Dit artikel presenteert de methodologie voor het blootstellen van mensen aan larvale Ixodes scapularis voor klinisch onderzoek. De techniek is relatief eenvoudig, acceptabel voor de onderzoeksvrijwilligers en kan worden aangepast aan de experimentele behoeften. Dergelijk onderzoek met menselijke proefpersonen moet worden uitgevoerd volgens protocollen voor klinisch onderzoek die zijn goedgekeurd door de bevoegde regelgevende instanties.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
Een model voor experimentele blootstelling van mensen aan larvale Ixodes scapularis-teken
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Door teken overgedragen ziekten zijn een belangrijk probleem voor de volksgezondheid in de Verenigde Staten en wereldwijd. Teken zijn verplichte bloedvoedende geleedpotigen; Een ixodide teek moet aan de huid van de gastheer blijven zitten en zijn meerdaagse voedingsproces voltooien om zijn bloedmaaltijd te verkrijgen. Het blootstellen van dieren aan teken is een gangbare praktijk voor het bestuderen van de reacties van de gastheer op tekenbeten en door teken overgedragen ziekten. We ontwikkelden de procedure, voerden het eerste menselijke onderzoek uit en publiceerden de bevindingen over het blootstellen van menselijke vrijwilligers aan niet-geïnfecteerde larvale Ixodes scapularis-teken . Dit artikel beschrijft de methodologie die is gebruikt om het insluitingsverband te construeren, hoe de teken op de gastheer moeten worden aangebracht en vastgezet, hoe het verband moet worden onderhouden en hoe de teken van de gastheer kunnen worden verwijderd. Het blootstellen van vrijwilligers aan tekenbeten is een experimentele procedure en moet worden uitgevoerd volgens een klinisch onderzoeksprotocol dat is goedgekeurd door de bevoegde regelgevende instanties. Deze methode maakt translationeel onderzoek mogelijk om de menselijke reactie op tekenbeten beter te begrijpen en de ontwikkeling van diagnostiek, preventie en therapieën voor door teken overgedragen ziekten te bevorderen.
Inleiding
Harde teken (Ixodidae: Acari) zijn verplichte bloedvoedende ectoparasieten die wereldwijd voorkomen en in staat zijn een breed scala aan ziekteverwekkers over te dragen, waaronder bacteriën, virussen en parasieten, die van groot medisch en veterinair belang zijn. Ixodid-teken moeten dagenlang aan de gastheer blijven vastzitten om een bloedmaaltijd te voltooien, en ze hebben het vermogen om aan de huid vast te blijven zitten terwijl ze herkenning vermijden, lokale bloedstolling voorkomen en langdurige voeding vergemakkelijken 1,2,3. Dierstudies hebben aangetoond dat niet-toegeeflijke gastheren resistentie krijgen tegen tekenbeten bij herhaalde blootstelling aan teken, wat kan leiden tot een verminderd vermogen om een ziekteverwekker over te dragen, terwijl teken herhaaldelijk tolerante gastheren kunnen parasiteren. Verworven tekenresistentie is afhankelijk van de aard van de immuunrespons van de gastheer 4,5,6,7.
Door teken overgedragen ziekten vormen een toenemende bedreiging in de Verenigde Staten (VS), waarbij het aantal gemelde gevallen tussen 2004 en 2016 meer dan verdubbelde 8,9. Als gevolg van klimaatverandering blijft het geografische bereik van verschillende teken zich uitbreiden10,11. De belangrijkste door teken overgedragen ziekten in de VS zijn de ziekte van Lyme, anaplasmose, ehrlichiose, gevlekte koorts, rickettsiose, babesiose, tularemie en Powassan-virusziekte8. De ziekte van Lyme, veroorzaakt door een infectie met Borrelia burgdorferi sensu lato, is de meest voorkomende door teken overgedragen ziekte in de VS en Europa12. Met ongeveer 476.000 mensen die jaarlijks in de VS met de ziekte van Lyme worden gediagnosticeerd, is er zowel een volksgezondheids- als economische last voor individuen en voor de samenleving 13,14,15.
Ixodes scapularis (de zwartbenige of hertenteek) is de primaire vector voor de ziekte van Lyme, evenals anaplasmose, babesiose, de ziekte van Borrelia miyamotoi en de ziekte van het Powassan-virus in de VS. Andere medisch belangrijke tekensoorten in de VS zijn Amblyomma americanum (Lone star tick), Dermacentor variabilis (Amerikaanse hondenteek), Ixodes pacificus (westelijke zwartbenige teek), Dermacentor andersoni (Rocky Mountain wood tick), Ixodes cookei (Groundhog tick), Dermacentor occidentalis (Pacific Coast tick), Rhipicephalus sanguineus (bruine hondenteek) en Amblyomma maculatum (Gulf Coast tick)16.
