Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Optimalisatie van de epitheelcelcultuur van de primaire lens van muizen: een uitgebreide gids voor trypsinisatie

3.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65912

⸱

21 juni 2024

 ,  , 
1Pharmaceutical Sciences, College of Pharmacy, University of North Texas Health Science Center, 2North Texas Eye Research Institute, University of North Texas Health Science Center

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

Dit manuscript schetst een gedetailleerd videoprotocol voor het kweken van primaire lensepitheelcellen (LEC's), met als doel de reproduceerbaarheid te verbeteren en onderzoek naar cataract en posterieure capsule-opacificatie (PCO) te ondersteunen. Het biedt stapsgewijze instructies over lensdissectie, LEC-isolatie en validatie en dient als een waardevolle gids, vooral voor nieuwkomers in het veld.

Samenvatting

Lensepitheelcellen (LEC's) spelen meerdere belangrijke rollen bij het handhaven van de homeostase en de normale functie van de lens. LEC's bepalen de groei, ontwikkeling, grootte en transparantie van lenzen. Omgekeerd kunnen disfunctionele LEC's leiden tot cataractvorming en opacificatie van het achterste kapsel (PCO). Daarom is het opzetten van een robuust primair LEC-kweeksysteem belangrijk voor onderzoekers die zich bezighouden met lensontwikkeling, biochemie, cataracttherapieën en PCO-preventie. Het cultiveren van primaire LEC's heeft echter lange tijd uitdagingen opgeleverd vanwege hun beperkte beschikbaarheid, trage proliferatiesnelheid en delicate aard.

Deze studie pakt deze hindernissen aan door een uitgebreid protocol voor de primaire LEC-cultuur te presenteren. Het protocol omvat essentiële stappen zoals de formulering van een geoptimaliseerd kweekmedium, nauwkeurige isolatie van lenscapsules, trypsinisatietechnieken, subcultuurprocedures, oogstprotocollen en richtlijnen voor opslag en verzending. Gedurende het hele kweekproces werd de celmorfologie gecontroleerd met behulp van fasecontrastmicroscopie.

Om de authenticiteit van de gekweekte LEC's te bevestigen, werden immunofluorescentietests uitgevoerd om de aanwezigheid en subcellulaire distributie van kritische lenseiwitten, namelijk αA- en γ-kristallijnen, te detecteren. Dit gedetailleerde protocol voorziet onderzoekers van een waardevolle bron voor het cultiveren en karakteriseren van primaire LEC's, waardoor vooruitgang wordt geboekt in ons begrip van lensbiologie en de ontwikkeling van therapeutische strategieën voor lensgerelateerde aandoeningen.

Inleiding

De lens van het oog speelt een cruciale rol bij het gezichtsvermogen door invallend licht op het netvlies te focussen. Het bestaat uit een transparante, avasculaire structuur die bestaat uit gespecialiseerde cellen, waaronder lensepitheelcellen (LEC's) belangrijke spelers zijn. LEC's bevinden zich aan de voorkant van de lens en zijn verantwoordelijk voor het handhaven van de transparantie, het reguleren van de waterbalans en het deelnemen aan de groei en ontwikkeling van de lens 1,2. LEC's zijn een uniek type cellen dat zich aan de voorkant van de lens bevindt en een cruciale rol speelt bij het behouden van de helderheid en functie van de lens door gedurende het hele leven continu lensvezels te produceren.

Staar wordt gekenmerkt door de progressieve vertroebeling van de lens, wat resulteert in vervorming en verstrooiing van licht, wat leidt tot een verminderd gezichtsvermogen 3,4. De precieze mechanismen die ten grondslag liggen aan de vorming van cataract zijn complex en multifactorieel, waarbij verschillende cellulaire en moleculaire processen betrokken zijn, zoals UV-straling, oxidatieve schade en glycatie5,6. LEC's blijken aanzienlijk bij te dragen aan de ontwikkeling van staar, waardoor ze een essentieel aandachtspuntvan onderzoek zijn 1,2,7,8,9.

