Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Karakterisering van vasculaire morfologie van neovasculaire leeftijdsgebonden maculadegeneratie door indocyaninegroene angiografie

1.9K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65682

⸱

11 augustus 2023

 ,  ,  ,  , 
1Cullen Eye Institute, Baylor College of Medicine

In dit artikel

Samenvatting

Momenteel is fluoresceïne-angiografie (FA) de voorkeursmethode voor het identificeren van lekkagepatronen in diermodellen van choroïdale neovascularisatie (CNV). FA geeft echter geen informatie over vasculaire morfologie. Dit protocol schetst het gebruik van indocyaninegroene angiografie (ICGA) om verschillende laesietypes van lasergeïnduceerde CNV in muismodellen te karakteriseren.

Samenvatting

Leeftijdsgebonden maculadegeneratie (AMD) is een belangrijke oorzaak van blindheid bij oudere personen en de prevalentie ervan neemt snel toe als gevolg van de vergrijzing van de bevolking. Choroïdale neovascularisatie (CNV) of natte LMD, die goed is voor 10%-20% van alle AMD-gevallen, is verantwoordelijk voor een alarmerende 80%-90% van AMD-gerelateerde blindheid. De huidige anti-VEGF-therapieën vertonen suboptimale responsen bij ongeveer 50% van de patiënten. Resistentie tegen anti-VEGF-behandeling bij CNV-patiënten wordt vaak geassocieerd met arteriolaire CNV, terwijl responders de neiging hebben om capillaire CNV te hebben. Hoewel fluoresceïne-angiografie (FA) vaak wordt gebruikt om lekkagepatronen bij natte AMD-patiënten en diermodellen te beoordelen, geeft het geen informatie over CNV-vasculaire morfologie (arteriolaire CNV versus capillaire CNV). Dit protocol introduceert het gebruik van indocyaninegroene angiografie (ICGA) om laesietypes te karakteriseren in lasergeïnduceerde CNV-muismodellen. Deze methode is cruciaal voor het onderzoeken van de mechanismen en behandelingsstrategieën voor anti-VEGF-resistentie bij natte LMD. Het wordt aanbevolen om ICGA naast FA op te nemen voor een uitgebreide beoordeling van zowel lekkage als vasculaire kenmerken van CNV in mechanistische en therapeutische onderzoeken.

Inleiding

Leeftijdsgebonden maculadegeneratie (AMD) is een veel voorkomende aandoening die leidt tot ernstig verlies van het gezichtsvermogen bij ouderepersonen1. Alleen al in de Verenigde Staten zal het aantal AMD-patiënten naar verwachting verdubbelen tot bijna 22 miljoen in 2050, vergeleken met de huidige 11 miljoen. Wereldwijd wordt verwacht dat het geschatte aantal AMD-gevallen tegen 2040 maar liefst 288 miljoen zal bedragen2 2.

Choroïdale neovascularisatie (CNV), ook bekend als "natte" of neovasculaire AMD, kan verwoestende effecten hebben op het gezichtsvermogen als gevolg van de vorming van abnormale bloedvaten onder het centrale netvlies. Dit leidt tot bloedingen, retinale exsudatie en aanzienlijk verlies van het gezichtsvermogen. De introductie van antivasculaire endotheliale groeifactor (VEGF)-therapieën, die zich richten op extracellulaire VEGF, heeft een revolutie teweeggebracht in de behandeling van CNV. Ondanks deze vooruitgang vertoont echter tot 50% van de patiënten suboptimale reacties op deze therapieën, met aanhoudende ziekteactiviteit zoals vochtophoping en onopgeloste of nieuwe bloedingen 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14.

