peil blijft. Bij het openen van een venster vanaf het stompe uiteinde van het ei, worden de kleine schaalfragmenten schoongemaakt, zodat deze stukjes de vasculaire integriteit van vitelline niet beschadigen of tot ongewenste artefacten leiden. Daarnaast gebruiken andere laboratoria gebogen microgekartelde scharen voor het maken van ramen. Ook kunnen twee breedtes plakband worden gebruikt om de eierschaal te stabiliseren om barsten te voorkomen.
  4. Verwijder alleen het benodigde vitelline-membraan met een microschaar (aanvullende video 1).
  5. De normale embryonale ontwikkeling is met de goede kant naar boven. Zodra het embryo vrij is van het vitellinemembraan, plaatst u het pincet met gesloten uiteinden onder het dorsale segment van het embryo en draait u het embryo voorzichtig om om de linkerkant bloot te leggen (d.w.z. configuratie met de linkerkant naar boven) (Figuur 6A,B; Aanvullende video 2).
  6. Zorg ervoor dat de linker boezemknop nu bloot ligt, maar nog steeds bedekt is met een complex membraansysteem, meestal bestaande uit een dubbele laag van het hartzakje.
  7. Verwijder de vliezen, inclusief de fijne, direct rond de atriale knop. Dit is een andere kritieke fase; Voer membraanverwijdering uit van grove membranen en ga verder met de fijne membranen rond de linker boezemknop. Bewaar het fijnste pincet voor het verwijderen van het fijne membraan (aanvullende video 3).
  8. Oriënteer het embryo tijdens het verwijderen van het membraan met de linkerkant naar boven, zodat het plaatsen van de knoop in stap 3.2 kan worden uitgevoerd zonder verdere herpositionering. Om dit te bereiken, tilt u het embryo op met behulp van de vliezen in stap 2.6 en hangt u het aan de eierschaal, waarbij u ervoor zorgt dat de linkerkant naar boven wijst.
    OPMERKING: Sommige embryo's kunnen zich dicht bij de periferie van de eierschaal bevinden en kunnen een uitdaging zijn om te bedienen. Toch zullen deze embryo's hoogstwaarschijnlijk met de goede kant naar boven worden georiënteerd en normaal gedrag vertonen, en kunnen ze in het onderzoek worden opgenomen. In deze gevallen kan, indien nodig, het verduisterde atrium toegankelijker worden gemaakt door het pericardiale membraan voorzichtig schoon te maken met #4 een fijn pincet en de eierschaal in omgekeerde richting te verwijderen (in de richting van de schaalopening). Deze embryo's kunnen ook worden opgetild met behulp van delen van de extraembryonale membranen en op de gewenste positie worden gefixeerd door het ene uiteinde van het membraan (het pincetuiteinde) aan de eierschaal te bevestigen, met behulp van de natuurlijke plakkerigheid. Bovendien kan de ruimte tussen het hoofd en het ruggenmerggebied van het embryo worden vergroot met behulp van een pincet om het verduisterde atrium te onthullen.

3. Werkzaamheden in station 2 (figuur 4B)

  1. Plaats de voorgeprepareerde knoop uit stap 1.4 onder de stereomicroscoop dicht bij het embryo op een toegankelijke plaats (Figuur 6B). De boezemknop is nu klaar om te worden afgebonden (aanvullende video 4).
  2. Pak de vooraf voorbereide open knoop en oriënteer deze op de linker boezemknop. Om LAL te laten werken, plaatst u het ei in een uniek hellende driedimensionale oriëntatie.
    1. Oriënteer de knoop correct om het aanhaalproces uit te voeren zonder de embryo's te beschadigen.
    2. Maak in stap 2.7 de fijne slijmvliezen optimaal schoon om het effect van een kloppend hart te verminderen.
    3. Draai de hechting vast (Figuur 6C). Voor deze stap is oefenen met de stopverf erg handig. Voor schijnembryo's trekt u de knoop net genoeg aan om de knoop vast te houden.
  3. Gebruik vervolgens de microschaar om de overtollige uiteinden van de hechtdraad zo dicht mogelijk bij de knop af te knippen (aanvullende video 5).
