Methodenartikel

Werkzaamheid van Fu's subcutane naald op heupzenuwpijn: gedrags- en elektrofysiologische veranderingen in een rattenmodel met chronische vernauwingsblessure

DOI:

10.3791/65406

⸱

30 juni 2023

 ,  ,  , 
1Department of Chinese Medicine, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 2Graduate Institute of Integrated Medicine, College of Chinese Medicine, China Medical University, 3Institute of Fu's Subcutaneous Needling, Beijing University of Chinese Medicine, 4Clinical Medical College of Acupuncture & Moxibustion and Rehabilitation, Guangzhou University of Chinese Medicine, 5Experimental Animal Center, Department of Molecular Biology and Cell Research, Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, 6Department of Pharmacy and Master Program, Tajen University, 7Department of Physical Medicine and Rehabilitation, China Medical University Hospital, 8Department of Physical Therapy and Graduate Institute of Rehabilitation Science, China Medical University, 9Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Asia University Hospital, Asia University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een protocol voor het gebruik van Fu's subcutane needling in een chronisch vernauwingsletselmodel om heupzenuwpijn bij ratten te induceren.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fu's subcutane needling (FSN), een uitgevonden acupunctuurtechniek uit de traditionele Chinese geneeskunde, wordt wereldwijd gebruikt voor pijnbestrijding. De werkingsmechanismen zijn echter nog steeds niet volledig begrepen. Tijdens de FSN-behandeling wordt de FSN-naald ingebracht en met een zwaaiende beweging langdurig in de onderhuidse weefsels vastgehouden. Er ontstaan echter uitdagingen bij het handhaven van een houding tijdens het manipuleren van FSN in diermodellen (bijv. ratten) voor onderzoekers. Een ongemakkelijke behandeling kan leiden tot angst en weerstand tegen FSN-naalden, waardoor het risico op letsel toeneemt en zelfs de onderzoeksgegevens kunnen worden aangetast. Anesthesie kan ook van invloed zijn op de onderzoeksresultaten. Daarom is er behoefte aan strategieën bij FSN-therapie bij dieren die letsel tijdens de interventie minimaliseren. Deze studie maakt gebruik van een chronisch vernauwingsletselmodel bij Sprague-Dawley-ratten om neuropathische pijn op te wekken. Dit model repliceert de pijn die wordt veroorzaakt door zenuwbeschadiging die bij mensen wordt waargenomen door chirurgische vernauwing van een perifere zenuw, waarbij de compressie of beknelling wordt nagebootst die wordt gezien bij aandoeningen zoals zenuwcompressiesyndromen en perifere neuropathieën. We introduceren een geschikte manipulatie voor het gemakkelijk inbrengen van een FSN-naald in de onderhuidse laag van het lichaam van het dier, inclusief het inbrengen en richten van de naald, het vasthouden van de naald en zwaaiende bewegingen. Het minimaliseren van het ongemak van de rat voorkomt dat de rat gespannen is, waardoor de spier samentrekt en de invoer van de naald belemmert en de onderzoeksefficiëntie verbetert.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuropathische pijn, gedefinieerd als pijn veroorzaakt door zenuwbeschadiging, treft naar schatting 6,9%-10% van de wereldbevolking, en de gerapporteerde prevalentie tijdens het leven is 49%-70%1,2. Het wordt ook beschouwd als een van de moeilijkste pijnsyndromen om te behandelen. Het gebruik van farmacologische middelen om neuropathische pijn te beheersen heeft beperkt succes opgeleverd, aangezien vaak voorgeschreven pijnstillers zoals niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen en opioïden weinig werkzaamheid hebben getoond bij het verlichten van dit soortpijn3,4. Er is daarom een grote behoefte om nieuwe behandelingsopties te verkennen, met name niet-medicamenteuze behandelingen. Acupunctuur, als niet-farmacologische interventie, kan neuropathische pijn verlichten door pijnstillende effecten uit te oefenen op het somatosensorische systeem. Zowel klinische als preklinische studies hebben aangetoond dat acupunctuur effectief is bij het verlichten van neuropathische pijnsymptomen zonder significante bijwerkingen 5,6,7. Het centrale mechanisme van acupunctuurbehandeling voor pijnverlichting bij neuropathische pijn moet echter nog verder worden onderzocht.

