Microcomputertomografie-analyse van de knie bij oude Dunkin-Hartley-cavia's na intra-articulaire injectie

Samenvatting

Dunkin-Hartley cavia's zijn een gevestigd diermodel voor onderzoek naar artrose. Dergelijke onderzoeken kunnen om verschillende redenen baat hebben bij intra-articulaire injecties, waaronder het onderzoeken van nieuwe middelen of het behandelen van ziekten. We beschrijven een methodologie voor intra-articulaire knie-injecties bij cavia's en de daaropvolgende micro-computertomografie-analyse die artritis-geassocieerde knieveranderingen beoordeelt.

Samenvatting

Het doel van dit protocol is om onderzoekers te begeleiden bij het uitvoeren van een palpatiegeleide techniek van intra-articulaire knie-injectie bij cavia's en beoordeling met behulp van microcomputertomografie. Dunkin-Hartley cavia's zijn robuuste modellen voor onderzoek naar artrose, omdat ze spontaan artrose in hun knieën ontwikkelen. Intra-articulaire toediening van geneesmiddelen is een veelgebruikte methode om de effecten van een onderzoeksgeneesmiddel in vivo te bestuderen. Bij mensen kunnen therapeutische middelen die via intra-articulaire injectie worden toegediend, pijnverlichting bieden en verdere progressie van artrose vertragen. Zoals bij elke soort, kan het inbrengen van een naald in een gewrichtsruimte letsel veroorzaken, wat kan leiden tot pijn, kreupelheid of infectie. Dergelijke bijwerkingen kunnen het dierenwelzijn in gevaar brengen, onderzoeksresultaten verwarren en extra dieren nodig hebben om de onderzoeksdoelen te bereiken. Als zodanig is het absoluut noodzakelijk om de juiste injectietechnieken te ontwikkelen om complicaties te voorkomen, vooral in longitudinale onderzoeken die meerdere, herhaalde intra-articulaire injecties vereisen. Met behulp van de gepresenteerde methodologie kregen vijf cavia's bilaterale knie-injecties onder algehele anesthesie. Zeven dagen na injectie werden de dieren op humane wijze geëuthanaseerd voor analyse van de ernst van artrose. Er traden geen bijwerkingen op na anesthesie of knie-injecties, waaronder mank lopen, pijn of infectie. Röntgenmicro-computertomografie-analyse van de knie kan pathologische veranderingen detecteren die verband houden met artrose. Microcomputertomografiegegevens geven aan dat artrose ernstiger is bij oudere dieren, zoals blijkt uit een verhoogde botmineraaldichtheid en trabeculaire dikte met de leeftijd. Deze resultaten komen overeen met histologische veranderingen en Modified Mankin-scores, een gevestigd en veelgebruikt scoresysteem om de ernst van artritis bij dezelfde dieren te beoordelen. Dit protocol kan worden gebruikt om intra-articulaire injecties bij cavia's te verfijnen.

Inleiding

Artrose (OA) treft 32,5 miljoen Amerikaanse volwassenen. Het wordt veroorzaakt door progressief verlies van gewrichtskraakbeen, milde ontsteking van de weefsels in en rond de gewrichten en vorming van osteofyten en botcysten ^1,2. Symptomen manifesteren zich meestal in de latere stadia van de ziekte, waarbij de huidige behandelingen alleen palliatieve verlichting bieden en systemische bijwerkingen hebben. Het gebrek aan ziektemodificerende medicijnen komt voort uit een slecht begrip van de onderliggende mechanismen van de ziekte³. Als gevolg hiervan is er een kritieke en voortdurende medische behoefte aan verbeterde middelen om artrose te behandelen.

Er zijn verschillende diermodellen van artrose beschikbaar die verschillende componenten van de ziekteprocessen onderzoeken⁴. Hoewel er verschillende chirurgische modellen bestaan, waaronder doorsnede van de voorste kruisband en destabilisatie van de mediale meniscus, zijn deze invasief en vereisen ze een hoog niveau van^{technische vaardigheid5}. Chemisch geïnduceerde modellen zijn relatief minder invasieve procedures die doorgaans worden gebruikt om OA-pijnmechanismen te bestuderen⁶. Een van die veelgebruikte muismodellen is artrose-inductie door een intra-articulaire knie-injectie van mononatriumjodoacetaat (MIA). Dit model genereert een reproduceerbaar, robuust en snel pijnachtig fenotype dat kan worden beoordeeld door MIA-dosering⁷ te wijzigen. Technische details van het induceren van dit model zijn eerder beschreven⁷. De vertaling van deze techniek naar grotere knaagdieren, zoals cavia's, is moeilijk vanwege hun anatomische verschillen. Enkele verschillen zijn onder meer een verhoogde spiermassa rond de aangrenzende botten en gewrichtsruimte bij de cavia en een articulerende kuitbeen en scheenbeen in vergelijking met distale fusie die bij muizen werd waargenomen⁸. Dunkin-Hartley-cavia's, een algemeen verkrijgbare caviastam, zijn een gevestigd artrose-diermodel omdat ze deze ziekte van nature ontwikkelen, en bieden daarmee een robuust model voor het onderzoeken van de effecten van nieuwe therapieën die worden toegediend via intra-articulaire injectie op ziekteprogressie⁹. Dunkin-Hartley-cavia's beginnen artrose te ontwikkelen na drie maanden, waarbij mannetjes een versnelde ontwikkeling en ernstiger fenotype¹⁰ vertonen. Bij cavia's vordert artrose met de leeftijd en na 12 maanden is de bijbehorende pathologie duidelijk op beeldvorming¹¹. Spontane artrosemodellen, zoals het Dunkin-Hartley-model, vereisen geen interventie om artrose te induceren en zo de ontwikkeling en progressie van het ziektefenotype bij mensen te recapituleren, waardoor een krachtig translationeel model wordt geboden¹⁰. Bovendien maakt de spontane ontwikkeling van artrose de interne controle mogelijk wanneer nieuwe therapieën eenzijdig worden toegediend in een enkele knie van een bepaald dier. Deze interne controle minimaliseert de effecten van variaties tussen dieren bij het analyseren van gegevens en kan helpen het totale aantal dieren te verminderen.