Het ontwikkelen van een methode om onderzoeksvrijwilligers bloot te stellen aan tekenbeten ondersteunt studies die de natuurlijke vector gebruiken om te zoeken naar bewijs van infectie, een procedure die bekend staat als xenodiagnose 17,18,19,20,21, en om meer te weten te komen over immuniteit geïnduceerd door blootstelling aan teken, wat kan bijdragen aan de ontdekking van een anti-tekenvaccin 5,6,7. De hier beschreven procedure is ontwikkeld en gebruikt in het eerste onderzoek bij mensen met in het laboratorium gekweekte Ixodes scapularis-larve voor xenodiagnose van B. burgdorferi-infectie na antibioticatherapie (NCT01143558), gepubliceerd in 201419. Het systeem is met succes gebruikt in een fase 2-studie waarin werd onderzocht of een positieve xenodiagnose correleerde met het aanhouden van symptomen na antibioticabehandeling van de ziekte van Lyme (NCT02446626) en in een studie naar de reactie van de gastheer op tekenbeten (NCT05036707).
Dit procedureprotocol beschrijft het proces voor het maken van het insluitingsverband, de procedure voor het plaatsen van teken en de procedure voor het verwijderen van teken, evenals de zorg ter plaatse die nodig is om het insluitingsverband te onderhouden. De details met betrekking tot de pathogeenvrije I. scapularis tekenkolonie en tekenblootstellingsprocedures die voor de hierboven geciteerde onderzoeken zijn gebruikt, zijn eerder beschreven19,22. Deze methodologie biedt een flexibel onderzoeksinstrument dat kan worden aangepast aan het bestuderen van verschillende aspecten van de reactie van de menselijke gastheer op tekenbeten, de effectiviteit van tekenpreventiemedicijnen, evenals de ziekte van Lyme en andere door teken overgedragen ziekten.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Het blootstellen van vrijwilligers aan tekenbeten is een experimentele methode en moet worden uitgevoerd volgens een klinisch onderzoeksprotocol dat is goedgekeurd door de relevante regelgevende instanties. De klinische onderzoeken (NCT01143558, NCT02446626 en NCT05036707) werden goedgekeurd door de respectieve institutionele beoordelingscommissies, uitgevoerd onder vrijstellingen voor hulpmiddelen voor onderzoek verleend door de Amerikaanse Food and Drug Administration, en uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen voor goede klinische praktijken. Bovendien werden deze onderzoeken geregistreerd bij ClinicalTrials.gov en werd schriftelijke geïnformeerde toestemming verkregen van alle deelnemers.
1. Voorbereiding van het insluitingsverband
- Om een meetsjabloon te maken, kopieert u het 3 "x 3" hydrocolloïde insluitingsverband langs de zijkant van de meetlijnen (Figuur 1A en Tabel met materialen).
- Knip de gefotokopieerde sjabloon langs de lijn van 1 inch. Snijd vervolgens langs de lijn van 2 inch en maak een cirkel van 2 inch met een midden van 1 inch (Figuur 1B).
- Snijd met behulp van deze sjabloon het niet-klevende schuimverband om een cirkel van 2 cm te maken met een midden van 1 inch (Figuur 2A, B en Tabel met materialen).
- Snijd met dezelfde sjabloon een cirkel van 2 cm in het midden van het extra dunne hydrocolloïdverband van 4 x 4 inch (Figuur 2C, D).
- Snijd de hydrocolloïde laag van het 3 "x 3" insluitingsverband bij de 11/2" lijn.
- Trek de papieren voering van de hydrocolloïde laag van het insluitingsverband terug om de lijm bloot te leggen. Plaats het gesneden schuimverband binnen de cirkel van 2 cm van de lijm (Figuur 3A). Dit zorgt ervoor dat het schuimverband verder reikt dan de opening van het insluitingsverband. Plaats de papieren voering terug op de hydrocolloïde laag van het verband (Figuur 3B).
OPMERKING: Deze metingen werden gebruikt voor onderzoeken met maximaal 10 larvale I. scapularis-teken . Voor studies met maximaal 30 larvale I. scapularis-teken werd de sjabloon voor het schuimcentrum tussen de 1" en 11/2" markeringen gesneden om een groter gebied voor plaatsing mogelijk te maken. De afmetingen van het insluitingsverband kunnen worden aangepast aan de onderzoeksopzet.
