Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Microcomputertomografie-analyse van de knie bij oude Dunkin-Hartley-cavia's na intra-articulaire injectie

1.6K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66053

⸱

2 augustus 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Drug Discovery and Biomedical Sciences, Medical University of South Carolina, 2Department of Biomedical Science, The University of Alabama at Birmingham, 3Department of Comparative Medicine, Medical University of South Carolina

In dit artikel

Samenvatting

Dunkin-Hartley cavia's zijn een gevestigd diermodel voor onderzoek naar artrose. Dergelijke onderzoeken kunnen om verschillende redenen baat hebben bij intra-articulaire injecties, waaronder het onderzoeken van nieuwe middelen of het behandelen van ziekten. We beschrijven een methodologie voor intra-articulaire knie-injecties bij cavia's en de daaropvolgende micro-computertomografie-analyse die artritis-geassocieerde knieveranderingen beoordeelt.

Samenvatting

Het doel van dit protocol is om onderzoekers te begeleiden bij het uitvoeren van een palpatiegeleide techniek van intra-articulaire knie-injectie bij cavia's en beoordeling met behulp van microcomputertomografie. Dunkin-Hartley cavia's zijn robuuste modellen voor onderzoek naar artrose, omdat ze spontaan artrose in hun knieën ontwikkelen. Intra-articulaire toediening van geneesmiddelen is een veelgebruikte methode om de effecten van een onderzoeksgeneesmiddel in vivo te bestuderen. Bij mensen kunnen therapeutische middelen die via intra-articulaire injectie worden toegediend, pijnverlichting bieden en verdere progressie van artrose vertragen. Zoals bij elke soort, kan het inbrengen van een naald in een gewrichtsruimte letsel veroorzaken, wat kan leiden tot pijn, kreupelheid of infectie. Dergelijke bijwerkingen kunnen het dierenwelzijn in gevaar brengen, onderzoeksresultaten verwarren en extra dieren nodig hebben om de onderzoeksdoelen te bereiken. Als zodanig is het absoluut noodzakelijk om de juiste injectietechnieken te ontwikkelen om complicaties te voorkomen, vooral in longitudinale onderzoeken die meerdere, herhaalde intra-articulaire injecties vereisen. Met behulp van de gepresenteerde methodologie kregen vijf cavia's bilaterale knie-injecties onder algehele anesthesie. Zeven dagen na injectie werden de dieren op humane wijze geëuthanaseerd voor analyse van de ernst van artrose. Er traden geen bijwerkingen op na anesthesie of knie-injecties, waaronder mank lopen, pijn of infectie. Röntgenmicro-computertomografie-analyse van de knie kan pathologische veranderingen detecteren die verband houden met artrose. Microcomputertomografiegegevens geven aan dat artrose ernstiger is bij oudere dieren, zoals blijkt uit een verhoogde botmineraaldichtheid en trabeculaire dikte met de leeftijd. Deze resultaten komen overeen met histologische veranderingen en Modified Mankin-scores, een gevestigd en veelgebruikt scoresysteem om de ernst van artritis bij dezelfde dieren te beoordelen. Dit protocol kan worden gebruikt om intra-articulaire injecties bij cavia's te verfijnen.

Inleiding

Artrose (OA) treft 32,5 miljoen Amerikaanse volwassenen. Het wordt veroorzaakt door progressief verlies van gewrichtskraakbeen, milde ontsteking van de weefsels in en rond de gewrichten en vorming van osteofyten en botcysten 1,2. Symptomen manifesteren zich meestal in de latere stadia van de ziekte, waarbij de huidige behandelingen alleen palliatieve verlichting bieden en systemische bijwerkingen hebben. Het gebrek aan ziektemodificerende medicijnen komt voort uit een slecht begrip van de onderliggende mechanismen van de ziekte3. Als gevolg hiervan is er een kritieke en voortdurende medische behoefte aan verbeterde middelen om artrose te behandelen.