Bovendien is een van de meest urgente problemen in de oogheelkunde tegenwoordig de relatief hoge incidentie van opacificatie van het achterste kapsel (PCO), ook bekend als secundair cataract. PCO blijft de meest voorkomende complicatie na een staaroperatie en treft tot 20-40% van de volwassen patiënten en 100% van de kinderen binnen 5 jaarna de operatie. PCO wordt voornamelijk veroorzaakt door de resterende LEC's die in de capsulaire zak achterblijven na cataractextractie. Deze cellen ondergaan een veelzijdige pathofysiologische transformatie waarbij niet alleen de epitheliale naar mesenchymale overgang (EMT) betrokken is, maar ook de differentiatie van LEC's naar lensvezels, wat resulteert in een celpopulatie die een mengsel is van LEC's, vezels en myofibroblasten 11,12,13. De getransformeerde cellen vermenigvuldigen zich en migreren over het achterste lenskapsel, wat leidt tot slechtziendheid. Inzicht in het gedrag en de controlemechanismen van LEC's in kweekmodellen kan waardevolle inzichten opleveren in de preventie en het beheer van PCO. Daarom is dit protocol voor het kweken van LEC's een essentieel hulpmiddel voor oogheelkundige onderzoekers die deze veel voorkomende postoperatieve complicatie willen bestuderen, begrijpen en uiteindelijk bestrijden.

Om de fijne kneepjes van LEC-biologie en haar rol in cataractvorming en PCO te ontrafelen, is het essentieel om robuuste en reproduceerbare in vitro primaire celkweeksystemen op te zetten. Primaire LEC-cultuur biedt onderzoekers een gecontroleerde omgeving om de functies, signalering en moleculaire kenmerken van LEC's te bestuderen. Bovendien maakt het het mogelijk om cellulaire processen en de effecten van verschillende experimentele omstandigheden te onderzoeken, wat waardevolle inzichten oplevert in de fysiologie en pathologie van lenzen.

Eerder onderzoek heeft ons begrip van LEC-kweektechnieken verrijkt: 14,15,16,17,18,19,20. Hoewel deze studies verschillende methodologieën hebben gebruikt en significante bevindingen hebben opgeleverd over LEC-gedrag en -kenmerken, ontbreekt een uitgebreid en toegankelijk video-opnameprotocol voor het kweken van LEC's in de huidige literatuur. Deze beperking kan het vermogen van beginnende onderzoekers om de technieken nauwkeurig te reproduceren belemmeren en kan leiden tot inconsistenties en variaties in experimentele resultaten. Door een video-opnameprotocol te bieden, wil dit onderzoeksartikel deze kloof overbruggen en een gestandaardiseerde bron bieden die de reproduceerbaarheid kan verbeteren en kennisoverdracht op het gebied van LEC-cultuur kan vergemakkelijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de Association for Research in Vision and Ophthalmology for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. Procedurele goedkeuring werd verleend door de Animal Care and Use Committee van het Health Science Center van de University of North Texas (protocolnummer: IACUC-2022-0008). In deze onderzoeken werden jonge C57BL/6J-muizen gebruikt, meestal jonger dan 2 weken.

1. Voorbereiding van het kweekmedium en lensdissectie

  1. Bereid kweekmedium voor door 50 ml foetaal runderserum (FBS) en 0,1 ml 50 mg/ml gentamicine toe te voegen aan 450 ml DMEM.
  2. C57BL/6J muizen jonger dan 2 weken op humane wijze euthanaseren.
    OPMERKING: We hebben geëuthanaseerd met behulp van de CO2 -inhalatiemethode. Een optimaal debiet voor CO2 -euthanasiesystemen moet 30% tot 70% van het kamer- of kooivolume per minuut verplaatsen.
  3. Verwijder de oogleden voorzichtig met een chirurgische schaar en oefen delicate druk uit met een gebogen pincet aan weerszijden van de oogkas, waardoor het oog naar buiten uitsteekt. Maak een zorgvuldige incisie in het hoornvlies met behulp van het staarmes en verwijder de lens voorzichtig met een gebogen pincet, zodat de lens of het kapsel niet beschadigd raakt.
    NOTITIE: Wees voorzichtig bij het uitvoeren van deze stappen om de integriteit van het lenskapsel te behouden. Vanwege de delicate aard van de lens is het belangrijk om ontleedgereedschap met gebogen en stompe punten te gebruiken om het risico op lensbeschadiging te minimaliseren.
  4. Gebruik een gebogen pincet met stompe punten om de lenzen over te brengen in een plastic weefselkweekschaal van 60 mm gevuld met 5 ml voorverwarmde en steriele Dulbecco's fosfaatgebufferde zoutoplossing (DPBS) met 10 μg/ml gentamicine.
  5. Spoel de lenzen voorzichtig af met DPBS-oplossing die 10 μg/ml gentamicine bevat om mogelijk vuil of verontreinigingen te verwijderen, de lenzen voor te bereiden op verdere verwerking en een steriele kweekomgeving te behouden.
  6. Om een voldoende aantal LEC's te verkrijgen, combineert u vier lenzen voor een kweekplaat met 24 putjes en zes lenzen voor een kweekplaat met 6 putjes.