2. Plaatsing van het vinkje
- Vink opslag aan
- Bewaar de larven van I. scapularis teken in een koelkast van medische kwaliteit met een temperatuur van 9-10 °C.
- Bewaar de teken in een injectieflacon bedekt met een gaasdop om voldoende luchtstroom mogelijk te maken. Verpak de injectieflacon met teken in een afsluitbare plastic zak met een licht bevochtigde spons om de luchtvochtigheid op peil te houden en uitdroging te voorkomen.
- Het plaatsen van de teken
- Haal de teken uit de koelkast om ze op kamertemperatuur te laten komen. De teken kunnen binnen 15 minuten buiten de koelkast actief worden.
- Plaats een wit vel rond het plaatsingsgebied om gemakkelijk een per ongeluk gevallen teek te visualiseren.
- Bevochtig een gaasje van 4 "x 4" met schoon water of zoutoplossing en gebruik het om de huid van de plaatsingsplaats schoon te maken. Het gebied moet worden drooggedept of aan de lucht worden gedroogd.
OPMERKING: Houd bij het selecteren van de lichaamsplaats voor het plaatsen van teek rekening met gebieden die de dagelijkse activiteiten van de vrijwilliger niet beperken en waar de integriteit van het verband gemakkelijk door de deelnemer kan worden gecontroleerd. Plaats teken niet op plaatsen waar ze door directe druk kunnen worden verpletterd (bijv. de rug). Evalueer het lichaamshaar van de deelnemer en knip indien nodig overtollig lichaamshaar zorgvuldig af met een schaar op de plaats van de lijm, om schade aan de huid te voorkomen. Vermijd het gebruik van een scheermes voor ontharing, omdat dit het risico op huidletsel en infectie kan vergroten. - Zodra de huid droog is, verwijdert u de zelfklevende voering van de hydrocolloïde zijde van het voorbereide verband en bevestigt u deze stevig op de huid op de plaatsingsplaats, waarbij u ervoor zorgt dat de gaaslaag open blijft.
- Breek het houten wattenstaafje (zie Materiaaltabel) doormidden om de gekartelde uiteinden bloot te leggen.
- Open voorzichtig de injectieflacon met teken.
- Breng met het gekartelde uiteinde van het houten wattenstaafje actieve teken over uit de injectieflacon en plaats ze op de huid in het insluitingsverband (Figuur 4A). Laat een extra teamlid de plaatsingsplaats van de teken in de gaten houden om ervoor te zorgen dat de teken in het insluitingsverband blijven. Gebruik plakband om teken op te vangen die tijdens dit proces uit de injectieflacon ontsnappen.
NOTITIE: Het breken van een houten wattenstaafje en het gebruik van het gekartelde uiteinde is effectief voor tekenmanipulatie en overdracht zonder schade aan de teken te veroorzaken. Een kleine borstel met zachte haren in een lichte kleur werkt ook voor het overbrengen van teken van de container naar de huidplaats. - Zodra het gespecificeerde aantal teken voor het onderzoek is geplaatst, verwijdert u de zelfklevende voering van de gaaslaag van het insluitingsverband en sluit u deze over de opening.
- Nadat u ervoor hebt gezorgd dat de lijm stevig is bevestigd, brengt u het voorbereide extra dunne hydrocolloïdverband van 4 "x 4" aan op het insluitingsverband voor extra veiligheid (Figuur 4B).
OPMERKING: Aanvullende informatie over de pathogeenvrije I. scapularis tekenkolonie en de duur van de blootstellingsprocedures voor teken die in de geciteerde onderzoeken worden gebruikt, is te vinden in de secties methoden van de gepubliceerde onderzoeken19,22.
3. Onderhoud van de site
- Geef een waterkeringsafdekking en 2" hypoallergene tape (zie Materiaaltabel) aan de deelnemer aan het onderzoek.
- Geef instructies voor de zorg voor de tekeninsluitingsplaats.
- Controleer het verband regelmatig en controleer de randen op een goede hechting aan de huid. Breng indien nodig extra tape aan om de verbandranden te verstevigen.
- Kras niet op de plaats van het verband en onthoud u van het openen of verwijderen van het verband tijdens de onderzoeksperiode.