In de afgelopen jaren heeft Fu's subcutane needling (FSN) aan populariteit gewonnen voor de behandeling van pijngerelateerde neurologische aandoeningen8. FSN is ontstaan uit de traditionele Chinese acupunctuur en werd voor het eerst beschreven door de traditionele Chinese arts Zhonghua Fu in 1996 9,10. Hoewel FSN afkomstig is uit de traditionele acupunctuur, verschilt het aanzienlijk in zijn technieken en theorieën van op meridiaan gebaseerde acupunctuur, yin en yang-principes en acupunctuurpuntconcepten. FSN legt meer nadruk op neurofysiologische en anatomische benaderingen om myofasciale pijn effectief aan te pakken11. FSN-therapie wordt in de klinische praktijk toegepast om verschillende pijnlijke spieraandoeningen aan te pakken, gericht op het bindweefsel dat nauw verbonden is met de spieren, met name gericht op de behandeling van gespannen spieren (TM's)12. Als aanvullende therapie voor pijnverlichting is er ook klinisch bewijs dat FSN effectief is bij de behandeling van verwondingen aan de weke delen, naast een snelle pijnbestrijding en een significante verbetering van spasmen van zacht weefsel13,14. FSN-therapie omvat specifieke technieken die zijn afgestemd op de onderliggende myofasciale triggerpoints (MTrP's) die verband houden met de aandoening. De positie van het inbrengen van de FSN-naald wordt zorgvuldig gekozen op basis van de locatie van deze triggerpoints, waardoor de getroffen gebieden nauwkeurig kunnen worden gericht. Tijdens de procedure wordt de FSN-naald in de onderhuidse laag ingebracht, waar deze opzettelijk wordt gestopt om de therapeutische effecten te optimaliseren. Vervolgens wordt een kenmerkende techniek gebruikt die bekend staat als de zwaaibeweging, waarbij een zachte oscillerende beweging van de naald wordt gebruikt om de weefsels te stimuleren en de therapeutische reacties te bevorderen10. De ontwikkeling van MTrP's wordt geassocieerd met de energiecrisistheorie, die uitlegt dat factoren zoals chronische spieroverbelasting, overmatige lichaamsbeweging, onjuiste inspanningshoudingen, spieratrofie en degeneratie kunnen bijdragen aan het ontstaan van ischemie en hypoxie van spierweefsel. Dit zuurstof- en energietekort in het spierweefsel wordt verondersteld een sleutelrol te spelen bij de vorming van MTrP's15,16. Eerdere dierstudies hebben aangetoond dat FSN-behandeling voor chronische pijn bij ratten de morfologische structuur en functie van mitochondriën in TM's tot op zekere hoogte verbetert, wat het potentieel van FSN-therapie valideert om het herstel van beschadigde zenuwen en spieren tebevorderen17.

Ischias is geclassificeerd als neuropathische pijn18. De oorsprong van neuropathische pijn wordt verondersteld ergens tussen de motorische eindplaat en de buitenste vezelige laag van de spier te liggen, waarbij het microvasculaire systeem en neurotransmitters op cellulair niveau betrokken zijn. Verlies van spierinnervatie en apoptose van geïnnerveerde zenuwcellen treedt op wanneer zenuwbeschadiging optreedt19, wat leidt tot pijngerelateerde gang in het aangedane ledemaat. Bovendien kan chronische compressie of irritatie van de zenuw leiden tot een verscheidenheid aan veranderingen in de manier waarop zenuwfuncties worden uitgevoerd, wat de symptomen vanischias verder kan verergeren. De complexiteit van het zenuwstelsel maakt het echter moeilijk om het in vitro te repliceren, waardoor het gebruik van diermodellen voor dergelijke studies noodzakelijk is. Bij het onderzoek naar neuropathische pijnstoornissen worden vaak modelorganismen gebruikt, waarbij verschillende methoden van direct perifeer zenuwletsel betrokken zijn, zoals ligatuur, doorsnede of compressie van de heupzenuw21,22. Het model voor chronisch vernauwingsletsel (CCI) bij Sprague-Dawley-ratten is gebruikt om neuropathische pijn op te wekken. Dit model repliceert de pijn die wordt veroorzaakt door zenuwbeschadiging die bij mensen wordt waargenomen door chirurgische vernauwing van een perifere zenuw, waarbij de compressie of beknelling wordt nagebootst die wordt gezien bij aandoeningen zoals zenuwcompressiesyndromen en perifere neuropathieën.

In deze studie evalueerden we de pijnstillende effecten van FSN-therapie en laagfrequente elektrotherapie (transcutane elektrische zenuwstimulator, TENS) bij ratten met chronisch vernauwingsletsel en neuropathische pijn. Omdat anesthesie zenuwimpulsen vertraagt of blokkeert en de synaptische transmissie en neuronale functie beïnvloedt23, kunnen dieren niet worden verdoofd bij alle naaldprocedures en zwaaibewegingen. Daarom is een geschikte naaldtechniek vereist om ongemak bij ratten te verminderen. De stappen voor het opstellen van een CCI-model voor ratten, de manier waarop de ratten werden behandeld met FSN, gecombineerd met zwaaibewegingen zonder verdoving, haalbare gedragspatroontests bij dieren en elektrofysiologisch onderzoek worden in detail beschreven.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures waarbij proefdieren betrokken zijn, zijn in oktober 2022 goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van het Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taiwan (111031) (Figuur 1).

1. Voorbereiding van dieren

  1. Koop 48 mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten (leeftijd: 8-10 weken, gewicht: 250-300 g).
  2. Huisratten individueel in geventileerde kooien bij 24 ± 2 °C en een donker- en lichtcyclus van 12 uur.
  3. Geef ratten een standaard pelletdieet met steriel drinkwater dat klaar is voor gebruik en zorg voor zacht strooisel.