Röntgenmicro-computertomografie (μCT)-analyse is een krachtig hulpmiddel dat een kwantitatieve beoordeling van artroseernst¹² mogelijk maakt. μCT omvat het scannen van meerdere röntgenbeelden met een hoge resolutie, verkregen van een roterend monster of roterende röntgenbron en detector¹³. Vervolgens worden driedimensionale (3D) volumetrische gegevens gereconstrueerd in de vorm van gestapelde beeldsegmenten¹⁴. Omdat gemineraliseerd bot een uitstekend contrast heeft op μCT, kan deze modaliteit worden gebruikt om 3D-kenmerken te beoordelen en kwantitatieve analyses uit te voeren van veranderingen die verband houden met artrose 15,16,17. μCT biedt verschillende voordelen ten opzichte van meer algemeen gebruikte instrumenten, waaronder histopathologie en loopanalyses. In tegenstelling tot histologische beoordeling van een of enkele delen van weefsels, scant μCT het hele gewricht en biedt het een meer holistische beoordeling van artroselaesies¹⁸. Hoewel ganganalyse symptomatische veranderingen in de gewrichtsfunctie in de loop van de tijd kan onderscheiden, ontwikkelen gewrichtsveranderingen zich lang voordat functionele veranderingen geassocieerd met artrose plaatsvinden. μCT kan een gevoeligere maatstaf zijn voor de ontwikkeling van artrose voorafgaand aan het begin van kreupelheid. Twee bijzonder relevante kwantitatieve metingen zijn onder meer de botmineraaldichtheid en de trabeculaire dikte, aangezien beide toenemen gedurende de progressie van artrose^19,20. Het kan nuttig zijn om de analyse op te splitsen in subchondrale plaat en trabeculair bot, omdat ze verschillende kenmerken hebben, om robuustere metingen en vergelijkingen te bereiken.

Het algemene doel van deze methode is om onderzoekers te helpen bij het succesvol uitvoeren van intra-articulaire injecties bij cavia's. Het gepresenteerde protocol maakte gebruik van vijf (n=2), negen (n=1) en 12 (n=2) maanden oude intacte, mannelijke Dunkin-Hartley-cavia's; Procedures kunnen worden geëxtrapoleerd naar andere caviastammen en leeftijden die intra-articulaire knie-injecties vereisen. In spontane modellen van artrose, zoals het Dunkin-Hartley-model, wordt de ziekteprogressie en respons op seriële behandeling vaak gedurende lange perioden gevolgd, van weken tot maanden⁹. Dit uitgebreide protocol resulteert in meerdere intra-articulaire injecties, en daarom is het belangrijk om de juiste injectietechniek te hebben om bijwerkingen te voorkomen, waaronder pijn, kreupelheid of infecties, die allemaal van invloed kunnen zijn op het dierenwelzijn en de onderzoeksresultaten kunnen verwarren, terwijl er extra dieren nodig zijn voor onderzoek. Het gepresenteerde protocol beschrijft de methodologie van intra-articulaire injecties bij cavia's en de daaropvolgende analyse van μCT-gegevens.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Medical University of South Carolina. De studie volgde het principe van 3R.

