Methodenartikel

Verspreiding van tumorcellen uit longmetastasen volgen met behulp van fotoconversie

DOI:

10.3791/65732

⸱

7 juli 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 2Cancer Dormancy and Tumor Microenvironment Institute, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 3Gruss-Lipper Biophotonics Center, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 4Department of Cell Biology, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 5Montefiore Einstein Cancer Center, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 6Integrated Imaging Program for Cancer Research, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 7Department of Surgery, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 8Department of Cancer and Cellular Biology, Lewis Katz School of Medicine, Fox Chase Cancer Center

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

We presenteren een methode voor het bestuderen van de herverspreiding van tumorcellen uit longmetastasen met behulp van een chirurgisch protocol voor de selectieve fotoconversie van longmetastasen, gevolgd door de identificatie van geredissimineerde tumorcellen in tertiaire organen.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metastase - de systemische verspreiding van kanker - is de belangrijkste oorzaak van kankergerelateerde sterfgevallen. Hoewel metastase vaak wordt gezien als een unidirectioneel proces waarbij cellen van de primaire tumor zich verspreiden en metastasen zaaien, kunnen tumorcellen in bestaande metastasen zich ook opnieuwverspreiden en aanleiding geven tot nieuwe laesies op tertiaire plaatsen in een proces dat bekend staat als "metastase-van-metastasen" of "metastase-naar-metastase-zaaien". Het zaaien van metastase naar metastase kan de metastatische belasting verhogen en de kwaliteit van leven en overleving van de patiënt verminderen. Daarom is het begrijpen van de processen achter dit fenomeen cruciaal voor het verfijnen van behandelingsstrategieën voor patiënten met uitgezaaide kanker.

Er is weinig bekend over het zaaien van metastase naar metastase, mede door logistieke en technologische beperkingen. Studies naar het zaaien van metastase naar metastase zijn voornamelijk gebaseerd op sequentiemethoden, wat misschien niet praktisch is voor onderzoekers die de exacte timing van metastase-naar-metastase-zaaigebeurtenissen bestuderen of wat ze bevordert of voorkomt. Dit benadrukt het gebrek aan methodologieën die de studie van metastase-naar-metastase-zaaien vergemakkelijken. Om dit aan te pakken, hebben we een chirurgisch protocol voor muizen ontwikkeld - en beschrijven we hierin - voor de selectieve fotoconversie van longmetastasen, waardoor specifieke markering en lotsbestemming van tumorcellen die zich van de long naar tertiaire plaatsen herverspreiden, mogelijk wordt. Voor zover wij weten, is dit de enige methode voor het bestuderen van de herverspreiding van tumorcellen en het zaaien van metastase naar metastase vanuit de longen waarvoor geen genomische analyse nodig is.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metastase is de belangrijkste oorzaak van kankergerelateerde sterfgevallen1. Uitgezaaide kanker ontstaat wanneer cellen van de primaire tumor zich door het lichaam verspreiden en zich vermenigvuldigen tot klinisch detecteerbare tumoren in verre organen 2,3.

Hoewel metastase vaak wordt gezien als een unidirectioneel proces waarbij tumorcellen zich verspreiden vanuit de primaire tumor en verre organen koloniseren4, suggereert toenemend klinisch en experimenteel bewijs dat er een complexer, multidirectioneel proces in het spel is. Het is aangetoond dat circulerende tumorcellen de primaire tumor opnieuw kunnen inzaaien (indien nog steeds op zijn plaats)5,6,7,8,9, en tumorcellen uit bestaande gemetastaseerde foci kunnen naar tertiaire plaatsen reizen en aanleiding geven tot nieuwe laesies 10,11,12,13. Inderdaad, bewijs uit recente genomische analyses suggereert dat sommige metastatische laesies niet voortkomen uit de primaire tumor, maar uit andere metastasen - een fenomeen dat bekend staat als "metastase-van-metastasen" of "metastase-naar-metastase-zaaien"14,15,16. Het zaaien van metastase naar metastase kan het ziekteproces bestendigen, zelfs na verwijdering van de primaire tumor, waardoor de metastatische belasting toeneemt en de kwaliteit van leven en overleving van de patiënt afneemt. Daarom is het begrijpen van de processen achter het zaaien van metastase naar metastase cruciaal voor het verfijnen van behandelingsstrategieën voor patiënten met gemetastaseerde ziekte.