2. Groepering van dieren

  1. Verdeel willekeurig 48 SD-ratten in zes groepen (n = 8 per groep): de schijngroep, de CCI-groep, de CCI+FSN-groep, de CCI+TENS-groep, de FSN-groep alleen en de TENS-groep alleen, zoals in de vorige studie uitgevoerd door Chan et al.24.
    OPMERKING: De details van zes groepen: (1) Schijngroep: geen operatie en geen behandeling; (2) CCI-groep: voorbereid op een operatie zonder behandeling; (3) CCI+FSN-behandelingsgroep: FSN-behandeling na succesvolle CCI-modellering; (4) CCI+TENS-behandelingsgroep: TENS-behandeling na succesvolle CCI-modellering; (5) FSN-behandeling alleen groep: alleen FSN-behandeling zonder operatie; (6) TENS-behandeling alleen groep: alleen TENS-behandeling zonder operatie.

3. Opstellen van een CCI-rattenmodel

OPMERKING: Het CCI-operatiemodel bij ratten werd aangepast volgens Bennett en Xie uitgevoerd in 198825.

  1. Zorg ervoor dat de operator een chirurgisch masker, een wegwerpoperatiekap en steriele handschoenen draagt.
  2. Desinfecteer het oppervlak van de operatietafel met 70% ethanol. Steriliseer instrumenten (bijv. scharen, tangen en oprolmechanismen), gaas, nietjes en wattenstaafjes door middel van autoclaveren.
    OPMERKING: Aseptische technieken worden gebruikt tijdens de chirurgische ingreep.
  3. Verdoof de ratten met 4% isofluraan na standaard huidvoorbereiding (scheren) en onderhoud met 2% isofluraan (figuur 2A).
    1. Bevestig de juiste diepte van anesthesie door het gebrek aan respons na het knijpen van de achterpoot te observeren en de verdoofde ratten gedurende de hele procedure te controleren.
    2. Breng voldoende veterinaire oogzalf aan op de ogen ter bescherming tegen uitdroging.
  4. Leg de rat in buikligging op de operatietafel en scheer het haar aan de zijkant van de rechter achterpoot en desinfecteer vervolgens de huid driemaal met povidonjodiumoplossing en 75% ethanol. Zorg voor thermische ondersteuning tijdens de procedure en gebruik steriele doeken om de operatieplaats te bedekken.
    1. Maak een parallelle incisie in de huid 3-4 mm onder het dijbeen van ongeveer 20-50 mm.
    2. Geef prioriteit aan de identificatie van de posities van gluteus maximus en biceps femoris. Scheid het onderhuidse vet en de oppervlakkige fascia laag voor laag met een chirurgische schaar en snijd door het omliggende bindweefsel om de spier bloot te leggen (Figuur 2B).
      OPMERKING: Om de onderhuidse vet- en oppervlakkige fascialagen te onderscheiden, observeert u de textuur en kleur. De onderhuidse vetlaag moet er zacht en buigzaam uitzien met een geelachtig of witachtig uiterlijk. De oppervlakkige fascia is een dunne vezelige laag die zich direct onder het onderhuidse vet bevindt. Maak onderscheid tussen de lagen door zachtjes te palperen of te sonderen met een stomp instrument, waarbij u opmerkt dat het onderhuidse vet meer weerstand biedt tegen druk in vergelijking met de oppervlakkige fascia.
  5. Knip met een botte schaar het bindweefsel tussen de oppervlakkige gluteus- en biceps femoris-spieren door.
    1. Vergroot de opening tussen deze twee spieren met behulp van een retractor om de heupzenuw bloot te leggen (Figuur 2C).
      OPMERKING: Om de heupzenuw bij een rat visueel te identificeren, concentreert u zich op het dijgebied. Lokaliseer het middelpunt van het dijgebied om de heupzenuw te visualiseren. Meestal loopt de zenuw langs het achterste deel van de dij, beginnend bij het heupgebied en zich uitstrekkend naar de knie.
    2. Zonder de zenuwmorfologie te veranderen, plukt u de heupzenuw met een micronaald door een goede lichtbron. Maak de heupzenuw twee keer los met behulp van 3-0 chromische darmligaturen, waarbij de ligatuurpunten ongeveer 1 mm uit elkaar tussen de twee hechtingen worden geplaatst.
    3. Begin met een losse lus voor elke ligatuur, pak de uiteinden van de ligatuur dicht bij de lus vast en draai ze vast totdat de lus net goed vastzit, zodat de ligatuur niet langs de zenuw glijdt. Stop wanneer lichte spiertrekkingen van het ledemaat worden waargenomen tijdens het afbinden (Figuur 2D).
  6. Sluit de spier en huid laag voor laag met 4-0 hechtlijnen. Desinfecteer ten slotte de wond met jodium (Figuur 2E).
  7. Houd de vitale functies van de ratten nauwlettend in de gaten tijdens de anesthesie en plaats ze in individuele herstelkooien totdat ze wakker zijn voordat u ze terug in hun kooien plaatst. Bekleed de kooien met plat papier strooisel om verstikking bij bewusteloze dieren te voorkomen. Een korte spiertrekkingen in het postoperatieve ledemaat duiden op een succesvolle operatie (Figuur 2F).
  8. Voer meerdere keren pijnovergevoeligheidstesten uit vóór CCI (baseline) en op verschillende tijdstippen na CCI.
  9. Observeer op spontane pijn en gedragsveranderingen op dag 1, 3, 5 en 7 na de modelbouw.
    NOTITIE: Let op het looppatroon en de houding van de rechter achterpoot en de aanwezigheid van likken en bijten op de ledemaat.
    1. Identificeer de aanwezigheid van neuropathische pijn om de succesvolle oprichting van het model te bepalen en niet-succesvolle ratten uit te sluiten.
      OPMERKING: Beoordeel het succes van het model door tekenen te observeren zoals zwakte bij het lopen van de onderste ledematen, tenen van de rechterledemaat die bij elkaar worden gehouden met milde valgus, frequent bungelen en onwil om te landen. Observeer de rat die staat met de linker achterpoot die het gewicht ondersteunt, terwijl de rechter achterpoot omhoog en dicht bij de buik staat.