1. Intra-articulaire injectiepreparaten

1. Laat Dunkin-Hartley-cavia's ten minste een week voordat u met het experiment begint, acclimatiseren in de faciliteit.
   OPMERKING: 5- (n=2), 9- (n=1) en 12- (n=2) maanden oude mannelijke cavia's werden gebruikt. Mannetjes vertonen een versnelde ontwikkeling en een ernstiger fenotype van artrose.
2. Scheer de knieën met een elektrisch scheerapparaat.
   OPMERKING: Wees mediaal voorzichtig met de tepels.
3. Verdoof de cavia in een isofluraankamer en lever 3-5% isofluraan in_een O2-mengsel (debiet 2,5 l/min) en breng de cavia vervolgens over naar een neuskegel die is aangesloten op een niet-respiratoir anesthesiecircuit. Pas isofluraan aan om het chirurgische anesthesievlak tijdens de injectie te behouden, meestal met een zuurstofstroomsnelheid van 0,5-1 l/min en 1-3% isofluraan.
   OPMERKING: Intra-articulaire injecties veroorzaken milde, kortstondige pijn. Dieren worden tijdens de procedure verdoofd om perceptie van pijnlijke prikkels te voorkomen en de injectienauwkeurigheid te verbeteren. In de gepresenteerde studie zou de toediening van pijnstillers, waaronder niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen, de progressie van artrose verstoren²¹. Vanwege de kortstondige pijn, mits anesthesie en het potentieel van pijnstillers om het model te verwarren, werden pijnstillers niet toegediend, tenzij dieren bijwerkingen vertoonden, waaronder mank lopen en tekenen van pijn bij gewrichtspalpatie na injectie. Onderzoekers moeten het gebruik van pijnstillers voor routinematige injecties overwegen. Pijnstillers worden aanbevolen wanneer bijwerkingen optreden. Pijnstillende regimes moeten worden besproken met de institutionele dierenarts en worden goedgekeurd door de IACUC voordat met onderzoeken wordt begonnen.
4. Zorg ervoor dat de cavia zich op de juiste anesthesiediepte bevindt door geen teenknijpreactie.
5. Breng steriel oculair glijmiddel aan op beide ogen om uitdroging en letsel te voorkomen.
6. Verdun betadine met steriel water tot 10%.
7. Verdun 200 proof ethanol met steriel water tot 70% ethanol.
8. Bereid oplossingen voor injectie voor in een bioveiligheidskast om de steriliteit te behouden. In het gepresenteerde protocol werd een steriel medium (1x fosfaatgebufferde zoutoplossing) gebruikt om beide knieën te injecteren. Oplossingen kunnen worden gewijzigd op basis van onderzoeksdoelstellingen.
   OPMERKING: Zorg ervoor dat u verse oplossingen voor injectie onmiddellijk voor de injectiesessie verdunt om de steriliteit te garanderen. Ongebruikte oplossingen dienen aan het einde van elke injectiesessie te worden weggegooid.
9. Vul steriele insulinespuiten voor eenmalig gebruik met oplossingen voor injectie. Zorg ervoor dat u het kleinst haalbare volume gebruikt om te voorkomen dat de gewrichtsruimte overbelast raakt met volume. In de huidige studie werd 50 μL gebruikt.
10. Plaats de cavia en de neuskegel op een schoon oppervlak met een verwarmingskussen voor thermische ondersteuning en vulling onder het hoofd om het iets op te tillen.
11. Trek een operatiejas, haarnetje, steriele handschoenen en masker aan tijdens het uitvoeren van de injectieprocedure.
12. Giet 10% betadine op een watje en veeg beide knieën af.
13. Giet 70% ethanol op een watje en veeg beide knieën af.
14. Herhaal 1.12 en 1.13 nog twee keer.
    OPMERKING: Ter demonstratie toont de bijbehorende video het reinigen van de knie en de injectieplaats één keer met 10% betadine en 70% ethanol. De injectieplaats werd vervolgens nog twee keer met ronddraaiende bewegingen gereinigd, waarbij deze oplossingen werden afgewisseld. Drie seriële scrubs met afwisselende scruboplossingen en alcohol worden aanbevolen om een aseptische techniek te bereiken.

2. Intra-articulaire injectie

1. Plaats de cavia gedurende de hele procedure in rugligging.
2. Trek een nieuw paar steriele handschoenen aan en palpeer het kniegewricht.
   OPMERKING: In het gepresenteerde protocol en de video werden geautoclaveerde nitrilhandschoenen gebruikt. Steriele handschoenen, waaronder geautoclaveerde nitrilhandschoenen of chirurgische handschoenen, moeten worden gebruikt voor aseptische techniek.
3. Buig de knie handmatig tot 90°.
4. Beweeg de vinger distaal ten opzichte van de knieschijf om de groef van het distale aspect van de gewrichtsruimte te lokaliseren door de achterpoot te buigen en uit te strekken.
   OPMERKING: De knieschijf kan in deze positie worden gepalpeerd als een kleine, stevige structuur die zich direct boven de gewrichtsruimte bevindt. Het scheenbeen kan worden gevoeld als een benige structuur distaal van de knieschijf. Zodra de locatie van het scheenbeen en de knieschijf zijn bepaald, bevindt het gewricht, gevoeld als een groef, zich ertussen, distaal van de knieschijf en proximaal van het scheenbeen.
5. Steek de insulinenaald voorzichtig in op de middellijn distaal van de knieschijf in de gewrichtsruimte. De naald moet 1-2 mm onder de huid worden ingebracht om in de gewrichtsruimte te komen.
   OPMERKING: Het grootste toegangsvenster voor de gewrichtsruimte terwijl de knie gebogen is, bevindt zich aan de voorkant van de ledemaat op de middellijn, direct distaal van de knieschijf. Injecteren op de middellijn in de voorste naar achterste richting zal helpen bij het nauwkeurig injecteren in de gewrichtsruimte zonder botachtige structuren te penetreren. Nauwkeurig injecteren in de gewrichtsruimte kan worden bereikt met behulp van een lateraal-naar-mediale benadering, hoewel het toegangsvenster smaller is, vooral wanneer de knie gebogen is.
6. Injecteer langzaam 50 μl van de oplossing in het gewricht. Zorg ervoor dat de naald gemakkelijk kan worden ingebracht en dat de inhoud zonder weerstand wordt geïnjecteerd.
   OPMERKING: Zorg ervoor dat u de naald niet te diep insteekt, omdat dit gewrichts- of botbeschadiging kan veroorzaken en ongewenste ontsteking en/of pijn kan veroorzaken. Als de groef die overeenkomt met de gewrichtsruimte niet wordt gevonden, kan de naald het dijbeen, de knieschijf of het scheenbeen binnendringen. Daarom is het nuttig om vol vertrouwen de groef te palperen die overeenkomt met de gewrichtsruimte om peri-articulaire injecties of verwondingen te voorkomen die verband houden met penetrerende botstructuren. Als er een luchtbel ontstaat op de injectieplaats onder de huid, was de injectie te oppervlakkig en is de vloeistof in de onderhuidse ruimte terechtgekomen. Afhankelijk van de eigenschappen van het gebruikte middel, kan het medicijn via diffusie in de gewrichtsruimte terechtkomen of kan een nieuwe injectiepoging nodig zijn.
7. Als u klaar bent, gooit u de naald weg in de naaldenbak.
   OPMERKING: Injecteer voor oefen- en trainingsdoeleinden vloeistof met een kleurstof in de gewrichtsruimte van een kadaver bij een knaagdier of cavia van vergelijkbare grootte. Ontleed vervolgens het gewricht om de locatie van de injectie te bevestigen.
8. Masseer de knie door het gewricht een paar keer te buigen en uit te strekken, bevorder de diffusie van het medicijn in de gewrichtsruimte.
9. Herhaal stap 2.1-2.5 eenmaal op de contralaterale ledemaat met 1x PBS-oplossing.