Er zijn verschillende diermodellen van artrose beschikbaar die verschillende componenten van de ziekteprocessen onderzoeken4. Hoewel er verschillende chirurgische modellen bestaan, waaronder doorsnede van de voorste kruisband en destabilisatie van de mediale meniscus, zijn deze invasief en vereisen ze een hoog niveau vantechnische vaardigheid5. Chemisch geïnduceerde modellen zijn relatief minder invasieve procedures die doorgaans worden gebruikt om OA-pijnmechanismen te bestuderen6. Een van die veelgebruikte muismodellen is artrose-inductie door een intra-articulaire knie-injectie van mononatriumjodoacetaat (MIA). Dit model genereert een reproduceerbaar, robuust en snel pijnachtig fenotype dat kan worden beoordeeld door MIA-dosering7 te wijzigen. Technische details van het induceren van dit model zijn eerder beschreven7. De vertaling van deze techniek naar grotere knaagdieren, zoals cavia's, is moeilijk vanwege hun anatomische verschillen. Enkele verschillen zijn onder meer een verhoogde spiermassa rond de aangrenzende botten en gewrichtsruimte bij de cavia en een articulerende kuitbeen en scheenbeen in vergelijking met distale fusie die bij muizen werd waargenomen8. Dunkin-Hartley-cavia's, een algemeen verkrijgbare caviastam, zijn een gevestigd artrose-diermodel omdat ze deze ziekte van nature ontwikkelen, en bieden daarmee een robuust model voor het onderzoeken van de effecten van nieuwe therapieën die worden toegediend via intra-articulaire injectie op ziekteprogressie9. Dunkin-Hartley-cavia's beginnen artrose te ontwikkelen na drie maanden, waarbij mannetjes een versnelde ontwikkeling en ernstiger fenotype10 vertonen. Bij cavia's vordert artrose met de leeftijd en na 12 maanden is de bijbehorende pathologie duidelijk op beeldvorming11. Spontane artrosemodellen, zoals het Dunkin-Hartley-model, vereisen geen interventie om artrose te induceren en zo de ontwikkeling en progressie van het ziektefenotype bij mensen te recapituleren, waardoor een krachtig translationeel model wordt geboden10. Bovendien maakt de spontane ontwikkeling van artrose de interne controle mogelijk wanneer nieuwe therapieën eenzijdig worden toegediend in een enkele knie van een bepaald dier. Deze interne controle minimaliseert de effecten van variaties tussen dieren bij het analyseren van gegevens en kan helpen het totale aantal dieren te verminderen.

Röntgenmicro-computertomografie (μCT)-analyse is een krachtig hulpmiddel dat een kwantitatieve beoordeling van artroseernst12 mogelijk maakt. μCT omvat het scannen van meerdere röntgenbeelden met een hoge resolutie, verkregen van een roterend monster of roterende röntgenbron en detector13. Vervolgens worden driedimensionale (3D) volumetrische gegevens gereconstrueerd in de vorm van gestapelde beeldsegmenten14. Omdat gemineraliseerd bot een uitstekend contrast heeft op μCT, kan deze modaliteit worden gebruikt om 3D-kenmerken te beoordelen en kwantitatieve analyses uit te voeren van veranderingen die verband houden met artrose 15,16,17. μCT biedt verschillende voordelen ten opzichte van meer algemeen gebruikte instrumenten, waaronder histopathologie en loopanalyses. In tegenstelling tot histologische beoordeling van een of enkele delen van weefsels, scant μCT het hele gewricht en biedt het een meer holistische beoordeling van artroselaesies18. Hoewel ganganalyse symptomatische veranderingen in de gewrichtsfunctie in de loop van de tijd kan onderscheiden, ontwikkelen gewrichtsveranderingen zich lang voordat functionele veranderingen geassocieerd met artrose plaatsvinden. μCT kan een gevoeligere maatstaf zijn voor de ontwikkeling van artrose voorafgaand aan het begin van kreupelheid. Twee bijzonder relevante kwantitatieve metingen zijn onder meer de botmineraaldichtheid en de trabeculaire dikte, aangezien beide toenemen gedurende de progressie van artrose19,20. Het kan nuttig zijn om de analyse op te splitsen in subchondrale plaat en trabeculair bot, omdat ze verschillende kenmerken hebben, om robuustere metingen en vergelijkingen te bereiken.

Het algemene doel van deze methode is om onderzoekers te helpen bij het succesvol uitvoeren van intra-articulaire injecties bij cavia's. Het gepresenteerde protocol maakte gebruik van vijf (n=2), negen (n=1) en 12 (n=2) maanden oude intacte, mannelijke Dunkin-Hartley-cavia's; Procedures kunnen worden geëxtrapoleerd naar andere caviastammen en leeftijden die intra-articulaire knie-injecties vereisen. In spontane modellen van artrose, zoals het Dunkin-Hartley-model, wordt de ziekteprogressie en respons op seriële behandeling vaak gedurende lange perioden gevolgd, van weken tot maanden9. Dit uitgebreide protocol resulteert in meerdere intra-articulaire injecties, en daarom is het belangrijk om de juiste injectietechniek te hebben om bijwerkingen te voorkomen, waaronder pijn, kreupelheid of infecties, die allemaal van invloed kunnen zijn op het dierenwelzijn en de onderzoeksresultaten kunnen verwarren, terwijl er extra dieren nodig zijn voor onderzoek. Het gepresenteerde protocol beschrijft de methodologie van intra-articulaire injecties bij cavia's en de daaropvolgende analyse van μCT-gegevens.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle hier beschreven methoden zijn goedgekeurd door het Institutional Animal Care and Use Committee van de Medical University of South Carolina. De studie volgde het principe van 3R.