Klinische studies hebben aangetoond dat anti-VEGF-resistentie bij CNV-patiënten vaak overeenkomt met de aanwezigheid van arteriolaire CNV, gekenmerkt door vertakkende arteriolen van groot kaliber, vasculaire lussen en anastomoseverbindingen9. Herhaalde anti-VEGF-behandeling kan bijdragen aan vaatabnormalisatie, de ontwikkeling van arteriolaire CNV en uiteindelijk resistentie tegen anti-VEGF-therapieën14,15. In gevallen van arteriolaire CNV is aanhoudende vloeistoflekkage waarschijnlijk te wijten aan verhoogde exsudatie veroorzaakt door onvoldoende gevormde tight junctions bij arterioveneuze anastomoselussen, vooral onder omstandigheden van hogebloedstroom. Omgekeerd hebben personen die goed reageren op anti-VEGF-behandeling de neiging om capillaire CNV te vertonen.

In onze studies met diermodellen hebben we aangetoond dat lasergeïnduceerd CNV bij oudere muizen arteriolaire CNV ontwikkelt en resistentie vertoont tegen anti-VEGF-behandeling16,17. Omgekeerd leidt lasergeïnduceerd CNV bij jongere muizen tot de ontwikkeling van capillair CNV en een hoge responsiviteit op anti-VEGF-behandeling. Het is dus van cruciaal belang om onderscheid te maken tussen CNV-vasculaire typen voor zowel mechanistisch als therapeutisch onderzoek.

In klinische omgevingen wordt CNV gewoonlijk geclassificeerd op basis van fluoresceïne-angiografie (FA)-lekkagepatronen (bijv. Type 1, Type 2), die fluoresceïnekleurstof gebruiken om exsudatie te volgen en gebieden met pathologische lekkage te identificeren. In AMD-onderzoek wordt CNV voornamelijk bestudeerd met behulp van FA in diermodellen. FA slaagt er echter niet in om de vasculaire morfologie van CNV te onthullen. Bovendien legt FA alleen beelden vast in het zichtbare lichtspectrum en kan het de choroïdale vasculatuur onder het retinale pigmentepitheel (RPE) niet visualiseren. Indocyaninegroen (ICG) daarentegen, dat een sterke affiniteit vertoont voor plasma-eiwitten, vergemakkelijkt de overheersende intravasculaire retentie en maakt visualisatie van de vasculaire structuur en debloedstroom mogelijk. Door gebruik te maken van de nabij-infrarode fluorescentie-eigenschap van ICG, wordt het mogelijk om het retinale en choroïdale pigment in beeld te brengen met behulp van ICG-angiografie (ICGA). In deze context wordt een protocol gepresenteerd dat FA en ICGA combineert om de lekkage en vasculaire morfologie van lasergeïnduceerde choroïdale neovascularisatie (CNV) bij jonge en oude muizen te onderzoeken, waarbij capillaire en arteriolaire CNV worden waargenomen.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

De dierproeven die in deze studie werden uitgevoerd, kregen goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) van het Baylor College of Medicine. Alle procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen die zijn uiteengezet in de Verklaring van de Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) voor het gebruik van dieren in oogheelkundig en oogheelkundig onderzoek. Jonge (7-9 weken) en oude (12-16 maanden) C57BL/6J mannelijke en vrouwelijke muizen werden gebruikt voor de huidige studie. De dieren zijn afkomstig van een commerciële bron (zie Materiaaltabel).

1. Voorbereiding van het beeldvormingssysteem

  1. Plaats een verwarmingskussen op het beeldvormingsplatform (zie Tabel met materialen) om ervoor te zorgen dat de lichaamstemperatuur van de muis tijdens de beeldvorming op peil blijft. Activeer het verwarmingskussen en stel de temperatuur in op 35 °C.
  2. Verwijder de stofkap en zet de laserscan-oftalmoscoop aan. Plaats een 55° lens op de machine.
  3. Stel de beeldvormingssoftware in (zie Materiaaltabel) en voer essentiële informatie in, waaronder genotype, geslacht, leeftijd, enz. Wanneer de beeldvormingssessie begint, selecteert u het IR-kanaal (infraroodkanaal) voor het vastleggen van ICGA-beelden.