3. Herstel van intra-articulaire injectie

1. Schakel isofluraan uit en handhaaf 100% zuurstofstroom totdat het dier weer bij bewustzijn komt.
2. Plaats het dier op een verwarmingskussen voor thermische ondersteuning tot het ambulant is.
3. Breng een ijspak aan op de knie gedurende 30 s met een papieren handdoek als barrière om de zwelling van de injectie te verminderen.
4. Beoordeel de gang van het dier tijdens de ambulante periode voordat u ze terugbrengt naar de huisvesting.
   OPMERKING: Als er loopafwijkingen worden opgemerkt, kunnen pijnstillers en ondersteunende zorg gerechtvaardigd zijn. Het is raadzaam om hun gang enkele uren na herstel van de anesthesie opnieuw te beoordelen om een normale mobiliteit te garanderen.

4. Micro-computertomografie (μCT) scan

1. Zet voor het oogsten van weefsel een chirurgisch anesthesievlak op met een mengsel van 100% zuurstof en 5% isofluraan.
2. Bevestig een chirurgisch vlak van anesthesie met het ontbreken van reactie op een teenknijpstimulus. Het dier op humane wijze euthanaseren via intraveneuze toediening van ≥ 150 mg/kg pentobarbital volgens het beleid van de instelling en het goedgekeurde protocol voor diergebruik.
   OPMERKING: In het gepresenteerde protocol kreeg elk van de vijf cavia's één injectie in beide knieën. De dieren werden een week na de injectie verdoofd en op humane wijze geëuthanaseerd.
3. Oogst beide achterpoten door de huid weg te snijden van de omringende spieren.
4. Ontarticuleer vervolgens de achterpoot met Rongeurs in het midden van de schacht van het dijbeen en proximaal van de enkel.
   OPMERKING: Het gebruikte scanbed en de monsterhouder waren niet geschikt voor de hele achterpoot van een volwassen cavia. Grote preparaathouders zijn in de handel verkrijgbaar voor grotere preparaten.
5. Plaats de weefsels gedurende 72 uur in een neutraal gebufferde formaline-oplossing voor fixatie voordat μCT wordt uitgevoerd.
6. Open de μCT-scansoftware en plaats het monster met formaline in een compatibele container die in de μCT-monstermap past, terwijl het weefsel in het gezichtsveld blijft.
7. Kalibreer de μCT-machine voor blootstelling aan donkere velden en lichte velden volgens de aanbevelingen van de fabrikant.
8. Scan het monster met het Al+Cu-filter op 18 μm. Gebruik rotatiestap 0,7° voor 360° met offsetcamera.
   OPMERKING: De scan wordt automatisch opgeslagen.

5. Beeldverwerking voor het evalueren van microarchitecturale parameters van het bot

1. Download en installeer μCT-reconstructiesoftware voor de reconstructie van μCT-beelden.
2. Selecteer de softwaremap en dubbelklik om de software te openen.
3. Selecteer een segment uit de μCT-afbeeldingen door op een afbeeldingssegment te klikken.
4. Kies de bestemming van het reconstructiebestand. Selecteer Bladeren en maak een nieuwe map met de naam Recon. Het geselecteerde bestandsformaat moet BMP(8) zijn.
5. Controleer de compensatie voor verkeerde uitlijning.
   OPMERKING: Meestal is de schatting bijna correct, maar deze kan handmatig worden aangepast om de overlappende afbeeldingen te verschuiven zodat de rechter- en linkerrand zo goed mogelijk op één lijn liggen.
6. Pas onder Instellingen de algoritmen voor Vloeiendmaken, Straalverharding, CS-rotatie en Ringartefacten toe.
   OPMERKING: Het kan handig zijn om een voorbeeldafbeelding te kiezen om de helderheid te bepalen voordat u gaat reconstrueren. De fijnafstellingsinstelling kan ook nuttig zijn om te bepalen welke instellingen de beste zijn.
7. Selecteer Start om te beginnen met het verwerken van de reconstructie.