2. Isolatie van LEC's

  1. Plaats de lens na het spoelen op een stuk filtreerpapier en laat deze drogen.
  2. Zodra de lens voldoende droog is, brengt u deze voorzichtig over op het deksel van een petrischaal ter voorbereiding op het verwijderen van het lenskapsel.
  3. Draai de lens naar boven en zorg ervoor dat het voorste segment naar boven wijst. Terwijl u het pincet gebruikt om het voorste kapsel vast te houden, gebruikt u de capsulorhexis-pincet in de dominante hand om een klein scheurtje in het kapsel te maken. Trek de twee gereedschappen voorzichtig in tegengestelde richtingen om de capsule te verwijderen en plaats deze in DPBS totdat alle lensdissecties zijn voltooid.
    OPMERKING: Om discrepanties te voorkomen, moeten onderzoekers elk lensepitheelkapsel onmiddellijk ontleden en tijdelijk opslaan in DPBS. Pas na voltooiing van alle dissecties worden de capsules collectief overgebracht naar trypsine dat op 37 °C wordt gehouden, waardoor een gesynchroniseerde en uniforme blootstelling wordt gegarandeerd.
  4. Breng het lenskapsel voorzichtig over op een plaat met 6 putjes. Voeg 1 ml 0,05% trypsine-oplossing toe aan elk putje om het enzymatische verteringsproces op gang te brengen.
  5. Roer de trypsine-oplossing voorzichtig om een gelijkmatige permeatie te garanderen. Plaats de plaat in een celkweekincubator en laat de capsule 8-10 minuten verteren bij 37 °C.
    OPMERKING: Deze stap vergemakkelijkt de afbraak van het weefsel van het lenskapsel en de daaropvolgende afgifte van individuele epitheelcellen.
  6. Hak na de incubatie het verteerde lenskapsel voorzichtig fijn met een ontleedschaar om eventuele resterende weefselklonten af te breken en de celscheiding te bevorderen.
    OPMERKING: Grondigheid bij het verminken van weefsel wordt benadrukt om een efficiënte celafgifte uit de verteerde lenscapsules te garanderen.
  7. Voeg 0,5 ml van het kweekmedium met 10% FBS toe om de trypsine te blussen. Breng de weefselmonsters over in een centrifugatiebuis en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 1.000 × g .
  8. Verwijder het supernatans voorzichtig zonder de celkorrel te verstoren. Gebruik 1 ml kweekmedium om de cellen te resuspenderen en de cellen te zaaien in een plaat met 24 putjes.
  9. Verander het kweekmedium elke 2-3 dagen.

3. LEC's subcultuur

  1. Zodra de cellen samenvloeiing hebben bereikt, verwijdert u het medium uit de kweekschaal. Ga verder met het wassen van de cellen 2x met 1 ml DPBS.
  2. Voeg 200 μL trypsine-EDTA-oplossing toe en plaats de cellen gedurende 5 minuten in de incubator.
  3. Haal na incubatie de cellen uit de incubator en inspecteer ze onder een microscoop om te bevestigen dat ze zijn losgekomen van de kweekschaal en zijn gaan drijven.
  4. Voeg 1 ml kweekmedium toe en pipetteer de cellen voorzichtig 3-5x om alle cellen los te maken.
  5. Breng de cellen over in centrifugebuisjes en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 1.000 × g .
  6. Verwijder voorzichtig het supernatans en suspendeer de cellen in het volledige groeimedium.
  7. Tel indien nodig het celaantal met behulp van een hemocytometer.
  8. Verdeel de celsuspensie in een verhouding van 1:2 of 1:3 voor subcultivatiedoeleinden.
  9. Wanneer de cultuur weer samenvloeit, herhaalt u de bovengenoemde procedures.
    OPMERKING: LEC's gedijen goed in kweekomstandigheden met een hoge dichtheid. Vermijd overmatig verdunnen van de cellen, omdat dit hun groei kan belemmeren.