  4. Wees heel voorzichtig dat de pas afgesneden uiteinden van de vastgebonden hechting niet in staat zijn om nabijgelegen bloedvaten te doorboren tijdens rotatie of als gevolg van de hartslag.
  5. Verwijder met behulp van het pincet de overtollige hechtdraadstukken die in stap 3.3 zijn weggesneden.
  6. Breng ten slotte met een gesloten pincet het embryo terug naar zijn oorspronkelijke positie, zoals in stap 2.5 (aanvullende video 6).
  7. Bedek het ei na voltooiing van het LAL-proces met een dubbele laag parafilm en broed het opnieuw uit. Een strakke en steriele sluiting van de eieren is van het grootste belang om te overleven, vooral na 24 uur incubatie. Als visuele toegang ook gewenst is, gebruik dan paraffine met glasplaatjes.
    OPMERKING: Aangezien de vroege embryonale periode wordt bestudeerd, worden de eieren meestal 24-48 uur uitgebroed totdat ze ongeveer HH25 of HH27 bereiken. Er is echter geen limiet en latere stadia kunnen worden bestudeerd, zoals door andere onderzoekers wordt geprobeerd. Voor hoge werksnelheden wordt ten minste een team van twee personen aanbevolen. Eén persoon moet worden getraind voor en is verantwoordelijk voor het openen van eieren, het eerste opruimen van het membraan, de rotatie en het opruimen van het membraan rond de linker boezemknop. De andere persoon is alleen verantwoordelijk voor de eerste knoopvoorbereiding, het plaatsen van de knoop en het aandraaien. De laatste embryorotatie kan worden uitgevoerd door persoon 1. De chirurgische ingreep voor een enkel embryo duurt ongeveer 4-5 minuten.
  8. Reinig voor/na chirurgische ingrepen de tafeloppervlakken en instrumenten met ethanol. Zorg ervoor dat u verse kuikenringeroplossing (NaCl, KCl, CaCl2 en NaHCO3)16,27 aanbrengt op de metalen instrumenten die de embryonale weefsels raken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Geavanceerde tijdopgeloste beeldvormingstechnieken kunnen worden gebruikt om de structurele en morfologische veranderingen als gevolg van LAL-interventie10 waar te nemen. Bovendien zijn LAL-monsters ook vatbaar voor moleculaire en biologische methoden19,28. In tabel 1 worden steekproeven gegeven waarbij gebruik is gemaakt van de resultaten van het LAL-model. In deze context werd LAL-interventie uitgevoerd in kuikenembryo's...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Bij HLHS is de bloedstroom veranderd als gevolg van structurele defecten, wat leidt tot abnormale morfologie aan de linkerkant 4,6. Het huidige model biedt een praktisch experimenteel systeem om de progressie van HLHS beter te begrijpen en kan zelfs de pathogenese ervan nabootsen8. Het opzetten van een volledig klinisch gelijkwaardig HLHS-diermodel is echter een uitdagende taak. Naast het hier gepresenteerde LAL-model voor vogels, hebben r...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

We erkennen de Tubitak 2247A-prijs voor hoofdonderzoeker 120C139 voor het verstrekken van financiering. De auteurs willen ook PakTavuk Gıda bedanken. A. S., Istanbul, Turkije, voor het leveren van bevruchte eicellen en het ondersteunen van het cardiovasculaire onderzoek.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
10-0 nylon chirurgische hechtingEthicon
Elastica van Gieson kleuringskitSigma-Aldrich115974Voor het kleuren van bindweefsels in histologische secties
Absoluut ethanolInterlab64-17-5Voor de sterilisatiestap werd 70% ethanol verkregen door absoluut ethanol te verdunnen met gedistilleerd water.