Ondanks de potentieel ernstige klinische implicaties is er weinig bekend over het zaaien van metastase naar metastase, deels als gevolg van logistieke en technologische beperkingen. Studies bij mensen worden beperkt door een gebrek aan klinische monsters. Klinische resectie en biopsie van gemetastaseerde laesies zijn ongebruikelijk, net als de biopsie van ogenschijnlijk gezonde organen, waar enkele gedissemineerde tumorcellen op de loer kunnen liggen. Dit betekent dat studies bij mensen doorgaans alleen mogelijk zijn met behulp van autopsiemonsters van personen van wie de primaire tumoren nog steeds aanwezig zijn of eerder zijn verwijderd, maar nog steeds beschikbaar zijn voor onderzoekers. Wanneer dergelijke monsters beschikbaar zijn, moeten afstammingsanalyses van kankerprogressie worden uitgevoerd met behulp van sequencingmethoden14. Bulksequencing van gematchte primaire tumoren en metastasen heeft echter niet de gevoeligheid die nodig is voor uitgebreide afstammingstracering. Bulksequencing van één laesie kan bijvoorbeeld een subkloon onthullen die niet detecteerbaar is in een van de overeenkomende laesies. In dit geval zou men niet in staat zijn om de oorsprong van deze subkloon te bepalen. Het kan aanwezig zijn geweest in de primaire tumor of een andere metastase met een frequentie onder de detectielimiet, of het kan zijn ontstaan na de eerste kolonisatie van de metastatische laesie waarin het werd gevonden. Single-cell sequencing zorgt voor een verhoogde gevoeligheid, maar de hoge kosten beperken de grootschalige toepassing van deze techniek. Het retrospectieve karakter van deze studies betekent ook dat ze beperkt inzicht geven in voorbijgaande metastatische gebeurtenissen en het ziektelandschap op verschillende tijdstippen.

In diermodellen maken recente technologische ontwikkelingen het nu mogelijk om prospectieve fylogenetische kartering met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie 17,18,19,20 mogelijk te maken. Deze technieken maken gebruik van CRISPR/Cas9-genoombewerking om cellen te ontwerpen met een evoluerende streepjescode - erfelijke mutaties die zich in de loop van de tijd ophopen. Na sequencing kan de afstamming van elke cel worden getraceerd op basis van het mutatieprofiel van de streepjescode 17,18,19,20. Dergelijke technologie wordt inderdaad al gebruikt om het zaaien van metastase naar metastase in kaart te brengen. In een recent artikel toonden Zhang et al. aan dat borst- en prostaatkankercellen in botmetastasen zich herdistribueren van het bot naar zaad secundaire metastasen in meerdere organen21.

Hoewel deze nieuwe methoden een groot potentieel hebben om gedetailleerde, fylogenetische kaarten met hoge resolutie van kankerprogressie te genereren, zijn ze hoogst onpraktisch voor diegenen die de exacte timing van metastase-naar-metastase-zaaigebeurtenissen bestuderen en wat ze bevordert of voorkomt. Het opvullen van deze kennislacunes is cruciaal voor het verfijnen van ons begrip en de behandeling van uitgezaaide kanker, maar er is een merkbaar gebrek aan technologieën om dergelijke studies mogelijk te maken. Om aan deze behoefte tegemoet te komen, hebben we onlangs een nieuwe techniek ontwikkeld - en presenteren we hierin - die ons in staat stelt om tumorcellen specifiek te markeren via fotoconversie op een gemetastaseerde plaats (de long) en ze vervolgens opnieuw te identificeren in tertiaire organen. Met behulp van deze techniek hebben we onlangs aangetoond dat borstkankercellen zich herdistribueren uit longmetastasen en zaad tertiaire organen13. Deze techniek kan ook worden gebruikt om de timing van herverspreidingsgebeurtenissen binnen een smal venster te bepalen en gerediseerde tumorcellen te kwantificeren, waardoor de studie van organotropisme van gerediseerde cellen wordt vergemakkelijkt en wat herverspreiding bevordert/voorkomt.