4. Opslag en verzending

OPMERKING: Het ideale mobiele nummer voor opslag is ~1 × 106.

  1. Was de cellen 3x grondig met 1 ml DPBS. Voeg na het wassen 1 ml trypsine-EDTA-oplossing toe en plaats de cellen gedurende 5 minuten in de couveuse.
  2. Voeg 2 ml compleet kweekmedium toe en breng de celsuspensie over in de centrifugebuis en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 1.000 × g .
  3. Gooi het supernatans weg en resuspendeer de cellen in een vriesmedium bestaande uit 90% FBS en 10% DMSO, waarbij wordt gestreefd naar een celdichtheid van 1 × 106 cellen/ml. Breng de celsuspensie over naar de cryovial.
  4. Verplaats de cellen onmiddellijk gedurende 1 uur naar een omgeving van -20 °C, gevolgd door -80 °C gedurende een nacht, voordat ze permanent in vloeibare stikstof worden opgeslagen.
    OPMERKING: Als er geen vloeibare stikstof beschikbaar is, kunnen de cellen na een eerste uur bij -20 °C bij -80 °C worden bewaard.
  5. Als er een zending nodig is, verzend dan de cellen in de cryovial in een pakket met droogijs voor levering 's nachts.
  6. Zorg na ontvangst van de cellen voor een snel herstel en plaats de cellen in de subcultuur. Als onmiddellijke kweek niet haalbaar is, breng de cellen dan over naar vloeibare stikstof voor langdurige opslag.
    NOTITIE: Als de cellen moeten worden verzonden, zorg er dan voor dat de monsters diep in het droogijs worden begraven om mogelijke schade door temperatuurschommelingen te voorkomen.

5. Validatie van LEC's

  1. Plaat LEC's in kweekschalen van 35 mm met afdekglaasjes en kweek ze ongeveer 48 uur.
  2. Was de cellen 2x met PBS en fixeer de cellen met koude methanol gedurende 10 min bij -20 °C.
  3. Was de vaste cellen gedurende 3 x 5 min met PBS en incubeer de vaste cellen met blokkeerbuffer gedurende 1 uur bij kamertemperatuur om niet-specifieke binding te voorkomen.
  4. Na blokkering de cellen een nacht bij 4 °C incuberen, waarbij de primaire antilichamen (αA-kristallijn, γ-kristallijn en PROX1-antilichamen) afzonderlijk worden verdund in een verhouding van 1:50 in de verdunningsbuffer.
  5. Was de cellen gedurende 3 x 5 minuten met PBS en incubeer de cellen met het secundaire antilichaam verdund 1:100 in verdunningsbuffer gedurende 1 uur.
  6. Was de cellen gedurende 3 x 5 minuten met PBS en kleur de cellen met 5 μg/ml Hoechst 33342 in PBS gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur om de kernen te visualiseren.
  7. Was de cellen gedurende 2 x 5 minuten met PBS om overtollige kleuringsoplossing te verwijderen en maak fluorescerende beelden van de cellen met behulp van een fluorescentiemicroscoop met behulp van het DAPI-kanaal voor kernen en het FITC-kanaal voor αA-, γ-kristallijnen en PROX1.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Zoals te zien is in figuur 2, hechtten primaire LEC's van C57BL/6J-muizen zich door het volgen van dit protocol binnen een periode van 4 uur aan de schaal. Er waren met name zichtbare overblijfselen van andere weefsels, zoals delen van het achterste kapsel en lensvezelcellen. Deze onbedoelde elementen hechtten zich echter niet aan de schaal en konden daarom worden verwijderd door het kweekmedium te veranderen. Vervolgens begonnen de LEC's tussen de derde en vijfde dag met hun proliferatiefas...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, biedt een uitgebreide, stapsgewijze handleiding voor de succesvolle isolatie, cultuur en subcultuur van primaire LEC's, compleet met bijbehorende videodocumentatie. De gedetailleerde visuele gids naast de schriftelijke instructies verbetert de duidelijkheid en toegankelijkheid van het protocol en bevordert het gebruik en de reproduceerbaarheid ervan onder onderzoekers in het veld. Het uiteindelijke doel is om bij te dragen aan de groeiende hoeveelheid kennis over de ro...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs verklaren dat ze geen belangenconflicten hebben.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door NEI R21EY033941 (aan Hongli Wu); Ministerie van Defensie W81XWH2010896 (naar Hongli Wu); R15GM123463-02 (aan Kayla Green en Hongli Wu)