6. Verzameling van microarchitecturale gegevens uit gereconstrueerde afbeeldingen

1. Download en installeer Dataviewer.
2. Selecteer VOI en oriënteer het monster om verticaal uit te lijnen voor eenvoudigere analyse op een later tijdstip.
3. Sla bewerkte VOI op als een nieuwe map.
4. Download en installeer CTAnalyser voor de analyse van de boteigenschappen van microarchitecturale parameters.
   OPMERKING: De gratis versie van CTAnalyser is beperkt in functionaliteit, dus het wordt aanbevolen om een volledige licentie aan te schaffen.
5. Splits de analyse op in subchondrale plaat en trabeculair bot door ze op te slaan als afzonderlijke reeks afbeeldingen.
   OPMERKING: Het splitsen van de analyse is niet nodig, maar omdat subchondrale plaat en trabeculair bot verschillende kenmerken hebben, kunnen afzonderlijke analyses helpen bij robuuste metingen en vergelijking.
6. Selecteer het bereik van de afbeeldingen die u wilt analyseren, te beginnen met de subchondrale plaat door op het afbeeldingssegment te klikken waarmee u wilt beginnen.
7. Selecteer het interessegebied voor elke afbeelding om er zeker van te zijn dat het het bot omvat door op het tabblad Interessegebied te klikken.
8. Selecteer het tabblad Binaire selectie . Pas het histogram aan zodat de achtergrond en het bot volledig gescheiden zijn.
9. Selecteer het tabblad Botmineraaldichtheid (BMD). Sla die gegevens op in een nieuwe map met analysegegevens.
10. Selecteer Aangepaste verwerking en ga naar het tabblad Intern .
11. Voer eerst Thresholding uit en selecteer Automatic Otsu en vervolgens Run.
12. Selecteer vervolgens Ontspikkel en kies Zwarte spikkels verwijderen en vervolgens Uitvoeren.
13. Herhaal Ontspikkel en kies Witte spikkels verwijderen en vervolgens Uitvoeren.
14. Kies 3D-analyse en selecteer Basiswaarden en Aanvullende waarden.
15. Herhaal stap 6.2.2-6.4.5 om het beeld opnieuw in te stellen voor trabeculaire botanalyse.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het uitvoerbestand zich in een nieuwe map bevindt met hetzelfde bestand als de BMD-gegevens.

Resultaten

Voordat intra-articulaire injecties op levende dieren werden uitgevoerd, werd het bovenstaande protocol toegepast op drie rattenkadavers om de juiste injectielocatie te garanderen. Tijdens de oefensessies werd 50 μL 70% nieuwe methyleenblauwe kleurstof in beide kniegewrichten geïnjecteerd met behulp van de hierboven beschreven methodologie. Dit komt neer op zes oefeninjecties. Na injecties werd het kniegewricht ontleed door insnijding door het craniale aspect van de gewrichtsruimte, distaal van de knieschijf en door het patellaligament, om de gewrichtsruimte te visualiseren en de locatie van de kleurstofafzetting te verifiëren. Omdat nieuwe methyleenblauwe kleurstof een helderblauwe oplossing is, kan de locatie van de kleurstofafzetting grofweg worden gevisualiseerd. Representatieve beelden van kadaverinjecties zijn opgenomen in figuur 1. Figuur 1A toont de aanwezigheid van kleurstof in de gewrichtsruimte, wat wijst op een correcte locatie en techniek van injectie. Tijdens deze oefensessies werd het kniegewricht bij alle zes de pogingen met succes geïnjecteerd (100% slagingspercentage). Voor de demonstratiedoeleinden zijn voorbeelden van een onjuiste injectielocatie opgenomen in figuur 1B-C. Als de injectie in de onderhuidse ruimte wordt toegediend, zal zich vocht ophopen en een vlek onder de huid veroorzaken, zoals te zien is in figuur 1B. Als de gewrichtsruimte niet wordt geïnjecteerd, zal er geen kleurstof aanwezig zijn in het kniegewricht, zoals te zien is in figuur 1C.

Elk van de 5 cavia's onderging een enkele bilaterale knie-injectieprocedure met 1x fosfaatgebufferde zoutoplossing als onderdeel van een proefexperiment om de haalbaarheid van de injectie en daaropvolgende μCT-analyses van leeftijdsgerelateerde artroseveranderingen te garanderen. Dieren werden ten minste eenmaal per dag visueel beoordeeld volgens de procedure voor de algehele gezondheid en bijwerkingen. Geen van deze dieren (0%) ondervond bijwerkingen die verband hielden met injectie, waaronder pijn, kreupelheid of infectie. Zeven dagen na de injectie werden de dieren onder een chirurgische anesthesie geplaatst en op humane wijze geëuthanaseerd voor de knieoogst en de daaropvolgende μCT-analyses.

Zoals eerder gepubliceerd, kan μCT-analyse worden gebruikt om knieveranderingen bij cavia's te beoordelen, inclusief het vermogen om kwantitatieve veranderingen te meten die verband houden met de ernst van artrose in de loop van de tijd^22,23. In de gepresenteerde studie werd μCT gebruikt om OA-veranderingen bij cavia's van verschillende leeftijden te verifiëren. Deze resultaten kunnen worden gebruikt als basisgegevens voor toekomstige studies die nieuwe behandelingen beoordelen die bedoeld zijn om de progressie van artrose te vertragen. De hierboven beschreven methodologie zal het mogelijk maken om μCT-analyses in toekomstige studies te standaardiseren. De subchondrale plaat (Figuur 2A) en het trabeculaire bot (Figuur 2B) hebben drastisch verschillende boteigenschappen. Als zodanig worden deze regio's afzonderlijk geanalyseerd om een week na de injectie een robuuster resultaat te verkrijgen.