- Vermijd baden of weken in water. Vermijd ook warme douches en beperk de duur van het douchen. Bescherm voor het douchen het insluitingsverband met de meegeleverde waterkeringsafdekking en verwijder het na voltooiing van de douche. Dep het verband voorzichtig droog en inspecteer het om er zeker van te zijn dat het goed vastzit.
- Vermijd activiteiten die kunnen leiden tot hevige transpiratie en de integriteit van het verband in gevaar kunnen brengen (bijv. aërobe oefeningen, lange wandelingen).
4. Teek verwijderen
- Voorbereiding van inzamelingsflesjes
- Label de flesjes voor het verzamelen van teken met de gewenste identificatiegegevens (bijv. studiecode, datum).
- Als het bewaren van levende teken nodig is, prik dan met een naald van 20 G gaatjes in de dop van de injectieflacons. Gebruik een laag nylon of polyester gaas samen met de dop om de injectieflacon af te dichten. Doe een klein stukje vochtige spons in een afsluitbare zak met de flacon met teken om de luchtvochtigheid op peil te houden.
- Het verwijderen van de teken
- Leg witte lakens rond de verbandplaats en zorg ervoor dat er een opvangbak binnen handbereik is.
- Verwijder met alcoholdoekjes voorzichtig het verband van de huid.
- Eenmaal volledig verwijderd, plaatst u het verband in het opvangbassin en onderzoekt u het op de aanwezigheid van losgemaakte teken.
- Beoordeel de plaatsingsplaats op aangehechte teken. Teken die zich tot voltooiing hebben gevoed, zullen loskomen (Figuur 5A). Gebruik voor de resterende aangehechte teken een pincet met een fijne punt om te verwijderen (Figuur 5B).
- Reinig de huid met alcoholdoekjes of water en zeep.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
De studie toonde aan dat de procedure veilig is en goed wordt verdragen, met als belangrijkste bijwerking milde jeuk op de plaats van de beten, waargenomen in 58% van de procedures. Er waren geen ernstige bijwerkingen die verband hielden met de procedure bij gebruik van schone, in het laboratorium gekweekte larven I. scapularis teken19. In de 43 uitgevoerde procedures was het gemiddelde percentage herstel van aangehechte teken in vergelijking met geplaatste teken 45% ± 27% (SD), met een m...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
Hoewel dierstudies met blootstelling aan teken 4,5,6,7,21 van onschatbare waarde zijn geweest bij het vergroten van ons begrip van de reactie van de gastheer op door teken overgedragen ziekten en tekenbeten, hebben deze modellen beperkingen in hoe goed ze de menselijke gastheerrespons voorspellen. Dit model, dat de methodologie beschrijft om mensen op een geco...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
Dr. Adriana Marques heeft een patent US 8,926,989 B2; en is een onbezoldigd wetenschappelijk adviseur van de Global Lyme Alliance en van de American Lyme Disease Foundation. Siu Ping Turk en Aleah Eschman hebben geen associatie die een belangenconflict zou kunnen opleveren. De inhoud van deze publicatie weerspiegelt niet noodzakelijkerwijs de standpunten of het beleid van het ministerie van Volksgezondheid en Human Services, noch impliceert de vermelding van handelsnamen, commerciële producten of organisaties goedkeuring door de Amerikaanse regering.
Dankbetuigingen
Dit onderzoek werd ondersteund door het Intramural Research Program van de NIH, National Institute of Allergy and Infectious Diseases. We danken Linden T. Hu, Sam R. Telford III, Kenneth Dardick, Carla Williams, Erin Chung en Christina Brandeburg voor hun deelname aan de ontwikkeling van de procedures.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| 20 G naald | Elk merk | Voor het doorprikken van de flacondopb. | |
| 3" x 3" beschermende dressing | Monarch Labs Namen | LeFlap | https://www.monarchlabs.com/ordering |
| 4" x 4" extradunne hydrocolloïde dressing | ConvaTec | DuoDerm | https://www.convatec.com/products/advanced-wound-care/brand-names/pc-wound-duoderm-granluflex/duoderm-extra-thin-dressing/ |
| 4" x 4" gaas | Monarch Labs Namen | Voor het reinigen van de huid | |
| Schone water of zoutoplossing | Voor het reinigen van de huid | ||
| Vochtigheidsbarrière (bijv. 7" x 7") | AquaGuard | TIDI | Voor het douchen, ttps://www.tidiproducts.com/product-listing/aquaguard-shower-cover-sheets |
| Niet-klevend schuimverband | Coloplast | Biatain | https://www.coloplast.us/biatain-non-adhesive-en-us.aspx |
| Rol van 2" hypoallergene tape | Monarch Labs Namen | Durapore | Voor het versterken van het beschermende verband. |
| Rol van plakband | Voor het vangen van teken | ||
| Flessen voor verzameling (bijv. cryoflessen) | Ependorf | ECC200 |
Referenties
- Yeh, M. T., et al. Determining the duration of Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) attachment to tick-bite victims. J Med Entomol. 32 (6), 853-858 (1995).