Hoewel fotoconversie en lokaal induceerbare cre/lox-systemen die het ene fluorescerende eiwit permanent vervangen door het andere, eerder zijn gebruikt om tumorcellen te markeren en te volgen 11,22,23, is voor zover wij weten geen enkele benadering voor spatiotemporele markering van tumorcellen geoptimaliseerd om zich op de long te richten - een van de meest voorkomende plaatsen van metastase bij mannen en vrouwen bij wie een van de 14 meest voorkomende vormen van kanker is vastgesteld 24. Elk type kankercel en elk protocol voor het genereren van longmetastasen kan worden gebruikt met onze procedure, waardoor het breed bruikbaar is voor metastaseonderzoekers. Alle kankercellen die worden gebruikt om longmetastasen te genereren, moeten een fotoconverteerbaar of fotoschakelbaar eiwit tot expressie brengen, en onderzoekers kunnen kiezen welk eiwit ze willen gebruiken op basis van hun specifieke behoeften en middelen. In deze studie gebruikten we 6DT1-borstkankercellen die stabiel het fotoconverteerbare groen-naar-rood fluorescerende eiwit Dendra2 (6DT1-Dendra2-cellen)25 tot expressie brachten, gelabeld aan het histon H2B. We injecteerden 5,0 × 104 6DT1-Dendra2 cellen in het vierde borstvetkussen van vrouwelijke Rag2-/- muizen. Primaire tumoren waren voelbaar tussen 12 en 16 dagen na injectie en werden niet verwijderd voor de duur van het experiment. Spontane longmetastasen ontwikkelden zich tussen 19 en 26 dagen na de injectie van tumorcellen. Fotoconversieoperaties werden uitgevoerd tussen 26 en 29 dagen na injectie van tumorcellen. Muizen werden 72 uur na de operatie opgeofferd vanwege longmetastaselast.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle procedures die in dit protocol worden beschreven, zijn uitgevoerd in overeenstemming met richtlijnen en voorschriften voor het gebruik van gewervelde dieren, inclusief voorafgaande goedkeuring door de Albert Einstein College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee.

Voorafgaand aan de operatie moeten longmetastasen worden gegenereerd bij muizen met behulp van kankercellen die een fotoconverteerbaar/fotoschakelbaar eiwit tot expressie brengen; Er zijn verschillende protocollen voor het genereren van longmetastasen gepubliceerd 26,27,28.

1. Voorbereiding op de operatie

  1. Bereid verschillende werkgebieden voor op muizenvoorbereiding (ontharing en intubatie), chirurgie en herstel.
  2. Steriliseer alle chirurgische instrumenten in een autoclaaf.
    OPMERKING: Aangezien voor deze operatie alleen tips worden gebruikt, kan een sterilisator met hete kralen worden gebruikt om instrumenten opnieuw te steriliseren voor volgende procedures.
  3. Schakel het verwarmde chirurgische platform in en laat het bereiken en stabiliseren bij 37-40 °C.
  4. Induceer anesthesie met 5% isofluraan en verlaag vervolgens de isofluraan tot 3%. Voer tijdens de procedure regelmatig teenknijptests uit om de geschiktheid van de anesthesie te beoordelen.
  5. Plaats de verdoofde muis in een rechter laterale decubituspositie. Verwijder het haar van de linkerbovenborst/zijkant van het lichaam (zie figuur 1A) door ontharingscrème op het gebied aan te brengen. Bevochtig een stuk gaas of keukenpapier met water en veeg het haar en de ontharingscrème weg. Herhaal indien nodig totdat al het haar uit het operatieveld is verwijderd.
    OPMERKING: Laat de ontharingscrème niet langer dan 20 seconden op de muis zitten, omdat dit de huid kan beschadigen.
  6. Leg een dubbele knoop ~3 mm boven de basis van een katheter van 22 G met 2-0 zijden hechtdraad. Laat staarten van 2 inch lang achter.
  7. Intubeer de muis met deze katheter zoals eerder beschreven 29,30. Om een succesvolle intubatie te bevestigen, bevestigt u een opblaasbolletje aan het uiteinde van de katheter en knijpt u er zachtjes in.
    OPMERKING: Muizen die met succes zijn geïntubeerd, zullen bilaterale borsthoogte ervaren bij het samenknijpen van de bol.
  8. Zet de 2-0 zijden hechting stevig vast rond de snuit van de muis met een dubbele knoop om de intubatiekatheter op zijn plaats te houden.

2. Chirurgie om de long bloot te leggen

NOTITIE: Voer alle stappen van de operatie (Figuur 1), inclusief fotoconversie, uit in een kap of laminaire stroomkast om besmetting van het operatieveld te voorkomen.