4. Toediening van FSN-manipulatie

  1. Fixeer de rat van de FSN-behandelingsgroep (inclusief CCI+FSN en FSN alleen-groep) in de knaagdierfixatie met het aangedane ledemaat zijdelings blootgesteld. Zorg voor thermische ondersteuning tijdens de hele procedure. Beide groepen werden behandeld met FSN-wegwerpnaalden (Figuur 3A).
  2. Strek zonder verdoving de achterpoten van de rat geleidelijk en langzaam uit totdat ze strak gespannen zijn (Figuur 3B).
    OPMERKING: De rattenkop is bedekt met een chirurgisch laken om het dier kalm en stabiel te houden. Strek de poot niet te ver uit om de rat te verwonden. Observeer de reactie van de rat nauwlettend op tekenen van angst of ongemak. Als de rat tekenen van pijn of ongemak vertoont, stop dan met de extensie en zorg voor een pauze voordat u het opnieuw probeert.
  3. Verwijder de beschermhuls van de FSN-naald.
    1. Steek de punt van de FSN-naald in de richting van de TM's (spieren met MTrP's), ongeveer dicht bij de gluteus maximus-spier, gelegen op de onderrug en achterkant.
  4. Plaats de FSN-naald plat en ga onder een hoek van ongeveer 15° de huid in.
    1. Duw het voorzichtig en snel door de huid en in de onderhuidse ruimte om stress bij de rat te voorkomen totdat het volledig is ingebracht. Zorg ervoor dat de naald voldoende is ingebracht om de zachte buis volledig onder de huid te begraven.
    2. Wanneer u naar voren duwt, tilt u de naaldpunt iets op om te zien of de huiduitstulping langs de naaldpunt beweegt (Figuur 3C).
  5. Voer de zwaaiende beweging uit door de FSN-naaldpunt soepel en zacht uit te waaieren met de duim als steunpunt terwijl u de wijsvinger, middelvinger en ringvinger in een rechte lijn houdt.
    1. Houd de FSN-naald tussen de middelvinger en duim in een face-to-face positie en wissel de beweging heen en weer af met de wijs- en ringvinger.
    2. Stel de frequentie in op 100 slagen per minuut en voer de handeling ongeveer 1 minuut uit (Figuur 3D).
  6. Trek na het voltooien van de manipulatie snel de FSN-naald terug.
    OPMERKING: De bewerking werd elke 2 dagen uitgevoerd voor een totaal van vier sessies (dag 1, 3, 5 en 7 nadat het CCI-model was gemaakt). FSN-wegwerpnaalden moeten één keer worden gebruikt. Herhaald gebruik zal de naald bot maken en meer pijn bij ratten veroorzaken.

5. Toediening van TENS-manipulatie

  1. Fixeer de rat van de TENS-behandelingsgroep (inclusief CCI+TENS en TENS alleen-groep) in de knaagdierfixatie met het aangedane ledemaat zijdelings blootgesteld. Zorg voor thermische ondersteuning tijdens de hele procedure. Zorg ervoor dat de vacht wordt geschoren voordat deze wordt behandeld.
    OPMERKING: De elektroden werden op 45 mm (lengte) bij 5 mm (breedte) gesneden (Figuur 4A).
  2. Kies Zusanli-punt (ST36) en Sanyinjiao-punt (SP6) als locaties voor TENS. Dit is gebaseerd op de theorie voor de behandeling van neuropathische pijn26,27.
    1. Lokaliseer het Zusanli-punt (ST36) ongeveer 5 mm lateraal van de voorste knobbel van het scheenbeen tussen het scheenbeen en het kuitbeen net onder de knie28.
    2. Lokaliseer het Sanyinjiao-punt (SP6) aan de achterrand van het scheenbeen, 3 mm proximaal van de mediale malleolus28.
      OPMERKING: Beide acupunctuurpunten worden gelokaliseerd door handmatige inspectie zoals beschreven door Stux en Pomeranz en in de dierenacupunctuuratlas 28,29 (Figuur 4B).
  3. Lever een laagfrequente elektrische stimulatie (2 Hz continue sinusgolf, 3 mA) gedurende 10 minuten met behulp van het TENS-apparaat met de elektrode aangebracht op het been rond de zenuw. Bedek de kop van de rattenkop met een chirurgisch laken om het kalm en stabiel te houden.
    OPMERKING: Deze procedure wordt elke 2 dagen uitgevoerd voor een totaal van vier sessies (dag 1, 3, 5 en 7 nadat het CCI-model is gemaakt).