- Piesman, J., Mather, T. N., Sinsky, R. J., Spielman, A. Duration of tick attachment and Borrelia burgdorferi transmission. J Clin Microbiol. 25 (3), 557-558 (1987).
- Vora, A., et al. Ticks elicit variable fibrinogenolytic activities upon feeding on hosts with different immune backgrounds. Sci Rep. 7, 44593(2017).
- Narasimhan, S., et al. Immunity against Ixodes scapularis salivary proteins expressed within 24 hours of attachment thwarts tick feeding and impairs Borrelia transmission. PLoS One. 2 (5), 451(2007).
- Nazario, S., et al. Prevention of Borrelia burgdorferi transmission in guinea pigs by tick immunity. Am J Trop Med Hyg. 58 (6), 780-785 (1998).
- Krause, P. J., et al. Dermatologic changes induced by repeated Ixodes scapularis bites and implications for prevention of tick-borne infection. Vector Borne Zoonotic Dis. 9 (6), 603-610 (2009).
- Anderson, J. M., et al. Ticks, Ixodes scapularis, feed repeatedly on white-footed mice despite strong inflammatory response: an expanding paradigm for understanding tick-host interactions. Front Immunol. 8, 1784(2017).
- Rosenberg, R., et al. Vital signs: trends in reported vectorborne disease cases - United States and Territories, 2004-2016. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 67 (17), 496-501 (2018).
- Paules, C. I., Marston, H. D., Bloom, M. E., Fauci, A. S. Tickborne diseases - confronting a growing threat. N Engl J Med. 379 (8), 701-703 (2018).
- Tardy, O., et al. Mechanistic movement models to predict geographic range expansions of ticks and tick-borne pathogens: Case studies with Ixodes scapularis and Amblyomma americanum in eastern North America. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102161(2023).
- Molaei, G., Eisen, L. M., Price, K. J., Eisen, R. J. Range expansion of native and invasive ticks: a looming public health threat. J Infect Dis. 226 (3), 370-373 (2022).
- Marques, A. R., Strle, F., Wormser, G. P. Comparison of Lyme disease in the United States and Europe. Emerg Infect Dis. 27 (8), 2017-2024 (2021).
- Kugeler, K. J., Schwartz, A. M., Delorey, M. J., Mead, P. S., Hinckley, A. F. Estimating the frequency of Lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 616-619 (2021).
- Schwartz, A. M., Kugeler, K. J., Nelson, C. A., Marx, G. E., Hinckley, A. F. use of commercial claims data for evaluating trends in lyme disease diagnoses, United States, 2010-2018. Emerg Infect Dis. 27 (2), 499-507 (2021).
- Hook, S. A., et al. Economic burden of reported Lyme disease in high-incidence areas, United States. Emerg Infect Dis. 28 (6), 1170-1179 (2022).
- Eisen, L. Tick species infesting humans in the United States. Ticks Tick Borne Dis. 13 (6), 102025(2022).
- Embers, M. E., et al. Variable manifestations, diverse seroreactivity and post-treatment persistence in non-human primates exposed to Borrelia burgdorferi by tick feeding. PLoS One. 12 (12), 0189071(2017).
- Hodzic, E., Imai, D., Feng, S., Barthold, S. W. Resurgence of persisting non-cultivable Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. PLoS One. 9 (1), 86907(2014).
- Marques, A., et al. Xenodiagnosis to detect Borrelia burgdorferi infection: a first-in-human study. Clin Infect Dis. 58 (7), 937-945 (2014).
- Hodzic, E., Imai, D. M., Escobar, E. Generality of post-antimicrobial treatment persistence of Borrelia burgdorferi strains N40 and B31 in genetically susceptible and resistant mouse strains. Infect Immun. 87 (10), e00442(2019).
- Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. J Infect Dis. 186 (10), 1430-1437 (2002).
- Turk, S., Williams, C., Marques, A. in Borrelia burgdorferi: Methods in Molecular Biology. Pal, U., Buyuktanir, O. , Springer. New York. 337-346 (2018).
- Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52 (5), 1728-1736 (2008).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