  1. Was de handen met antiseptische zeep en trek nieuwe steriele handschoenen aan.
    OPMERKING: Aangezien voor deze operatie alleen tips worden gebruikt, kunnen ook niet-steriele handschoenen worden gebruikt. Het wordt aanbevolen om niet-steriele handschoenen te ontsmetten met een ontsmettingsmiddel op alcoholbasis.
  2. Bereid een dosis van 0,1 mg/kg buprenorfine (0,03 mg/ml) voor en injecteer subcutaan voor analgesie.
    OPMERKING: Multimodale analgesie, inclusief lokale pijnblokkers en niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen, moet worden gebruikt in combinatie met buprenorfine als niet wordt verwacht dat ze de biologie van belang verstoren.
  3. Breng oogzalf aan op beide muizenogen om beschadiging van het hoornvlies te voorkomen.
  4. Plaats de muis in de rechter laterale decubituspositie op het verwarmde chirurgische platform.
  5. Sluit het beademingsapparaat aan op de intubatiekatheter. Zorg ervoor dat u de katheter stil houdt, want zelfs kleine bewegingen kunnen de plaatsing van de katheter verstoren en leiden tot slechte ventilatie.
  6. Observeer stabiele, beademingsgestuurde, bilaterale borst stijgen en dalen.
  7. Bevestig de ledematen aan het chirurgische platform met labeltape. Stabiliseer het operatieveld door nog een stuk tape langs de rug van de muis te plaatsen en de dorsale huid en vacht aan het operatieplatform vast te maken (Figuur 1A).
  8. Open de gesteriliseerde chirurgische instrumenten.
  9. Breng chloorhexidine-oplossing aan op de huid van de muis om de operatieplaats te steriliseren.
  10. Identificeer het gebied ~7 mm links van het borstbeen en ~7 mm boven de subcostale rand. Til de huid met een pincet over dit gebied en maak een cirkelvormige incisie van ~10 mm met een scherpe micro-ontleedschaar, waarbij u ervoor zorgt dat u alleen de huid knipt.
  11. Verwijder het zachte weefsel over de ribbenkast (Figuur 1B). Cauteriseer alle grote bloedvaten aan beide uiteinden met een cauterisatiepen.
    OPMERKING: Naast het wegsnijden van al het zachte weefsel dat ten grondslag ligt aan de cirkelvormige incisie van 10 mm in de huid, vergemakkelijkt het verwijderen van wat extra niet-gespierd zacht weefsel uit de omtrek toekomstige stappen van de procedure.
  12. Gebruik met één hand een pincet om de 6eof 7erib op te tillen. Gebruik met de andere hand een enkel blad van de botte micro-ontleedschaar - schuin evenwijdig aan de borstwand, afgeronde rand naar beneden gericht - en doorboor voorzichtig de 6eof 7eintercostale spier om de borstholte binnen te gaan (Figuur 1C). Draai de schaar voorzichtig als dat nodig is en knip om een incisie van ~ 10 mm in de tussenribruimte te maken, zorg ervoor dat u het longweefsel niet aanraakt en de ribben snijdt.
  13. Laat de perslucht voorzichtig naar de incisie in de tussenrib lopen om de ruimte tussen de long en de borstwand te vergroten. Laat de lucht eerst ontsnappen bij de pols of hand om de juiste stroomsterkte te vinden en het mondstuk vrij te maken van vuil, en vervolgens in korte uitbarstingen bij de incisie om longletsel te voorkomen.
  14. Gebruik met één hand een pincet om de 6eof 7erib op te tillen. Houd met de andere hand het oprolmechanisme dicht en steek het in de intercostale incisie. Richt de messen van het oprolmechanisme zodanig dat ze evenwijdig zijn aan de borstwand en zorg ervoor dat u de long zelf niet aanraakt (Figuur 1D).
  15. Zodra het oprolmechanisme op zijn plaats zit, laat u de hendel langzaam los, zodat het oprolmechanisme kan openen en de long bloot komt te liggen (Figuur 1E). Figuur 2A toont representatieve beelden van blootgestelde longmetastasen voorafgaand aan fotoconversie, inclusief hoe ze er met het blote oog uitzien, en in de FITC (groen, niet-fotogeconverteerd) en TRITC (rood, fotogeconverteerd) fluorescerende kanalen bij gebruik van breedveldverlichting.

3. Fotoconversie van longmetastasen

OPMERKING: Details en variaties op de volgende stappen zijn te vinden in de discussie.

  1. Breng voorzichtig 2-3 druppels steriele PBS opgewarmd tot 37 °C aan op het blootgestelde longweefsel om uitdroging te voorkomen.
  2. Leg een stuk steriele aluminiumfolie met een kleine uitsparing over de muis. Plaats de uitsparing direct boven het blootgestelde longweefsel en pas deze zo aan dat alleen het open deel van de thorax en enkele millimeters omringend zacht weefsel en huid zichtbaar zijn om fotoconversie van alleen de blootgestelde long te garanderen.
  3. Plaats een doos met een uitsparing over de muis en aluminiumfolie. Zorg ervoor dat de uitsparing zich direct boven de blootgestelde long bevindt.
  4. Plaats de fotoconversielamp direct boven de uitsparing op de doos (Figuur 1F).
  5. Schakel de fotoconversielamp in en laat 6 minuten continu het blootgestelde longweefsel branden.
    NOTITIE: Bewaak de vitale functies van de muis met behulp van de fysiologische bewakingsprogramma's op het beademingsapparaat.
  6. Schakel na de fotoconversie de lamp uit en verwijder de lamp, de doos en het aluminiumfoliemasker van de muis.