2. Voorbereiding van de dieren voorafgaand aan ICGA en FA

  1. Weeg de muis om de benodigde hoeveelheid anesthesie (ketamine/xylazine 70-100/2,5-10 mg/kg, zie materiaaltabel) te bepalen.
    OPMERKING: Het optimaliseren van de dosering is cruciaal, aangezien het metabolische profiel varieert tussen verschillende muizenstammen. Het is essentieel om de juiste dosering te bepalen om te voorkomen dat de muis wakker wordt voordat de beeldvorming is voltooid of om het risico op een overdosis en mogelijke diersterfte te vergroten.
  2. Gebruik een steriele spuit van 1 ml met een naald van 30-32 G om anesthesie toe te dienen door middel van intraperitoneale injectie. Knijp voorzichtig in een van de poten van de muis om te controleren of de muis voldoende verdoofd is. Als het dier een reactie of beweging vertoont, is het raadzaam om extra tijd te wachten voordat u doorgaat naar de volgende stap. Hierdoor kan het dier zich vestigen en zijn optimale omstandigheden voor de volgende procedures.
  3. Dien 1% tropicamide oogheelkundige oplossingsdruppels toe om beide ogen van de muis te verwijden. Wacht ten minste 30 seconden voordat u 0,5% proparacaïnehydrochloridedruppels (zie Materiaaltabel) op beide ogen gebruikt om oogbewegingen en knipperen te verminderen. Vervolg dit met ooggeldruppels met glijmiddel.
    OPMERKING: Gedurende de gehele duur van de anesthesie is het belangrijk om het probleem van extreme droogheid in de ogen van de muis aan te pakken, wat kan leiden tot troebelheid van het hoornvlies. Deze ondoorzichtigheid maakt latere beeldvorming een uitdaging vanwege belemmerde zichtbaarheid. Om dit te voorkomen, is het van cruciaal belang om continu ooggeldruppels met glijmiddel aan te brengen om de ogen van de muis gehydrateerd te houden.
  4. Plaats de muis op een verwarmingswaterkussen.
    OPMERKING: Muizen hebben een hoge verhouding tussen oppervlakte en volume, wat resulteert in een verhoogd warmteverlies naar de omgeving. In combinatie met de temperatuurdaling veroorzaakt door anesthesie, kan dit een aanzienlijk risico vormen voor de muis, wat mogelijk kan leiden tot de dood als gevolg van onderkoeling. Het is van cruciaal belang om de nodige voorzorgsmaatregelen te nemen om onderkoeling te voorkomen en het welzijn van de muis tijdens de procedure te waarborgen.
  5. Maak een 1:1 volumemengsel van 2 mg/ml ICG en 20 mg/ml fluoresceïnekleurstof (zie materiaaltabel). Dien 250 μl van het mengsel toe via intraperitoneale injectie met behulp van een injectiespuit van 1 ml en een naald van 32 G.
    1. Steek de naald in het kwadrant linksonder van de buik van de muis bij de achterpoten in een hoek evenwijdig aan de huid van de muis om perforatie van organen te voorkomen.
    2. Trek de zuiger voorzichtig terug en controleer of er geen bloed in de dop van de spuit is gekomen. Ga verder met het langzaam en gestaag injecteren van de kleurstof, waarbij u een constant tempo aanhoudt.
      NOTITIE: De ICG-kleurstof moet voor gebruik worden gefilterd met een spuitfilter van 0.22 μm.