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
0,05% Trypsin-EDTAThermo Fisher#25300054Voor LECs dissociatie
Alexa Fluor 488 Secundair Antilichaam Jackson ImmunoResearch#715-545-150Voor celvalidatie
Alexa Fluor 647 AffiniPure Geit Anti-Konijn IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch111-605-003Voor celvalidatie
Antilichaam verdunningsbufferLicor#927-60001Voor celvalidatie
Veiligheidsmes van BeaverBeaver-Visitec International#3782235Voor lensdissectie
Blocking bufferLicor#927-60001Voor celvalidatie
Capsulorhexis forcepsTitan Medical InstrumentsTMF-124Voor lenscapsule isolatie
DMEMSigma AldrichD6429Voor LECs kweekmedium
DMSOSigma Aldrich#D2650Voor het maken van bevriezingsmedium 
Dulbecco's Fosfaat Gebufferde Saline Thermo Fisher#J67802Voor lensdissectie
Dumont pincettenRoboz Surgical InstrumentRS-4976Voor lenscapsule isolatie
EpiCGS-a (optioneel)ScienCell4182Voor LECs kweekmedium
FBSSigma AldrichF2442Voor LECs kweekmedium
Gentamicine (50 mg/mL)Sigma-AldrichG1397Voor LECs kweekmedium
Hoechst 33342 oplossingThermo Fisher#62249Voor celvalidatie
Micro-dissectie schaarRoboz Surgical Instrument RS-5983Voor lensdissectie
Micro-dissectie pincettenRoboz Surgical Instrument RS5137 Voor lensdissectie
PROX1 antilichaamThermo Fisher11067-2-APVoor celvalidatie
Vannas micro-dissectie veerschaarRoboz Surgical InstrumentRS-5608Voor lenscapsule isolatie
αA-crystallin antilichaamSanta Cruzsc-28306Voor celvalidatie 
γ-crystallin antilichaamSanta Cruzsc-365256Voor celvalidatie