4. Procedure om de borstwand te sluiten

  1. Herhaal stap 2.13 om de long van de borstwand te scheiden.
  2. Pak de handgreep van het oprolmechanisme voorzichtig vast en knijp erin om de messen te sluiten.
  3. Manoeuvreer het gesloten oprolmechanisme uit de tussenribruimte en zorg ervoor dat u het longweefsel niet aanraakt.
  4. Gebruik de 5-0 zijden hechting om de intercostale incisie te sluiten met een eenvoudig doorlopend hechtpatroon dat de rib aan beide zijden van de incisie omvat (Figuur 1G). Trek de hechtdraad strak om ervoor te zorgen dat de wondranden appositioneel zijn en herstel de integriteit van de borstwand (Figuur 1H). Zorg ervoor dat u de hechting niet te strak aanspant, omdat dit de tussenribspieren kan scheuren.
  5. Zet de hechting vast door de twee uiteinden van de hechting 4x aan elkaar te knopen. Knip de hechtstaarten zo dicht mogelijk bij de knoop af.
  6. Sluit de huid met chirurgische nietjes.
  7. Verwijder overtollige lucht uit de borstholte met een insulinespuit van 1 ml met een naald van 28 G eraan. Lokaliseer de processus xiphoid tactiel en steek de naald er net onder, naar de linkerschouder om via het middenrif de borstholte binnen te gaan. Trek de spuit terug tot ~1 ml; Haal de naald uit de muis en laat de lucht uit de spuit ontsnappen. Herhaal dit proces 3-4x.
    NOTITIE: Zorg ervoor dat u geen inwendige organen doorboort. Verder is het belangrijk om een spuit van 1 ml te gebruiken en de procedure 3-4x te herhalen in plaats van een spuit met een groter volume te gebruiken en te proberen alle lucht in één keer te verwijderen. Het gebruik van een spuit met een groter volume kan leiden tot een te groot vacuüm in de borstholte en leiden tot uitzetting en beschadiging van het longweefsel.
  8. Schakel de isofluraan uit.
  9. Ga door met ventileren met 100% zuurstof totdat de muis tekenen van ontwaken vertoont.
  10. Zodra de muis tekenen van ontwaken vertoont, koppelt u de intubatiekatheter los van het beademingsapparaat, snijdt u de hechting rond de snuit door en extubeert u de muis.
  11. Maak de muis los en breng hem over naar een schone kooi die ~2 voet onder een warmtelamp is geplaatst. Houd de monitor in de gaten totdat deze volledig hersteld is. Als de muis tekenen van ademhalingsmoeilijkheden of gebrek aan mobiliteit vertoont, verdoof hem dan gedurende 5 minuten met 5% isofluraan, zorg voor voldoende anesthesie door een verlies van reflexen bij het knijpen van de teen te observeren en euthanaseer via cervicale dislocatie.
  12. Zodra de muis volledig ontwaakt uit de anesthesie en begint te bewegen, bereidt u nog een dosis van 0,1 mg/kg buprenorfine voor en injecteert u deze subcutaan voor postoperatieve analgesie.
  13. Zorg er na de operatie voor dat de muizen individueel worden gehuisvest. Zorg voor antibiotica in het drinkwater (enrofloxacine, eindconcentratie 0,4 mg/ml).
  14. Controleer de muis in de 3 dagen na de operatie twee keer per dag op tekenen van angst. Voor pijnbestrijding moet elke 4-6 uur 0,1 mg/kg buprenorfine (0,03 mg/ml) subcutaan worden toegediend. Euthanaseer de muis als deze tekenen van infectie, immobiliteit of ademhalingsmoeilijkheden vertoont. Na de derde dag kunnen muizen eenmaal per dag worden gecontroleerd.

5. Monsterverwerking en detectie van fotogeconverteerde cellen met behulp van weefselzuivering

  1. Tussen 3 en 5 dagen (of de gewenste tijdsduur) na de fotoconversieoperatie de muis verdoven met 5% isofluraan, isofluraan verminderen van 5% tot 2,5% na inductie, zorgen voor adequate anesthesie door een verlies van reflexen bij teenknijpen waar te nemen, en een terminale transcardiale perfusie uitvoeren met 10 ml PBS op kamertemperatuur, gevolgd door 10 ml 4% paraformaldehyde gekoeld tot 4 °C zoals eerder beschreven31.
  2. Verzamel de organen van belang en maak ze optisch vrij zoals eerder beschreven31.
  3. Breng de geruimde weefsels in beeld met een lichtbladmicroscoop zoals eerder beschreven31. U kunt de gezuiverde weefsels ook in een glazen bodemschaal plaatsen en in de FITC- en TRITC-kanalen weergeven om groene (niet-fotogeconverteerde) en rode (fotogeconverteerde) cellen te visualiseren met behulp van een confocale, draaiende schijf of multifotonenmicroscoop.