IncubatorKUHL, Flemington, New Jersey-U.S.AAZYSS600-110
KimwipesInterlab080.65.002
MicroschaarWorld Precision Instruments (WPI), Sarasota FL555640SVannas STR 82 mm
Parafilm MSigma-AldrichP7793-1EAZegelstadium voor eierre-incubatie
Paraplast BulkLeica Biosystems 39602012Medium voor weefselinbedding
StereomicroscoopZeiss Stemi 508 Stemi 508Gebruikt op station 1
StereomicroscoopZeiss Stemi 2000-CStemi 2000-CGebruikt op station 2
Pincet (Dumont 4 INOX #F4)Adumont & Fils, ZwitserlandGebruikt om het embryo terug te brengen
Pincet (Super Fine Dumont #5SF) World Precision Instruments (WPI), Sarasota FL501985Gebruikt om de membranen op het embryo te verwijderen

Referenties

  1. Wang, T., et al. Congenital heart disease and risk of cardiovascular disease: A meta-analysis of cohort studies. Journal of the American Heart Association. 8 (10), e012030(2019).
  2. Chaudhry, B., et al. The left ventricular myocardium in hypoplastic left heart syndrome. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (8), 279(2022).
  3. Lashkarinia, S. S., Çoban, G., Ermek, E., Çelik, M., Pekkan, K. Spatiotemporal remodeling of embryonic aortic arch: stress distribution, microstructure, and vascular growth in silico. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 19 (5), 1897-1915 (2020).
  4. Ho, S., Chan, W. X., Yap, C. H. Fluid mechanics of the left atrial ligation chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 20 (4), 1337-1351 (2021).
  5. Gordon, B. M., Rodriguez, S., Lee, M., Chang, R. K. Decreasing number of deaths of infants with hypoplastic left heart syndrome. The Journal of Pediatrics. 153 (3), 354-358 (2008).
  6. Salman, H. E., et al. Effect of left atrial ligation-driven altered inflow hemodynamics on embryonic heart development: clues for prenatal progression of hypoplastic left heart syndrome. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 20 (2), 733-750 (2021).
  7. Fruitman, D. S. Hypoplastic left heart syndrome: Prognosis and management options. Paediatrics & Child Health. 5 (4), 219-225 (2000).
  8. Rahman, A., Chaturvedi, R. R., Sled, J. G. Flow-mediated factors in the pathogenesis of hypoplastic left heart syndrome. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (5), 154(2022).
  9. Henderson, D. J., Anderson, R. H. The development and structure of the ventricles in the human heart. Pediatric Cardiology. 30 (5), 588-596 (2009).
  10. Kowalski, W. J., Pekkan, K., Tinney, J. P., Keller, B. B. Investigating developmental cardiovascular biomechanics and the origins of congenital heart defects. Frontiers in Physiology. 5, 408(2014).
  11. Midgett, M., Rugonyi, S. Congenital heart malformations induced by hemodynamic altering surgical interventions. Frontiers in Physiology. 5, 287(2014).
  12. Kowalski, W. J., et al. Left atrial ligation alters intracardiac flow patterns and the biomechanical landscape in the chick embryo. Developmental Dynamics. 243 (5), 652-662 (2014).
  13. Bruneau, B. G. The developmental genetics of congenital heart disease. Nature. 451 (7181), 943-948 (2008).
  14. Sedmera, D., et al. Cellular changes in experimental left heart hypoplasia. The Anatomical Record. 267 (2), 137-145 (2002).
  15. Celik, M., et al. Microstructure of early embryonic aortic arch and its reversibility following mechanically altered hemodynamic load release. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (5), H1208-H1218 (2020).
  16. Tobita, K., Schroder, E. A., Tinney, J. P., Garrison, J. B., Keller, B. B. Regional passive ventricular stress-strain relations during development of altered loads in chick embryo. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), H2386-H2396 (2002).
  17. Alser, M., Shurbaji, S., Yalcin, H. C. Mechanosensitive pathways in heart development: findings from chick embryo studies. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 8 (4), 32(2021).
  18. Alser, M., et al. Blood flow disturbance and morphological alterations following the right atrial ligation in the chick embryo. Frontiers in Physiology. 13, 849603(2022).
  19. Sedmera, D. HLHS: Power of the chick model. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (4), 113(2022).
  20. Rychter, Z., Rychterová, V., Lemez, L. Formation of the heart loop and proliferation structure of its wall as a base for ventricular septation. Herz. 4 (2), 86-90 (1979).