Referenties

  1. Bermbach, G., Mayer, U., Naumann, G. O. Human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 52 (2), 113-119 (1991).
  2. Reddy, V. N., Lin, L. R., Arita, T., Zigler, J. S. Jr, Huang, Q. L. Crystallins and their synthesis in human lens epithelial cells in tissue culture. Experimental Eye Research. 47 (3), 465-478 (1988).
  3. Lee, C. M., Afshari, N. A. The global state of cataract blindness. Current Opinion in Ophthalmology. 28 (1), 98-103 (2017).
  4. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  5. Beebe, D. C., Holekamp, N. M., Shui, Y. B. Oxidative damage and the prevention of age-related cataracts. Ophthalmic Research. 44 (3), 155-165 (2010).
  6. Lou, M. F. Redox regulation in the lens. Progress in Retinal and Eye Research. 22 (5), 657-682 (2003).
  7. Charakidas, A., et al. Lens epithelial apoptosis and cell proliferation in human age-related cortical cataract. European Journal of Ophthalmology. 15 (2), 213-220 (2005).
  8. Lou, M. F. Glutathione and glutaredoxin in redox regulation and cell signaling of the lens. Antioxidants (Basel). 11 (10), 1973(2022).
  9. Wilhelm, J., Smistik, Z., Mahelkova, G., Vytasek, R. Redox regulation of proliferation of lens epithelial cells in culture. Cell Biochemistry & Function. 25 (3), 317-321 (2007).
  10. Zhang, Y., et al. Research progress concerning a novel intraocular lens for the prevention of posterior capsular opacification. Pharmaceutics. 14 (7), 1343(2022).
  11. Konopinska, J., Mlynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. Journal of Clinical Medicine. 10 (13), 2847(2021).
  12. Pandey, S. K., Apple, D. J., Werner, L., Maloof, A. J., Milverton, E. J. Posterior capsule opacification: A review of the aetiopathogenesis, experimental and clinical studies and factors for prevention. Indian Journal of Ophthalmology. 52 (2), 99-112 (2004).
  13. Wei, Z., et al. Aged lens epithelial cells suppress proliferation and epithelial-mesenchymal transition-relevance for posterior capsule opacification. Cells. 11 (13), 2001(2022).
  14. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Miller, G. G., Blair, D. G., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture--iv. Some characteristics of the process, including possible in vitro models for pathogenic processes in cataractogenesis. Vision Research. 21 (1), 25-35 (1981).
  15. Creighton, M. O., Mousa, G. Y., Trevithick, J. R. Differentiation of rat lens epithelial cells in tissue culture. (i) effects of cell density, medium and embryonic age of initial culture. Differentiation. 6 (3), 155-167 (1976).
  16. Ibaraki, N., Ohara, K., Shimizu, H. Explant culture of human lens epithelial cells from senile cataract patients. Japanese Journal of Ophthalmology. 37 (3), 310-317 (1993).
  17. Sundelin, K., Petersen, A., Soltanpour, Y., Zetterberg, M. In vitro growth of lens epithelial cells from cataract patients - association with possible risk factors for posterior capsule opacification. The Open Ophthalmology Journal. 8, 19-23 (2014).
  18. Parreno, J., et al. Methodologies to unlock the molecular expression and cellular structure of ocular lens epithelial cells. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 983178(2022).
  19. Andjelic, S., et al. Morphological and proliferative studies on ex vivo cultured human anterior lens epithelial cells - relevance to capsular opacification. Acta Ophthalmologica. 93 (6), e499-e506 (2015).
  20. Andjelic, S., et al. A simple method for establishing adherent ex vivo explant cultures from human eye pathologies for use in subsequent calcium imaging and inflammatory studies. Journal of Immunology Research. 2014, 232659(2014).
  21. Andley, U. P., Rhim, J. S., Chylack, L. T. Jr, Fleming, T. P. Propagation and immortalization of human lens epithelial cells in culture. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 35 (7), 3094-3102 (1994).
  22. Zhou, M., Leiberman, J., Xu, J., Lavker, R. M. A hierarchy of proliferative cells exists in mouse lens epithelium: Implications for lens maintenance. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (7), 2997-3003 (2006).
  23. Wolffe, A. P., Glover, J. F., Tata, J. R. Culture shock. Synthesis of heat-shock-like proteins in fresh primary cell cultures. Experimental Cell Research. 154 (2), 581-590 (1984).
  24. Haykin, V., et al. Bioimage analysis of cell physiology of primary lens epithelial cells from diabetic and non-diabetic cataract patients. Biotechnology & Biotechnological Equipment. 35 (1), 170-178 (2021).
  25. Menko, A. S., Klukas, K. A., Johnson, R. G. Chicken embryo lens cultures mimic differentiation in the lens. Developmental Biology. 103 (1), 129-141 (1984).
  26. Zelenka, P. S., Gao, C. Y., Saravanamuthu, S. S. Preparation and culture of rat lens epithelial explants for studying terminal differentiation. Journal of Visualized Experiments. (31), 1591(2009).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

lens-epitheelcellenmuislenscultuurprimaire celcultuurisolatie van het lenskapseltrypsinisatietechniekcataractvormingtroebeling van het achterkapselfasecontrastmicroscopieimmunofluorescentie-assayantioxidatieve enzymen
Optimalisatie van de epitheelcelcultuur van de primaire lens van muizen: een uitgebreide gids voor trypsinisatie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.