6. Monsterverwerking en detectie van fotogeconverteerde cellen met behulp van weefseldesaggregatie

  1. Verdoof de muis met 5% isofluraan gedurende 5 minuten, zorg voor adequate anesthesie door een verlies van reflexen bij het knijpen van de tenen te observeren en offer via cervicale dislocatie 3-5 dagen na fotoconversie.
  2. Verzamel en verteer de organen van belang zoals eerder beschreven13.
  3. Leg de verteerde weefsels op een plaat en plaats ze in een incubator om ze een nacht te hechten, zoals eerder beschreven13.
  4. Breng de volgende dag een beeld van de uitgeklede cellen in de FITC- en TRITC-kanalen om groene (niet-fotogeconverteerde) en rode (fotogeconverteerde) cellen te visualiseren zoals eerder beschreven13.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De stappen van de operatie die in dit protocol worden beschreven, worden geïllustreerd in figuur 1. Kortom, de muis wordt verdoofd en er wordt haar uit de linkerborstkas verwijderd. De muis wordt vervolgens geïntubeerd en beademd, waardoor de muis zuurstof kan krijgen terwijl de borstholte open is. Zacht weefsel wordt verwijderd om de ribbenkast bloot te leggen en er wordt een incisie gemaakt in de6e of 7eintercostale spier. Een retractor wordt in de intercostale breuk ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dit artikel beschrijven we een chirurgisch protocol voor de selectieve fotoconversie van tumorcellen in de long. Deze techniek stelt onderzoekers in staat om selectief tumorcellen in de long te markeren en hun lot te volgen door ze op een later tijdstip door het hele lichaam opnieuw te identificeren, waardoor de studie van metastasen van longmetastasen wordt vergemakkelijkt. Met behulp van dit protocol was het mogelijk om fotoconverteerde cellen in de hersenen, lever en niet-fotoconverteerde rechterlong te visualisere...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs willen Wade Koba bedanken voor zijn hulp bij microcomputertomografie (S10RR029545), Vera DesMarais en Hillary Guzik van de Analytical Imaging Facility voor hun training en hulp bij microscopie, het Einstein Montefiore Cancer Center, het National Cancer Institute (P30CA013330, R01CA21248, R01CA255153), het Gruss Lipper Biophotonics Center, het Integrated Imaging Program for Cancer Research, een Sir Henry Wellcome Postdoctoral Fellowship (221647/Z/20/Z) en een METAvivor Career Development Award.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0-30 V, 0-3 A Power SupplyMPJA9616 PS
12 VDC, 1.2 A Unregulated Plug SupplyMPJA17563 PD
28 G 1 mL BD Insulin SyringeBD329410
400 nm light emitting diode array lampLedEngin Inc.897-LZPD0UA00Photoconversielamp, op maat gemaakt (individuele onderdelen hieronder opgenomen)
5-0 braided silk suture with RB-1 cutting needleEthicon, Inc.774B
9 cm 2-0 silk tieEthicon, Inc.LA55G
Baytril 100 (enrofloxacin)Bayer (Santa Cruz Biotechnology)sc-362890RxAntibioticum gebruikt in drinkwater
BuprenorfineHospira0409-2012-32Analgeticum
Cables (Cable Assemblies) 2.5 JK-ST 72" ZIP CDMouser172-0250
Chlorhexidine solutionDurvet7-45801-10258-3Chlorhexidine Desinfectieoplossing
Compressed air canisterFalconDPSJB-12
Extra Fine Micro Dissecting Scissors 4" Straight Sharp/Sharp 24 mmRoboz SurgicalRS-5912Scherpe Micro Dissectie Schaar
Fiber-optic illuminatorO.C. White CompanyFL3000Gebruikt tijdens intubatie van muizen
Gemini Cautery KitHarvard Apparatus726067Cautery pen
Germinator 500CellPoint ScientificGER 5287-120VParel sterieliseerder
Graefe forcepsRobozRS-5135
High power LEDs - single color ultraviolet 90 wattsMouserLZP-D0UA00
Infrared heat lampBraintree ScientificHL-1
Isofluraan SOL 250 mL PVLCovetrus29405Anestheticum
Isofluraan verdamperSurgiVetVCT302
Jacobson needle holder with lockKalson SurgicalT1-140
Labeling tapeFisher ScientificS68702
LED Lighting Reflectors CREE MP-L SNGL LENS REFLECTOR & LOC PINMouser928-C11395TM
Long cotton tip applicatorsMedline IndustriesMDS202055
Masscool / Soccket 478 / Intel Pentium 4/Celeron tot 3.4GHz / Ball Bearing / Copper Core / CPU Cooling FanCompUSA#S457-1023
Micro Dissecting Scissors 4" Straight Blunt/BluntRoboz SurgicalRS-5980Blunt Micro Dissectie Schaar
Murine ventilatorKent Scientific PS-02PhysioSuite
Nair Hair Removal LotionAmazonB001RVMR7KDepilatoire crème
Personnet mini retractorRobozRS-6504Retractor
Phosphate Buffered Saline 1xFisher Scientific14190144PBS
pLenti.CAG.H2B-Dendra2.WAddgene51005Dendra2 lentivirus
PuralubeHenry Schein Animal Health008897Oog smeermiddel
Rodent intubation standBraintree ScientificRIS 100
Small animal lung inflation bulbHarvard Apparatus72-9083
SurgiSuite Multi-Functional Surgical Platform for Mice, with WarmingKent ScientificSURGI-M02Verwarmde chirurgische platform
Test Leads 48" TEST LEAD BANANA - BlackMouser565-1440-48-0
Test Leads 48" TEST LEAD BANANA - RedMouser565-1440-48-2
Tracheal catheter Exelint International2674622 G catheter
Wound closing system veterinary kitClay AdamsIN015Veterinaire chirurgische hechtingen kit