3. ICGA en FA

  1. Plaats de muis op het verwarmingskussen van het beeldvormingsplatform om de beeldvorming te starten.
  2. Plaats het lichaam van de muis in een hoek van 45 graden ten opzichte van de camera en draai de kop iets naar beneden. Hierdoor kan de oogzenuw zich in het midden van de focus van de camera bevinden.
  3. Veeg met een wattenstaafje voorzichtig over het oog om de laag oogdruppels of gels op het oog te verwijderen dat als eerste wordt afgebeeld. Zorg ervoor dat u de druppels glijmiddelgel onmiddellijk na het voltooien van de beeldvormingsprocedure aanbrengt.
    NOTITIE: Het wordt niet aanbevolen om het oog langer dan 1 minuut zonder smering te laten terwijl u onder narcose bent.
  4. Beweeg de camera in de richting van het oog van de muis. Selecteer het FA-kanaal in de acquisitiemodule. De luminescentie die door het FA-kanaal wordt uitgezonden, kan worden gebruikt om in het midden van het hoornvlies van de muis te plaatsen voor een snellere plaatsing.
  5. Plaats het hoofd van de muis zo dat de oogzenuw gecentreerd is op het scherm, zodat de laserscan-oftalmoscoop niet onder een hoek hoeft te worden gekanteld. Breng kleine aanpassingen aan de positie van het hoofd van de muis aan om de gewenste uitlijning te bereiken.
  6. Selecteer in de acquisitiemodule het ICGA-kanaal. Zorg ervoor dat de laserintensiteit is ingesteld op 100% en selecteer de optie 55° die overeenkomt met de juiste lens. Dit zorgt voor optimale instellingen voor de laserscanning-oftalmoscoop.
    OPMERKING: Om oververzadiging te voorkomen, kan het nodig zijn om een lagere laserintensiteit te gebruiken, meestal rond de 25%-50%, bij het maken van opnamen in een vroeg stadium. Door de laserintensiteit in dit bereik aan te passen, kunt u heldere en nauwkeurige beelden vastleggen zonder oververzadiging te veroorzaken.
  7. Wanneer het oog het hele scherm van de beeldvormingssoftware in beslag neemt, past u de gevoeligheids- en focusinstellingen aan om het duidelijkste beeld van het CNV-membraan te verkrijgen.
    1. Draai aan de ronde zwarte knop op de acquisitiemodule om de gevoeligheid van de afbeelding aan te passen.
    2. Draai aan de knop op de oftalmoscoop om de scherpstelling aan te passen. De optimale focus voor het visualiseren van het retinale vaatstelsel met behulp van FA ligt meestal binnen het bereik van 35-45 D (dioptrieën). Aan de andere kant ligt de ideale focus voor het visualiseren van het vaatvlies met behulp van ICGA over het algemeen tussen 10-15 D.
      OPMERKING: Vanwege de verschillende afmetingen van het CNV-membraan kan het nodig zijn om de focus in 10-30 D aan te passen om een optimale beeldvorming van de vasculaire morfologie te verkrijgen.