6. Fysiologische metingen ter uitvoering van de gedragstest bij dieren

OPMERKING: Ischiasfunctie-index (SFI)30 is een veelgebruikte index door onderzoekers die pathologie en mogelijke behandeling van zenuwletsels bestuderen, bepaald door de geometrie van de aangedane achterpoot bij gewonde ratten te vergelijken met die van de contralaterale poot en deze te vergelijken met de andere poot.

  1. Ontwerp loopbruggen voor ratten met helder plexiglas en kantelspiegels om de voetafdrukken en lichaamsoriëntatie van ratten tijdens de wandeling vast te leggen.
    OPMERKING: De loopbrug is een platform van 10 cm lang, 50 cm breed en 15 cm hoog met een witte papieren voering aan de onderkant (Figuur 5A).
  2. Plaats de ratten voorzichtig en vrij in de doos en laat ze minimaal 5 minuten acclimatiseren aan hun nieuwe omgeving voordat ze opnemen.
    OPMERKING: Er wordt speciale aandacht besteed aan het minimaliseren van onnodige stress bij het dier om het mogelijke effect op de houdingsspierspanning te voorkomen.
  3. Doop de poten van de rat in rode inkt en laat de rat langs de loopstrook lopen, waarbij je sporen achterlaat op het rugpapier. Noteer voor elke test ten minste 2 seconden continu lopen. Laat de rat minstens 3 keer in één richting lopen (Figuur 5B).
    NOTITIE: Breng sneldrogende, niet-giftige, in water oplosbare rode inkt aan op beide achterpoten om de voetafdrukken van de achterpoten duidelijk zichtbaar te maken.
  4. Droog aan het einde van het experiment de loopbrugstroken om de parameters te meten. Meet hun voetafdrukken met een liniaal en rond af op de dichtstbijzijnde 0,5 mm.
    OPMERKING: Drie duidelijke voetafdrukken van elke rat werden geselecteerd uit verschillende voetafdrukken en drie verschillende parameters werden gemeten. Factoren voor SFI zijn onder meer printlengte (PL), teenspreiding (TS) en tussenliggende teenspreiding (ITS).
    SFI-waarden worden berekend met behulp van de volgende formule31:
    figure-protocol-1
    (EPL, experimentele printlengte; NPL, normale afdruklengte; ETS, experimentele teenspreiding; NTS, normale teenspreiding; EIT, experimentele intermediaire teenspreiding; NIT, tussenliggende teenspreiding.)
    SFI = 0 en - 100 duidt op normale en volledige disfunctie. Ratten die met hun tenen sleepten, kregen willekeurig een waarde van -100 toegewezen. Voor een normale neurologische functie schommelt de SFI rond 0, terwijl rond -100 SFI staat voor volledige disfunctie32.

7. Neurofysiologische beoordeling door middel van elektrofysiologische meting33

OPMERKING: Elektromyografie werd gebruikt om de elektrofysiologische activiteit in deze studie vast te leggen. De samengestelde spieractiepotentiaal (CMAP) wordt veroorzaakt door de activering van spiervezels in de doelspier die door de zenuw wordt geleverd. CMAP-amplitude en latentie worden onderzocht. De CMAP-amplitude wordt gemeten vanaf de basislijn tot de negatieve piek. De latentie van CMAP's wordt bepaald door de tijd te meten tussen de toepassing van de stimulus en het begin van de samengestelde actiepotentiaal, die wordt beïnvloed door de afstand tussen de stimulatieplaats en de opnameplaats. Elektrofysiologie biedt een objectieve beoordeling van de perifere zenuwfunctie bij ratten.

  1. Dien Zoletil 50 (40 mg/kg, ip) toe om de ratten te verdoven. Bereid de huid voor volgens de standaard protocollen (scheren).
  2. Plaats zelfklevende wegwerpelektroden (20 mm buitendiameter) op de daarvoor bestemde plaatsen. Bevestig de opname-elektroden aan de laterale en dorsale oppervlakken van de gastrocnemiusspier (Figuur 6A).
  3. Pas elektrische stimulatie (intensiteit 1,2 mA) toe op de rechter proximale heupzenuwstam. Noteer een samengesteld spieractiepotentiaal (CMAP) op de buik van de gastrocnemius-spier (Figuur 6B).
    NOTITIE: Wees voorzichtig bij het inbrengen van de elektroden om het spierweefsel te vermijden.
  4. Noteer het effect van drie herhaalde metingen voor elke rat.
    OPMERKING: CMAP wordt uitgedrukt als het gemiddelde ± SD van elke groep. Het signaal werd versterkt door een versterker, gefilterd (0,3-3 kHz). Na integratie (tijdconstante = 0,05 s) worden zowel het oorspronkelijke signaal als het geïntegreerde signaal ingevoerd. Het originele signaal en het geïntegreerde signaal worden vervolgens gedigitaliseerd in het PowerLab-systeem en opgeslagen op de harde schijf van de computer.
  5. Na het voltooien van de elektrofysiologische procedures, verplaatst u de rat naar een andere kooi en houdt u hem in de gaten totdat hij weer voldoende bij bewustzijn is om een sternale liggende positie te behouden. Zodra de rat volledig is hersteld van de verdoving, brengt u hem terug naar zijn oorspronkelijke kooi.