De botmineraaldichtheid (BMD) is groter bij cavia's van 12 maanden oud dan bij cavia's van 5 en 9 maanden oud (figuur 3). De gemiddelde BMD van de subchondrale plaat was 0,898 g/cm³, 0,952 g/^cm3 en 0,588 g/cm³ bij cavia's van respectievelijk 12, 9 en 5 maanden oud. Dit toont een 1,53 keer hogere subchondrale BMD aan voor de cavia's van 12 maanden oud in vergelijking met de leeftijd van 5 maanden. De gemiddelde BMD van het trabeculaire bot was 0,825 g/cm³, 0,839 g/cm3, 0,427 g/^cm3 bij cavia's van respectievelijk 12, 9 en 5 maanden oud. Dit vertegenwoordigt een 1,93 keer hogere trabeculaire BMD voor de cavia's van 12 maanden oud in vergelijking met de 5 maanden oude. Over het algemeen neemt de BMD toe bij Dunkin-Hartley-cavia's naarmate ze ouder worden van 5 maanden tot 12 maanden oud (figuur 3).

Er waren ook verschillen in trabeculaire dikte tussen cavia's van verschillende leeftijden (Figuur 4). Voor de gemiddelde trabeculaire dikte is er een toename van 1,38 keer voor de 12-jarige (0,558 mm) in vergelijking met de 9-jarige (0,403 mm), evenals een 2,48-voudige toename voor de 12-jarige (0,558 mm) in vergelijking met de 5-maanden oude (0,225 mm) cavia's. Daarom wordt het gemiddelde van de trabeculaire dikte verhoogd bij Dunkin-Hartley-cavia's naarmate ze ouder worden van 5 tot 12 maanden.

Histologische veranderingen en gemodificeerde Makin-scores, een gevalideerde en veelgebruikte benadering voor het beoordelen van OA-veranderingen in 2D, ondersteunen de μCT-bevindingen (Figuur 5). Gemodificeerde Mankin-scores namen toe naarmate de cavia's ouder werden (Figuur 5A). Histologisch nemen tekenen van artrose, waaronder proteoglycaanverlies, hypocellulariteit en kloven, toe in prevalentie naarmate cavia's ouder worden van 5 tot 12 maanden oud (figuur 5B-D).

Figuur 1: Representatieve beelden van juiste en onjuiste injectielocaties. (A) Ontlede rattenknie met de aanwezigheid van nieuwe methyleenblauwe kleurstof in de gewrichtsruimte. Schaal inbegrepen aan de linkerkant van de knie ter referentie. (B) Knie die een ondiepe injectie vertoont, resulterend in de vorming van een bleb in de onderhuidse ruimte. (C) Knie van paneel B ontleed en bevestigt een gebrek aan nieuwe methyleenblauwe kleurstof in de gewrichtsruimte. Schaal inbegrepen aan de rechterkant van de knie ter referentie. In alle afbeeldingen staat de schedel bovenaan de afbeelding en de caudale onderkant. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 2: Segmentatie voor subchondrale plaat versus trabeculaire botmeetvelden. De subchondrale plaat heeft andere eigenschappen dan het trabeculaire bot. Door deze regio's afzonderlijk te analyseren, kunnen vergelijkingen tussen verschillende regio's in de loop van de OA-progressie worden gemaakt. Regio A (rood) geeft het coronale beeld weer voor het gebied van het subchondrale plaatsegment dat voor analyse wordt gebruikt. Regio B (groen) toont het coronale beeld voor het trabeculaire botsegment dat voor analyse wordt gebruikt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 3: Veranderingen in botmineraaldichtheid bij ouder wordende Dunkin-Hartley-cavia's. De botmineraaldichtheid (BMD) werd beoordeeld bij cavia's op de leeftijd van 5 (n=2), 9 (n=1) en 12 (n=2) maanden. Er werden metingen gedaan aan de subchondrale plaat en het trabeculaire bot voor twee verschillende metingen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 4: Veranderingen in trabeculaire dikte bij ouder wordende Dunkin-Hartley cavia's. Trabeculaire diktemetingen werden uitgevoerd bij cavia's van 5 (n=2), 9 (n=1) en 12 (n=2) maanden oud. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figuur 5: Histologieanalyse van artroseveranderingen bij Dunkin-Hartley cavia's. (A) Gemodificeerde Mankin-scores voor histologische monsters van 5- (n=2), 9- (n=1) en 12- (n=2) maanden oude cavia's. De Modified Mankin-score werd berekend door individuele scores van kraakbeenstructuur, cellulariteit, getijdenmerk en osteofytenvorming bij elkaar op te tellen. (B) Representatief histologiebeeld gekleurd met toluïdineblauw van een cavia van 5 maanden oud. (C) Representatief histologiebeeld gekleurd met toluïdineblauw van een cavia van 9 maanden oud. zwart *= verlies van proteoglycaan. D. Representatief histologiebeeld gekleurd met toluïdineblauw van een 12 maanden oude cavia. zwart *= kloven; wit *= hypocellulariteit. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