  8. Zodra de scherpstelling en de gevoeligheid zijn aangepast om het best mogelijke beeld te krijgen, drukt u op de ronde zwarte knop op de acquisitiemodule om het beeld te normaliseren. Zodra de normalisatie is voltooid (alle frames zijn vastgelegd), klikt u op de knop Verkrijgen op het aanraakscherm om de afbeelding op te slaan. Het kan nodig zijn om de camera te bewegen om CNV vanuit verschillende hoeken in beeld te brengen. De muis kan ook in verschillende posities worden georiënteerd om het beste beeld van de CNV-laesie te geven.
    OPMERKING: Het kan zijn dat men de focus of positionering van de laserscan-oftalmoscoop moet aanpassen wanneer u het vaatstelsel verder van de oogzenuw bekijkt.
  9. Schakel terug naar het FA-kanaal met behulp van de acquisitiemodule. Voer dezelfde stappen uit als in stap 3.6-3.7 om de gevoeligheid en focus van elk beeld aan te passen om de lekkage van de CNV-laesie vast te leggen.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat de juiste gevoeligheid is geselecteerd om oververzadiging van de CNV-lekkage te voorkomen en het lekkagegebied kunstmatig te vergroten.
  10. Stel de "vroege fase" van ICGA en FA 3-4 minuten na injectie voor.
    OPMERKING: De "vroege fase" is het moment waarop de choroïdale vasculatuur duidelijk en duidelijk te zien is. Tijdens de middelste fase, die meestal tussen 4-8 minuten plaatsvindt, zijn de retinale en choroïdale vaten veel meer vervaagd en diffuus. Naarmate de late fase (>8-10 min) begint, worden zowel de choroïdale als de retinale vaten niet meer te onderscheiden. Hyperfluorescerende CNV-laesies vertonen echter een maximaal contrast tegen de verminderde achtergrond. Deze genoemde tijdstippen zijn variabel en zijn afhankelijk van de concentratie en hoeveelheid geïnjecteerde ICG-kleurstof. Een grotere hoeveelheid ICG-kleurstof heeft de neiging om de tijdlijn van elke fase te verlengen en meer verschillende bloedvaten te bieden. Een fase moet worden gedefinieerd op basis van de hierboven genoemde belangrijkste kenmerken in plaats van een absolute tijd.
  11. Zodra alle beelden zijn verkregen, brengt u een gelsmeermiddel of zalf aan op het oog van de muis en houdt u de muis zorgvuldig in de gaten op het verwarmingskussen voor herstel. Het duurt meestal 1,5 uur voordat de muis volledig hersteld is.
  12. Plaats de muizen terug in hun kooien en de daarvoor bestemde wachtruimte zodra ze volledig hersteld zijn van de anesthesie en wakker zijn.
  13. Voordat u het beeldvormingssysteem en de laser uitschakelt, exporteert u de afbeeldingen als TIFF- of JPEG-bestanden voor latere analyse.