8. Statistieken:

  1. Evalueer verschillen in SFI en CMAP's tussen groepen met behulp van variantieanalyse met herhaalde metingen (ANOVA).
  2. Kwantificeer de gegevens door assistenten die blind zijn voor de experimentele omstandigheden. Druk de gegevens uit als gemiddelde ± standaarddeviatie.
  3. Vergelijk de gegevens, indien van toepassing, met behulp van de tweezijdige gepaarde en ongepaarde t-toets van de student. Stel de statistische significantie vast als p < 0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Voetafdrukken en bepaling van de SFI
We onderzochten de ontwikkeling van SFI in de CCI-groepen alleen, CCI+FSN en CCI+TENS (figuur 7). Na 4 sessies FSN- en TENS-behandelingen op dag 7 voor CCI-chirurgie, verbeterde de SFI in de CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) en CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) groepen significant in vergelijking met de CCI-groep alleen (-87,40 ± 14,22). De verbetering was significant in de CCI+FSN-groep in vergelijking met de CCI+TENS-groep (figuur ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie observeert het effect van FSN-behandeling op neuropathische pijn in CCI-modellen bij ratten. Deze studie presenteert een protocol voor SFI en elektrofysiologische tests om de therapeutische effecten na FSN- of TENS-behandeling te evalueren. Bovendien illustreert het hoe het functionele herstel van de beschadigde zenuw kan worden geëvalueerd met behulp van niet-invasieve gedragstests en fysiologische metingen. De resultaten toonden aan dat de FSN-behandeling na CCI-geïnduceerde heupzenuwpijn een significant be...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs verklaren dat er geen sprake is van tegenstrijdige belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door een subsidie van het dierencentrum van Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taiwan. De auteurs willen het Show Chwan Memorial Hospital IRCAD TAIWAN bedanken voor hun onschatbare steun en hulp tijdens dit onderzoeksproject.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
ForcepsWorld Precision Instruments14098
Fu’s subcutaneous needlingNanjing Paifu Medical Science and Technology Co. FSN-naalden zijn ontworpen voor eenmalig gebruik. De FSN-naald bestaat uit drie delen: een massieve stalen naaldkern (onder), een zachte behuizingspijp (midden) en een beschermende schede (boven).
Medelec Synergy elektromyografieOxford Instrument Medical Ltd.034W003 Elektromyogram (EMG) worden gebruikt om te helpen bij de diagnose en behandeling van aandoeningen zoals neuropathieën. Bevat een draagbaar tweekanaals elektromyografie/zenuwgeleidingssnelheidssysteem.
Normale zoutoplossing (0,9%) 20 mLTaiwan Biotech Co.,Ltd.4711916010323Lot: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 VIOLET 30" CV-25UNITED STATES SURGICAL, A DIVISION OF TYCO HEALTHCGL-181
RetractorCOOPERSURGICAL, INC.(USA)3311-8G
RompunElanco Animal Health Korea Co. Ltd.27668
SCISSORS CVD 90MMBBRUANXG-LBB-BC101R
Transcutane elektrische zenuwstimulatieWell-Life Healthcare Co.Modelnummer 2205ADigitale eenheid die TENS biedt. Wordt geleverd met patiëntendraden, zelfklevende elektroden, 3 AAA-batterijen en instructies in een zachte draagtas. Interval AAN-tijd 1–30 s. Interval UIT-tijd 1–30 s.
Zoletil VIRRBAC8V8HA