Ondanks recente ontwikkelingen in de symptomatische behandeling van artrose, is er een volledig gebrek aan therapeutische middelen die het ontstaan van artrose voorkomen of de progressie ervan vertragen²⁴. Momenteel is gewrichtsvervanging de enige remedie voor ernstige artrose, die kostbaar en invasief is en kan leiden tot morbiditeit en mortaliteit van de patiënt^. Als gevolg hiervan is er een dringende behoefte aan voortgezet onderzoek met diermodellen van artrose en de duurzame ontwikkeling van nieuwe therapieën. Er zijn verschillende diermodellen beschikbaar om verschillende componenten van artrose te bestuderen, waaronder spontane en chemisch of chirurgisch geïnduceerde modellen. De injectie van chemicaliën, zoals in het MIA-muismodel, zijn van vitaal belang voor het bestuderen van pijn, maar stellen onderzoekers niet in staat om de progressie van de ontwikkeling van artrose te volgen en op gewenste tijdstippen in de loop van de ziekte in te grijpen²⁶. Chirurgische methoden vereisen invasieve procedures en weerspiegelen niet getrouw de initiatie van artrose bij mensen²⁷. Dunkin-Hartley-cavia's ontwikkelen van nature artrose, waardoor ze een algemeen beschikbaar spontaan model van artrose²⁸ zijn. Dit spontane model is ideaal voor translationeel onderzoek naar de ontwikkeling van mechanistische artrose, omdat het geen interventies vereist en pathologische veranderingen vertoont die een afspiegeling zijn van die bij mensen⁶. Eerder gepubliceerde werken hebben intra-articulaire injecties gebruikt om de effecten van nieuwe therapieën op de progressie van spontane artrose bij Dunkin-Hartley-cavia's te testen 29,30,31.

Hoewel intra-articulaire injecties bij muizen eerder zijn beschreven, vormen anatomische verschillen extra uitdagingen voor deze procedure bij cavia's⁷. Hoewel intra-articulaire injecties een integraal onderdeel zijn van onderzoek naar artrose bij cavia's, moet deze procedure nog systematisch worden gedetailleerd. Met de beschreven methodologie belichten we de belangrijkste overwegingen voor het verfijnen van intra-articulaire injecties bij cavia's, waardoor de kans op proceduregerelateerde complicaties wordt verminderd. Vaak voorkomende bijwerkingen na intra-articulaire injecties bij mensen zijn pijn, zwelling, septische artritis en neuropathie en deze moeten worden beschouwd als mogelijke complicaties bij het uitvoeren van injecties bij cavia's^. Onze ervaring is dat bijwerkingen, waaronder mank lopen en pijn bij gewrichtspalpatie, kunnen optreden wanneer de naald te diep in de gewrichtsruimte wordt ingebracht en/of tijdens de injectie in contact komt met een botachtige structuur. Het hebben van kadavers om onze injecties op te oefenen voordat we ze op levende dieren uitvoeren, zorgde voor nauwkeurigere injecties. Bij het verfijnen van onze techniek om een geringe injectiediepte te garanderen, zagen we geen bijwerkingen na intra-articulaire knie-injecties. Daarom is de juiste injectietechniek van het grootste belang om het dierenwelzijn te waarborgen, met name voor onderzoeken die meerdere injecties gedurende vele maanden vereisen. De belangrijkste stappen in de procedure zijn onder meer het gebruik van een aseptische techniek; voldoende training voorafgaand aan het uitvoeren van overlevingsprocedures; het bereiken van een chirurgisch anesthesievlak om pijnperceptie en beweging bij injectie te voorkomen; en zorgen voor de juiste injectiediepte, om contact met distaal bot en peri-articulaire injecties te vermijden, waarvoor het mogelijk nodig kan zijn de verbinding opnieuw te moeten worden toegediend.

Om artrose-gerelateerde veranderingen systematisch te beoordelen, beschrijven we μCT-analyses, inclusief 3D-beeldweergaven, waardoor visualisatie, segmentatie, labeling en objectieve metingen van aangetast weefsel mogelijk zijn. De beschreven methoden zijn effectief en efficiënt geweest bij het systematisch beoordelen van artrose, gewrichts- en botveranderingen in de loop van de tijd. Onze μCT-resultaten tonen aan dat Dunkin-Hartley-cavia's van 12 maanden oud ernstiger artrose hebben dan cavia's van 5 maanden oud, zoals blijkt uit een verhoogde botmineraaldichtheid en een grotere trabeculaire dikte. Deze aangetoonde verslechtering van artrose in de loop van de tijd komt overeen met eerder gepubliceerde resultaten in dit artrosemodel, waaronder μCT-analyses die de botmineraaldichtheid en trabeculaire dikte beoordeelden¹³. Eerdere studies, en de gepresenteerde representatieve resultaten, tonen een toename van de BMD en trabeculaire dikte in de loop van de tijd aan, zoals gemeten door μCT^22,23. Bovendien ondersteunt onze histologische beoordeling van de knieën in twee dimensies de validiteit van de μCT-gegevens. Histologisch zijn de tekenen van artrose meer uitgesproken bij de cavia's van 9 en 12 maanden oud in vergelijking met de dieren van 5 maanden oud. Histologische veranderingen geassocieerd met artrose zijn onder meer proteoglycaanverlies, kloven en hypocellulariteit. ¹⁰ Elk van deze kenmerken is te zien bij de oudere cavia's. Bovendien hebben oudere cavia's hogere Modified Mankin-scores, een veel gebruikte en gevalideerde methode voor het beoordelen van artrose ernst¹⁰. Hoewel onze histologische analyses de verwachte veranderingen in artrose aantonen, biedt μCT een meer diepgaande beoordeling van artroseveranderingen dan histologische beoordeling, omdat het een volledig monster scant in plaats van een of enkele weefselsecties¹⁸. Bovendien biedt het objectievere metingen van de omvang van botlaesies in zowel 2- als 3-dimensies¹⁸. Onderzoekers moeten bestaande richtlijnen raadplegen bij het scoren van histologische artroseveranderingen, zoals de Osteoarthritis Research Society International histologische beoordelingsrichtlijnen¹⁰. Onderzoekers zouden aanvullende tests moeten overwegen, waaronder loopanalyses, voor een diepgaande karakterisering van de ontwikkeling van artrose³⁴. Hoewel ganganalyses functionele veranderingen in de loop van de tijd kunnen onthullen, ontwikkelen artroselaesies zich ruim voor het begin van kreupelheid, waardoor μCT een gevoeligere maatstaf is voor artrosegerelateerde veranderingen tijdens vroege stadia van de ziekte.