  21. Harh, J. Y., Paul, M. H., Gallen, W. J., Friedberg, D. Z., Kaplan, S. Experimental production of hypoplastic left heart syndrome in the chick embryo. The Americal Journal of Cardiology. 31 (1), 51-56 (1973).
  22. Sedmera, D., Pexieder, T., Rychterova, V., Hu, N., Clark, E. B. Remodeling of chick embryonic ventricular myoarchitecture under experimentally changed loading conditions. The Anatomical Record. 254 (2), 238-252 (1999).
  23. Karakaya, C., et al. Asymmetry in mechanosensitive gene expression during aortic arch morphogenesis. Scientific Reports. 8 (1), 16948(2018).
  24. Trinidad, F., et al. Effect of blood flow on cardiac morphogenesis and formation of congenital heart defects. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (9), 303(2022).
  25. Tobita, K., Keller, B. B. Right and left ventricular wall deformation patterns in normal and left heart hypoplasia chick embryos. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 279 (3), H959-H969 (2000).
  26. Bortecine, S., Merve Nur, C., Faruk, K., Kerem, P. Auxiliary humidifier system design and construction for research grade egg incubators. Zenodo. , (2023).
  27. Schroder, E. A., Tobita, K., Tinney, J. P., Foldes, J. K., Keller, B. B. Microtubule involvement in the adaptation to altered mechanical load in developing chick myocardium. Circulation Research. 91 (4), 353-359 (2002).
  28. Rufaihah, A. J., Chen, C. K., Yap, C. H., Mattar, C. N. Z. Mending a broken heart: In vitro, in vivo and in silico models of congenital heart disease. Disease Models & Mechanisms. 14 (3), (2021).
  29. Siddiqui, H. B., Dogru, S., Lashkarinia, S. S., Pekkan, K. Soft-tissue material properties and mechanogenetics during cardiovascular development. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 9 (2), 64(2022).
  30. Pesevski, Z., et al. Endocardial fibroelastosis is secondary to hemodynamic alterations in the chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Developmental Dynamics. 247 (3), 509-520 (2018).
  31. Hu, N., et al. Dependence of aortic arch morphogenesis on intracardiac blood flow in the left atrial ligated chick embryo. Anatomical Record. 292 (5), 652-660 (2009).
  32. Lashkarinia, S. S., et al. Myocardial biomechanics and the consequent differentially expressed genes of the left atrial ligation chick embryonic model of hypoplastic left heart syndrome. Annals of Biomedical Engineering. 51 (5), 1063-1078 (2023).
  33. Krejčí, E., et al. Microarray analysis of normal and abnormal chick ventricular myocardial development. Physiological Research. 61, S137-S144 (2012).
  34. Rahman, A., et al. A mouse model of hypoplastic left heart syndrome demonstrating left heart hypoplasia and retrograde aortic arch flow. Disease Models & Mechanisms. 14 (11), (2021).
  35. Fishman, N. H., Hof, R. B., Rudolph, A. M., Heymann, M. A. Models of congenital heart disease in fetal lambs. Circulation. 58 (2), 354-364 (1978).
  36. Wong, F. Y., et al. Induction of left ventricular hypoplasia by occluding the foramen ovale in the fetal lamb. Scientific Reports. 10 (1), 880(2020).
  37. Nie, S. Use of frogs as a model to study the etiology of HLHS. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 10 (2), 51(2023).
  38. Vilches-Moure, J. G. Embryonic chicken (Gallus gallus domesticus) as a model of cardiac biology and development. Comparative Medicine. 69 (3), 184-203 (2019).
  39. Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Developmental Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
  40. Sukparangsi, W., Thongphakdee, A., Intarapat, S. Avian embryonic culture: A perspective of in ovo to ex ovo and in vitro studies. Frontiers in Physiology. 13, 903491(2022).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Aviair embryo modelhypoplastisch linkerhartchirurgie bij ki embryo smyocardiale compactieoptische coherentietomografietrabeculaire structuursingle cell sequencing
Ligatie van het linker atrium in het vogelembryo als model voor veranderde hemodynamische belasting tijdens de vroege vasculaire ontwikkeling
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.