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. van Hecke, O., Austin, S. K., Khan, R. A., Smith, B. H., Torrance, N. Neuropathic pain in the general population: a systematic review of epidemiological studies. Pain. 155 (4), 654-662 (2014).
  2. Younes, M., et al. Prevalence and risk factors of disk-related sciatica in an urban population in Tunisia. Joint Bone Spine. 73 (5), 538-542 (2006).
  3. Woolf, C. J., Mannion, R. J. Neuropathic pain: aetiology, symptoms, mechanisms, and management. Lancet. 353 (9168), 1959-1964 (1999).
  4. Baron, R., et al. Neuropathic low back pain in clinical practice. European Journal of Pain. 20 (6), 861-873 (2016).
  5. Ma, X., et al. Potential mechanisms of acupuncture for neuropathic pain based on somatosensory system. Frontiers in Neuroscience. 16, 940343(2022).
  6. Jang, J. H., et al. Acupuncture alleviates chronic pain and comorbid conditions in a mouse model of neuropathic pain: the involvement of DNA methylation in the prefrontal cortex. Pain. 162 (2), 514-530 (2021).
  7. He, K., et al. Effects of acupuncture on neuropathic pain induced by spinal cord injury: A systematic review and meta-analysis. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 6297484(2022).
  8. Fu, Z., Lu, D. Fu's Subcutaneous Needling: A Novel Therapeutic Proposal. Acupuncture - Resolving Old Controversies and Pointing New Pathways. IntechOpen. , (2019).
  9. Fu, Z. H. The Foundation of Fu's Subcutaneous Needling. , People's Medical Publishing House, Co, Ltd. China. (2016).
  10. Fu, Z. H., Chou, L. W. Fu's Subcutaneous Needling, Trigger Point Dry Needling: An Evidence and Clinical-Based Approach. 2nd Edition. , Elsevier Health Sciences. Chapter 16 255-274 (2018).
  11. Fu, Z., Shepher, R. Fu's Subcutaneous Needling, a Modern Style of Ancient Acupuncture? Acupuncture in Modern Medicine. IntechOpen. , (2013).
  12. Chiu, P. E., et al. Efficacy of Fu's subcutaneous needling in treating soft tissue pain of knee osteoarthritis: A randomized clinical trial. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 7184(2022).
  13. Huang, C. H., Lin, C. Y., Sun, M. F., Fu, Z., Chou, L. W. Efficacy of Fu's Subcutaneous Needling on Myofascial Trigger Points for Lateral Epicondylalgia: A randomized control trial. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2022, 5951327(2022).
  14. Huang, C. H. Rapid improvement in neck disability, mobility, and sleep quality with chronic neck pain treated by Fu's subcutaneous needling: A randomized control study. Pain Research and Management. 2022, 7592873(2022).
  15. Chou, L. W., Hsieh, Y. L., Kuan, T. S., Hong, C. Z. Needling therapy for myofascial pain: recommended technique with multiple rapid needle insertion. Biomedicine (Taipei). 4 (2), 13(2014).
  16. Ye, L., et al. Depression of mitochondrial function in the rat skeletal muscle model of myofascial pain syndrome is through down-regulation of the AMPK-PGC-1α-SIRT3 axis. Journal of Pain Research. 13, 1747-1756 (2020).
  17. Li, Y., et al. Effects of Fu's subcutaneous needling on mitochondrial structure and function in rats with sciatica. Molecular Pain. 18, 17448069221108717(2022).
  18. Perreault, T., Fernández-de-Las-Peñas, C., Cummings, M., Gendron, B. C. Needling interventions for sciatica: Choosing methods based on neuropathic pain mechanisms-A scoping review. Journal of Clinical Medicine. 10 (10), 2189(2021).
  19. Weller, J. L., Comeau, D., Otis, J. A. D. Myofascial pain. Seminars in Neurology. 38 (6), 640-643 (2018).
  20. Grøvle, L., et al. The bothersomeness of sciatica: patients' self-report of paresthesia, weakness and leg pain. European Spine Journal. 19 (2), 263-269 (2010).
  21. Jaggi, A. S., Jain, V., Singh, N. Animal models of neuropathic pain. Fundament Clinical Pharmacology. 25 (1), 1-28 (2011).
  22. Burma, N. E., Leduc-Pessah, H., Fan, C. Y., Trang, T. Animal models of chronic pain: Advances and challenges for clinical translation. Journal of Neuroscience Research. 95 (6), 1242-1256 (2017).
  23. McCann, M. E., Soriano, S. G. Does general anesthesia affect neurodevelopment in infants and children. British Medical Journal. 367, 6459(2019).
  24. Chan, K. Y., et al. Ameliorative potential of hot compress on sciatic nerve pain in chronic constriction injury-induced rat model. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 14, 859278(2022).
  25. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
  26. Somers, D. L., Clemente, F. R. Transcutaneous electrical nerve stimulation for the management of neuropathic pain: The effects of frequency and electrode position on prevention of allodynia in a rat model of complex regional pain syndrome type II. Physical Therapy. 86 (5), 698-709 (2006).
  27. Xing, G., Liu, F., Wan, Y., Yao, L., Han, J. Electroacupuncture of 2 Hz induces long-term depression of synaptic transmission in the spinal dorsal horn in rats with neuropathic pain. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 35 (5), 453-457 (2003).
  28. Schone, A. M. Veterinary Acupuncture: Ancient Art to Modern Medicine. , American Veterinary Publication. (1999).
  29. Stux, G., Pomeranz, B. Acupuncture: Textbook and Atlas. , Springer-Verlag. Berlin. (1987).