Hoewel Dunkin-Hartley-cavia's een robuust model bieden voor het bestuderen van artroseprogressie en de effecten van nieuwe therapieën, zijn er beperkingen aan dit model. Spontane modellen vereisen doorgaans een langere studieperiode in vergelijking met de snelle ontwikkeling van veranderingen na chirurgische of chemisch geïnduceerde artrose³⁵. Dit kan leiden tot hogere kosten en studieduur. Zoals eerder beschreven, varieert het begin van artrose tussen dieren van dezelfde leeftijd, waardoor het nodig kan zijn om artrosegerelateerde veranderingen serieel te beoordelen³⁶. Ondanks deze variatie kunnen onderzoekers verwachten dat alle Dunkin-Hartley-cavia's artrose ontwikkelen vanaf 3 maanden, waarbij veranderingen in subchondraal en trabeculair bot worden vertoond, gevolgd door progressieve artroseveranderingen naarmate het dier^{ouder wordt 10,19} jaar. Onderzoekers kunnen het effect van variabiliteit tussen dieren verminderen door behandelingen toe te passen op één ledemaat in elk dier, waardoor de contralaterale ledemaat als interne controle kan dienen. Hoewel ze buiten het bereik van de gepresenteerde methodologie vallen, kunnen echogeleide injecties helpen bij het verder verbeteren van de injectienauwkeurigheid en zijn ze gebruikt bij cavia's³⁷. De voorgestelde studie hierin beschrijft de haalbaarheid van palpatiegeleide injectie, zonder gebruik te maken van deze beeldvormingsmodaliteit, een techniek die veel wordt gebruikt in het veld³⁷. Hoewel μCT een krachtig hulpmiddel is om pathologie en botstructuur te analyseren, kan de beschikbaarheid van software die uitgebreide analytische functies ondersteunt, variabiliteit tussen gebruikers in analyses introduceren³⁸. In de huidige studie was de diameter van het μCT-scanbed 6,35 cm, waardoor beeldvorming van de hele cavia of het hele gewricht in situ werd voorkomen. Er zijn grotere bedhulpstukken in de handel verkrijgbaar die het beeldvormen van het hele dier kunnen vergemakkelijken. Hoewel de software over het algemeen gebruiksvriendelijk is en verschillende voorgestelde instellingen biedt, kan het nuttig zijn om instellingen handmatig te bewerken voor een hogere resolutie en nauwkeurigheid. Naarmate geautomatiseerde technieken zich blijven ontwikkelen, waaronder machine learning, kunnen deze handmatige aanpassingen worden vervangen door nieuwe, automatische softwaretechnieken om de standaardisatie te verbeteren³⁹. Hoewel het gepresenteerde manuscript stapsgewijze instructies beschrijft voor de gebruikte μCT en de bijbehorende software, kunnen dezelfde analyses worden uitgevoerd met andere merken en software; Onderzoekers dienen de bijbehorende gebruikershandleidingen te raadplegen om beeldanalyses te optimaliseren en te standaardiseren bij het gebruik van verschillende machines en/of software. Om de variabiliteit te verminderen, is het belangrijk om voor alle monsters dezelfde instellingen aan te houden. De subjectiviteit van beeldanalyses kan verder worden verminderd door analyses van meerdere, geblindeerde onderzoekers te repliceren.

Het primaire doel van dit protocol is om gedetailleerde richtlijnen te geven voor het uitvoeren van een technisch uitdagende procedure bij cavia's en de daaropvolgende μCT-analyses van geassocieerde artroseveranderingen. Standaardisatie van techniek en data-analyse helpt de kosten te minimaliseren en de efficiëntie te verhogen.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel

Naam	Bedrijf	Catalogusnummer	Opmerkingen
200 Proof Ethanol	Decon Laboratories	2701	sterilisatiemiddel
3D.SUITE software	Bruker		μ-CT analysesoftware
Betadine Surgical Scrub	Avrio Health	67618-151-16	sterilisatiemiddel
Insulin syringe with needle	Ulticare	91008	om injecties uit te voeren
Isoflurane	Piramal	803249	anesthesie voor dieren
Neutral Buffered Formalin	Fisher Scientific	23-427098	weefselfixatie
Nrecon Software	Bruker		μ-CT reconstructiesoftware
Phosphate Buffered Saline	Cytiva	SH30258.01	controle- en verdunningsmiddel
SkyScan 1176	Bruker		om monsters te scannen