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dillekås, H., Rogers, M. S., Straume, O. Are 90% of deaths from cancer caused by metastases. Cancer Medicine. 8 (12), 5574-5576 (2019).
  2. Gupta, G. P., Massagué, J. Cancer metastasis: building a framework. Cell. 127 (4), 679-695 (2006).
  3. Nguyen, D. X., Bos, P. D., Massagué, J. Metastasis: from dissemination to organ-specific colonization. Nature Reviews. Cancer. 9 (4), 274-284 (2009).
  4. Paget, S. The distribution of secondary growths in cancer of the breast. Cancer Metastasis Reviews. 8 (2), 98-101 (1989).
  5. Liu, T., et al. Self-seeding circulating tumor cells promote the proliferation and metastasis of human osteosarcoma by upregulating interleukin-8. Cell Death & Disease. 10 (8), 575(2019).
  6. Liu, H., et al. Tumor-derived exosomes promote tumor self-seeding in hepatocellular carcinoma by transferring miRNA-25-5p to enhance cell motility. Oncogene. 37 (36), 4964-4978 (2018).
  7. Kim, M. -Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139 (7), 1315-1326 (2009).
  8. Zhang, Y., et al. Tumor self-seeding by circulating tumor cells in nude mouse models of human osteosarcoma and a preliminary study of its mechanisms. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology. 140 (2), 329-340 (2014).
  9. Dondossola, E., Crippa, L., Colombo, B., Ferrero, E., Corti, A. Chromogranin A regulates tumor self-seeding and dissemination. Cancer Research. 72 (2), 449-459 (2012).
  10. Brown, M., et al. Lymph node blood vessels provide exit routes for metastatic tumor cell dissemination in mice. Science. 359 (6382), 1408-1411 (2018).
  11. Pereira, E. R., et al. Lymph node metastases can invade local blood vessels, exit the node, and colonize distant organs in mice. Science. 359 (6382), 1403-1407 (2018).
  12. Coste, A., et al. Hematogenous dissemination of breast cancer cells from lymph nodes is mediated by tumor microenvironment of metastasis doorways. Frontiers in Oncology. 10, 571100(2020).
  13. Borriello, L., Condeelis, J., Entenberg, D., Oktay, M. H. Breast cancer cell re-dissemination from lung metastases-a mechanism for enhancing metastatic burden. Journal of Clinical Medicine. 10 (11), 2340(2021).
  14. Ullah, I., et al. Evolutionary history of metastatic breast cancer reveals minimal seeding from axillary lymph nodes. The Journal of Clinical Investigation. 128 (4), 1355-1370 (2018).
  15. Gundem, G., et al. The evolutionary history of lethal metastatic prostate cancer. Nature. 520 (7547), 353-357 (2015).
  16. Brown, D., et al. Phylogenetic analysis of metastatic progression in breast cancer using somatic mutations and copy number aberrations. Nature Communications. 8, 14944(2017).
  17. Kalhor, R., Mali, P., Church, G. M. Rapidly evolving homing CRISPR barcodes. Nature Methods. 14 (2), 195-200 (2017).
  18. Kalhor, R., et al. Developmental barcoding of whole mouse via homing CRISPR. Science. 361 (6405), eaat9804(2018).
  19. McKenna, A., et al. Whole-organism lineage tracing by combinatorial and cumulative genome editing. Science. 353 (6298), aaf7907(2016).
  20. Junker, J. P., et al. Massively parallel clonal analysis using CRISPR/Cas9 induced genetic scars. bioRxiv. , 056499(2017).
  21. Zhang, W., et al. The bone microenvironment invigorates metastatic seeds for further dissemination. Cell. 184 (9), 2471.e20-2486.e20 (2021).
  22. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  23. Grau, N., et al. Spatiotemporally controlled induction of gene expression in vivo allows tracking the fate of tumor cells that traffic through the lymphatics. International Journal of Cancer. 147 (4), 1190-1198 (2020).