  30. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  31. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  32. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  33. Wild, B. M., et al. In vivo electrophysiological measurement of the rat ulnar nerve with axonal excitability testing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (132), e56102(2018).
  34. Wong, J. Y., Rapson, L. M. Acupuncture in the management of pain of musculoskeletal and neurologic origin. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 10 (3), 531-545 (1999).
  35. Qin, Z., Liu, X., Yao, Q., Zhai, Y., Liu, Z. Acupuncture for treating sciatica: A systematic review protocol. BMJ Open. 5 (4), 007498(2015).
  36. Zhi, M. J., et al. Application of the chronic constriction injury of the partial sciatic nerve model to assess acupuncture analgesia. Journal of Pain Research. 10, 2271-2280 (2017).
  37. Fu, Z. H., Xu, J. G. A brief introduction to Fu's subcutaneous needling. Pain Clinic. 17, 343-348 (2005).
  38. Peng, J., et al. The effect of Fu's subcutaneous needling combined with reperfusion approach on surface electromyography signals in patients with cervical spondylosis and neck pain: A clinical trial protocol. Biomed Research International. 2022, 1761434(2022).
  39. Fu, Z. H., Wang, J. H., Sun, J. H., Chen, X. Y., Xu, J. G. Fu's subcutaneous needling: possible clinical evidence of the subcutaneous connective tissue in acupuncture. Journal Alternative and Complementary Medicine. 13 (1), 47-51 (2007).
  40. Harrison, T. M., Churgin, S. M. Acupuncture and traditional Chinese veterinary medicine in zoological and exotic animal medicine: A review and introduction of methods. Veterinary Science. 9 (2), 74(2022).
  41. Gollub, R. L., Hui, K. K., Stefano, G. B. Acupuncture: pain management coupled to immune stimulation. Zhongguo Yao Li Xue Bao. 20 (9), 769-777 (1999).
  42. Simons, D. G., Travell, J., Simons, L. E. Myofascial Pain and Dysfunction: The Trigger Point Manual. 2nd ed. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1999).
  43. Gerwin, R. D., Dommerholt, J., Shah, J. P. An expansion of Simons' integrated hypothesis of trigger point formation. Current Pain and Headache Reports. 8 (6), 468-475 (2004).
  44. Hong, C. Z., Simons, D. G. Pathophysiologic and electrophysiologic mechanisms of myofascial trigger points. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 79 (7), 863-872 (1998).
  45. Fu, Z., et al. Remote subcutaneous needling to suppress the irritability of myofascial trigger spots: an experimental study in rabbits. Evidence Based Complement and Alternative Medicine. 2012, 353916(2012).
  46. Hsieh, Y. L., Yang, C. C., Liu, S. Y., Chou, L. W., Hong, C. Z. Remote dose-dependent effects of dry needling at distant myofascial trigger spots of rabbit skeletal muscles on reduction of substance P levels of proximal muscle and spinal cords. Biomed Research International. 2014, 982121(2014).
  47. Ma, K., et al. Peripheral nerve adjustment for postherpetic neuralgia: a randomized, controlled clinical study. Pain Medicine. 14 (12), 1944-1953 (2013).
  48. Gao, Y., Sun, J., Fu, Z., Chiu, P. E., Chou, L. W. Treatment of postsurgical trigeminal neuralgia with Fu's subcutaneous needling therapy resulted in prompt complete relief: Two case reports. Medicine. 102 (9), e33126(2023).
  49. Lucas, L. R., Wang, C. J., McCall, T. J., McEwen, B. S. Effects of immobilization stress on neurochemical markers in the motivational system of the male rat. Brain Research. 1155, 108-115 (2007).
  50. Yang, C. H., et al. Effect of electroacupuncture on response to immobilization stress. Pharmacology, Biochemistry, and Behavior. 72 (4), 847-855 (2002).
  51. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  52. Cantwell, S. L. Traditional Chinese veterinary medicine: the mechanism and management of acupuncture for chronic pain. Topics in Companion Animal Medicine. 25 (1), 53-58 (2010).
  53. Liebano, R. E., Rakel, B., Vance, C. G. T., Walsh, D. M., Sluka, K. A. An investigation of the development of analgesic tolerance to TENS in humans. Pain. 152 (2), 335-342 (2011).
  54. Khalil, Z., Merhi, M. Effects of aging on neurogenic vasodilator responses evoked by transcutaneous electrical nerve stimulation: relevance to wound healing. The Journals of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 55 (6), B257-B263 (2000).
  55. Sato, K. L., Sanada, L. S., Silva, M. D. D., Okubo, R., Sluka, K. A. Transcutaneous electrical nerve stimulation, acupuncture, and spinal cord stimulation on neuropathic, inflammatory and, non-inflammatory pain in rat models. The Korean Journal of Pain. 33 (2), 121-130 (2020).
  56. Maeda, Y., Lisi, T. L., Vance, C. G., Sluka, K. A. Release of GABA and activation of GABA(A) in the spinal cord mediates the effects of TENS in rats. Brain Research. 1136 (1), 43-50 (2007).
  57. Degrugillier, L., et al. A new model of chronic peripheral nerve compression for basic research and pharmaceutical drug testing. Regenerative Medicine. 16 (10), 931-947 (2021).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Neuropathisch pijnmodelelektrofysiologisch onderzoekgedragsmatige beoordelingrattenpijnmodeltranscutane elektrische zenuwstimulatieSciatic Function Indexzenuwcompressie

Gerelateerde artikelen