4. RPE/choroid flat-mount en kleuring

  1. Fixeer de ogen 's nachts in 4% paraformaldehyde. Was de ogen drie keer met PBS. Verwijder de lens en het hoornvlies.
  2. Incubeer de ogen in een blokkerende oplossing (10% runderserumalbumine, 0,6% Triton X-100 in PBS) gedurende 1 uur bij kamertemperatuur. Herhaal de PBS-was drie keer.
  3. Incubeer de ogen met isolectine GS-IB4 Alexa-meel 568 conjugaat en anti-α-gladde spieractine-antilichaam (zie Materiaaltabel) 's nachts in de blokkerende oplossing.
  4. Was drie keer met PBS. Incubeer de monsters met een Alexa Fluor 488 geiten anti-konijn secundair antilichaam (zie Materiaaltabel) gedurende 2 uur bij kamertemperatuur.
  5. Voer 4 radiale sneden uit van de rand tot de evenaar. Verwijder voorzichtig het netvlies17.
    NOTITIE: Er moet voor worden gezorgd dat het neovasculaire membraan niet per ongeluk losraakt.
  6. Monteer het plat gemonteerde vaatvlies op een glasplaatje. Visualiseer het CNV met behulp van confocale microscopie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Volgens het protocol werden ICGA en FA uitgevoerd op lasergeïnduceerde CNV bij jonge (7-9 weken) en oude (12-16 maanden) C57BL/6J-muizen. FA geeft informatie over de locatie en lekkage van de CNV-laesies (Figuur 1, linkerpanelen), terwijl ICGA de vasculaire morfologie van de CNV-laesies onthult (Figuur 1, rechterpanelen). Bij jonge muizen domineert capillair CNV de CNV-laesies. Daarentegen vertonen oude muizen arteriolaire CNV die wordt gekenmerkt door vaten van...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Deze studie demonstreerde het gebruik van indocyaninegroene angiografie (ICGA) om de vasculaire morfologie van arteriolaire en capillaire choroïdale neovascularisatie (CNV) te identificeren in muismodellen met lasergeïnduceerde CNV. De hemoglobinegebonden en infrarode lichteigenschappen van indocyaninegroene (ICG) kleurstof maakten de detectie van CNV-morfologie mogelijk, wat een uitdaging is om te bereiken met behulp van fluoresceïne-angiografie (FA), de huidige methode die door de onderzoeksgemeenschap wordt gebruikt.<...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door subsidies van BrightFocus Foundation, Retina Research Foundation, Mullen Foundation en de Sarah Campbell Blaffer Endowment in Ophthalmology aan YF, NIH-kernsubsidie 2P30EY002520 aan Baylor College of Medicine, en een onbeperkte subsidie aan de afdeling Oogheelkunde van Baylor College of Medicine van Research to Prevent Blindness.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
32-G Insulin SyringeMHC Medical ProductsNDC 08496-3015-01
Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit secundair antilichaamInvitrogen A11008
Anti-α gladde spier Actin antilichaamAbcamab5694
Rund Serum AlbumineSanta Cruz Biotechnology, Inc.sc-2323 
C57BL/6J muizen (7-9 weken)The Jackson LaboratoryStrain #:000664
Fluoresceïne NatriumzoutSigma-AldrichMFCD00167039
Gaymar T Pump WarmtetherapiesysteemGaymarTP-500Warmtepomp met watercirculatie voor muizenherstel na beeldvorming
GenTeal GelGentealNDC 58768-791-15Transparante smeermiddel ooggel
GS-IB4 Alexa-Flour 568-conjugaatInvitrogen I21412
Heidelberg Eye ExplorerHeidelberg Engineering, DuitslandHEYEX2
IndocyaangroenPfaultz & BauerI01250
KetamineVedco Inc.NDC 50989-996-06
ParaformaldehydeAcros Organics 416785000
Proparacaine Hydrochloride Oogoplossing (0,5%)SandozNDC 61314-016-01
Spectralis Multi-Modaliteits BeeldvormingssysteemHeidelberg Engineering, DuitslandSPECTRALIS HRA+OCT
Triton X-100 Sigma-AldrichX100-1L
Tropicamide oogoplossing (1%)Bausch & LombNDC 24208-585-64Voor verwijding van pupillen
XylacineLloyd LaboratoriesNADA 139-236