  24. Riihimäki, M., Thomsen, H., Sundquist, K., Sundquist, J., Hemminki, K. Clinical landscape of cancer metastases. Cancer Medicine. 7 (11), 5534-5542 (2018).
  25. Gurskaya, N. G., et al. Engineering of a monomeric green-to-red photoactivatable fluorescent protein induced by blue light. Nature Biotechnology. 24 (4), 461-465 (2006).
  26. Zhang, G. -L., Zhang, Y., Cao, K. -X., Wang, X. -M. Orthotopic injection of breast cancer cells into the mice mammary fat pad. Journal of Visualized Experiments. (143), (2019).
  27. Pavese, J., Ogden, I. M., Bergan, R. C. An orthotopic murine model of human prostate cancer metastasis. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
  28. Thies, K. A., Steck, S., Knoblaugh, S. E., Sizemore, S. T. Pathological analysis of lung metastasis following lateral tail-vein injection of tumor cells. Journal of Visualized Experiments. (159), (2020).
  29. Das, S., MacDonald, K., Sucie Chang, h-y, Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
  30. DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nature Protocols. 4 (7), 1064-1072 (2009).
  31. Hsu, C. -W., et al. EZ Clear for simple, rapid, and robust mouse whole organ clearing. eLife. 11, e77419(2022).
  32. Entenberg, D., et al. Setup and use of a two-laser multiphoton microscope for multichannel intravital fluorescence imaging. Nature Protocols. 6 (10), 1500-1520 (2011).
  33. Gambotto, A., et al. Immunogenicity of enhanced green fluorescent protein (EGFP) in BALB/c mice: identification of an H2-Kd-restricted CTL epitope. Gene Therapy. 7 (23), 2036-2040 (2000).
  34. Han, W. G. H., Unger, W. W. J., Wauben, M. H. M. Identification of the immunodominant CTL epitope of EGFP in C57BL/6 mice. Gene Therapy. 15 (9), 700-701 (2008).
  35. Stripecke, R., et al. Immune response to green fluorescent protein: implications for gene therapy. Gene Therapy. 6 (7), 1305-1312 (1999).
  36. Rosenzweig, M., et al. Induction of cytotoxic T lymphocyte and antibody responses to enhanced green fluorescent protein following transplantation of transduced CD34(+) hematopoietic cells. Blood. 97 (7), 1951-1959 (2001).
  37. Grzelak, C. A., et al. Elimination of fluorescent protein immunogenicity permits modeling of metastasis in immune-competent settings. Cancer Cell. 40 (1), 1-2 (2022).
  38. Fluegen, G., et al. Phenotypic heterogeneity of disseminated tumour cells is preset by primary tumour hypoxic microenvironments. Nature Cell Biology. 19 (2), 120-132 (2017).
  39. Yan, C., et al. Visualizing engrafted human cancer and therapy responses in immunodeficient zebrafish. Cell. 177 (7), 1903.e14-1914.e14 (2019).
  40. Borriello, L., Traub, B., Coste, A., Oktay, M. H., Entenberg, D. A permanent window for investigating cancer metastasis to the lung. Journal of Visualized Experiments. (173), (2021).
  41. Tohme, S., Simmons, R. L., Tsung, A. Surgery for cancer: a trigger for metastases. Cancer Research. 77 (7), 1548-1552 (2017).
  42. Al-Sahaf, O., Wang, J. H., Browne, T. J., Cotter, T. G., Redmond, H. P. Surgical injury enhances the expression of genes that mediate breast cancer metastasis to the lung. Annals of Surgery. 252 (6), 1037-1043 (2010).
  43. Lu, N., Piao, M. -H., Feng, C. -S., Yuan, Y. Isoflurane promotes epithelial-to-mesenchymal transition and metastasis of bladder cancer cells through HIF-1α-β-catenin/Notch1 pathways. Life Sciences. 258, 118154(2020).
  44. Jiao, B., et al. Relationship between volatile anesthetics and tumor progression: unveiling the mystery. Current Medical Science. 38 (6), 962-967 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

longmetastasemetastase uitzaaiingfotoconversietechniektumorceltrackingmetastatische kankerDendra2 labelingin vivo beeldvormingchirurgisch protocolblootstelling aan blauw licht

Gerelateerde artikelen