Referenties

  1. Fleckenstein, M., et al. Age-related macular degeneration. Nature Reviews Disease Primers. 7 (1), 1-25 (2021).
  2. Wong, W. L., et al. Global prevalence of age-related macular degeneration and disease burden projection for 2020 and 2040: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 2 (2), e106-e116 (2014).
  3. Maguire, M. G., et al. Five-Year outcomes with anti-vascular endothelial growth factor treatment of neovascular age-related macular degeneration: the comparison of age-related macular degeneration treatments trials. Ophthalmology. 123 (8), 1751-1761 (2016).
  4. Yang, S., Zhao, J., Sun, X. Resistance to anti-VEGF therapy in neovascular age-related macular degeneration: a comprehensive review. Drug Design, Development and Therapy. 10, 1857-1867 (2016).
  5. Ehlken, C., Jungmann, S., Böhringer, D., Agostini, H. T., Junker, B., Pielen, A. Switch of anti-VEGF agents is an option for nonresponders in the treatment of AMD. Eye. 28 (5), London, England. 538-545 (2014).
  6. Heier, J. S., et al. Intravitreal aflibercept (VEGF trap-eye) in wet age-related macular degeneration. Ophthalmology. 119 (12), 2537-2548 (2012).
  7. Rofagha, S., Bhisitkul, R. B., Boyer, D. S., Sadda, S. R., Zhang, K. SEVEN-UP Study Group Seven-year outcomes in ranibizumab-treated patients in ANCHOR, MARINA, and HORIZON: a multicenter cohort study (SEVEN-UP). Ophthalmology. 120 (11), 2292-2299 (2013).
  8. Krebs, I., Glittenberg, C., Ansari-Shahrezaei, S., Hagen, S., Steiner, I., Binder, S. Non-responders to treatment with antagonists of vascular endothelial growth factor in age-related macular degeneration. British Journal of Ophthalmology. 97 (11), 1443-1446 (2013).
  9. Mettu, P. S., Allingham, M. J., Cousins, S. W. Incomplete response to Anti-VEGF therapy in neovascular AMD: Exploring disease mechanisms and therapeutic opportunities. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100906(2021).
  10. Otsuji, T., et al. Initial non-responders to ranibizumab in the treatment of age-related macular degeneration (AMD). Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z). 7, 1487-1490 (2013).
  11. Cobos, E., et al. Association between CFH, CFB, ARMS2, SERPINF1, VEGFR1 and VEGF polymorphisms and anatomical and functional response to ranibizumab treatment in neovascular age-related macular degeneration. Acta Ophthalmologica. 96 (2), e201-e212 (2018).
  12. Kitchens, J. W., et al. A pharmacogenetics study to predict outcome in patients receiving anti-VEGF therapy in age related macular degeneration. Clinical Ophthalmology (Auckland, N.Z.). 7, 1987-1993 (2013).
  13. Rosenfeld, P. J., Shapiro, H., Tuomi, L., Webster, M., Elledge, J., Blodi, B. Characteristics of patients losing vision after 2 Years of monthly dosing in the phase III Ranibizumab clinical trials. Ophthalmology. 118 (3), 523-530 (2011).
  14. Spaide, R. F. Optical coherence tomography angiography signs of vascular abnormalization with antiangiogenic therapy for choroidal neovascularization. American Journal of Ophthalmology. 160 (1), 6-16 (2015).
  15. Lumbroso, B., Rispoli, M., Savastano, M. C., Jia, Y., Tan, O., Huang, D. Optical coherence tomography angiography study of choroidal neovascularization early response after treatment. Developments in Ophthalmology. 56, 77-85 (2016).
  16. Zhu, L., et al. Combination of apolipoprotein-A-I/apolipoprotein-A-I binding protein and anti-VEGF treatment overcomes anti-VEGF resistance in choroidal neovascularization in mice. Communications Biology. 3 (1), 386(2020).
  17. Zhang, Z., Shen, M. M., Fu, Y. Combination of AIBP, apoA-I, and Aflibercept overcomes anti-VEGF resistance in neovascular AMD by inhibiting arteriolar choroidal neovascularization. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (12), 2(2022).
  18. Koehn, D., Meyer, K. J., Syed, N. A., Anderson, M. G. Ketamine/Xylazine-induced corneal damage in mice. PloS One. 10 (7), e0132804(2015).
  19. Li, X. -T., Qin, Y., Zhao, J. -Y., Zhang, J. -S. Acute lens opacity induced by different kinds of anesthetic drugs in mice. International Journal of Ophthalmology. 12 (6), 904-908 (2019).
  20. Zhou, T. E., et al. Preventing corneal calcification associated with xylazine for longitudinal optical coherence tomography in young rodents. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 461-469 (2017).
  21. Ikeda, W., Nakatani, T., Uemura, A. Cataract-preventing contact lens for in vivo imaging of mouse retina. BioTechniques. 65 (2), 101-104 (2018).
  22. Kumar, S., Berriochoa, Z., Jones, A. D., Fu, Y. Detecting abnormalities in choroidal vasculature in a mouse model of age-related macular degeneration by time-course indocyanine green angiography. Journal of Visualized Experiments. 84, e51061(2014).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Choro dale neovascularisatiefluoresce ne angiografieanti VEGF resistentiecapillaire CNVarteriolaire CNVlaser ge nduceerde CNVmuizenmodel voor CNV
Karakterisering van vasculaire morfologie van neovasculaire leeftijdsgebonden maculadegeneratie door indocyaninegroene angiografie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.