1. Intra-articulaire injectiepreparaten

  1. Laat Dunkin-Hartley-cavia's ten minste een week voordat u met het experiment begint, acclimatiseren in de faciliteit.
    OPMERKING: 5- (n=2), 9- (n=1) en 12- (n=2) maanden oude mannelijke cavia's werden gebruikt. Mannetjes vertonen een versnelde ontwikkeling en een ernstiger fenotype van artrose.
  2. Scheer de knieën met een elektrisch scheerapparaat.
    OPMERKING: Wees mediaal voorzichtig met de tepels.
  3. Verdoof de cavia in een isofluraankamer en lever 3-5% isofluraan ineen O2-mengsel (debiet 2,5 l/min) en breng de cavia vervolgens over naar een neuskegel die is aangesloten op een niet-respiratoir anesthesiecircuit. Pas isofluraan aan om het chirurgische anesthesievlak tijdens de injectie te behouden, meestal met een zuurstofstroomsnelheid van 0,5-1 l/min en 1-3% isofluraan.
    OPMERKING: Intra-articulaire injecties veroorzaken milde, kortstondige pijn. Dieren worden tijdens de procedure verdoofd om perceptie van pijnlijke prikkels te voorkomen en de injectienauwkeurigheid te verbeteren. In de gepresenteerde studie zou de toediening van pijnstillers, waaronder niet-steroïde anti-inflammatoire geneesmiddelen, de progressie van artrose verstoren21. Vanwege de kortstondige pijn, mits anesthesie en het potentieel van pijnstillers om het model te verwarren, werden pijnstillers niet toegediend, tenzij dieren bijwerkingen vertoonden, waaronder mank lopen en tekenen van pijn bij gewrichtspalpatie na injectie. Onderzoekers moeten het gebruik van pijnstillers voor routinematige injecties overwegen. Pijnstillers worden aanbevolen wanneer bijwerkingen optreden. Pijnstillende regimes moeten worden besproken met de institutionele dierenarts en worden goedgekeurd door de IACUC voordat met onderzoeken wordt begonnen.
  4. Zorg ervoor dat de cavia zich op de juiste anesthesiediepte bevindt door geen teenknijpreactie.
  5. Breng steriel oculair glijmiddel aan op beide ogen om uitdroging en letsel te voorkomen.
  6. Verdun betadine met steriel water tot 10%.
  7. Verdun 200 proof ethanol met steriel water tot 70% ethanol.
  8. Bereid oplossingen voor injectie voor in een bioveiligheidskast om de steriliteit te behouden. In het gepresenteerde protocol werd een steriel medium (1x fosfaatgebufferde zoutoplossing) gebruikt om beide knieën te injecteren. Oplossingen kunnen worden gewijzigd op basis van onderzoeksdoelstellingen.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u verse oplossingen voor injectie onmiddellijk voor de injectiesessie verdunt om de steriliteit te garanderen. Ongebruikte oplossingen dienen aan het einde van elke injectiesessie te worden weggegooid.
  9. Vul steriele insulinespuiten voor eenmalig gebruik met oplossingen voor injectie. Zorg ervoor dat u het kleinst haalbare volume gebruikt om te voorkomen dat de gewrichtsruimte overbelast raakt met volume. In de huidige studie werd 50 μL gebruikt.
  10. Plaats de cavia en de neuskegel op een schoon oppervlak met een verwarmingskussen voor thermische ondersteuning en vulling onder het hoofd om het iets op te tillen.
  11. Trek een operatiejas, haarnetje, steriele handschoenen en masker aan tijdens het uitvoeren van de injectieprocedure.
  12. Giet 10% betadine op een watje en veeg beide knieën af.
  13. Giet 70% ethanol op een watje en veeg beide knieën af.
  14. Herhaal 1.12 en 1.13 nog twee keer.
    OPMERKING: Ter demonstratie toont de bijbehorende video het reinigen van de knie en de injectieplaats één keer met 10% betadine en 70% ethanol. De injectieplaats werd vervolgens nog twee keer met ronddraaiende bewegingen gereinigd, waarbij deze oplossingen werden afgewisseld. Drie seriële scrubs met afwisselende scruboplossingen en alcohol worden aanbevolen om een aseptische techniek te bereiken.

2. Intra-articulaire injectie

  1. Plaats de cavia gedurende de hele procedure in rugligging.
  2. Trek een nieuw paar steriele handschoenen aan en palpeer het kniegewricht.
    OPMERKING: In het gepresenteerde protocol en de video werden geautoclaveerde nitrilhandschoenen gebruikt. Steriele handschoenen, waaronder geautoclaveerde nitrilhandschoenen of chirurgische handschoenen, moeten worden gebruikt voor aseptische techniek.
  3. Buig de knie handmatig tot 90°.
  4. Beweeg de vinger distaal ten opzichte van de knieschijf om de groef van het distale aspect van de gewrichtsruimte te lokaliseren door de achterpoot te buigen en uit te strekken.
    OPMERKING: De knieschijf kan in deze positie worden gepalpeerd als een kleine, stevige structuur die zich direct boven de gewrichtsruimte bevindt. Het scheenbeen kan worden gevoeld als een benige structuur distaal van de knieschijf. Zodra de locatie van het scheenbeen en de knieschijf zijn bepaald, bevindt het gewricht, gevoeld als een groef, zich ertussen, distaal van de knieschijf en proximaal van het scheenbeen.
  5. Steek de insulinenaald voorzichtig in op de middellijn distaal van de knieschijf in de gewrichtsruimte. De naald moet 1-2 mm onder de huid worden ingebracht om in de gewrichtsruimte te komen.
    OPMERKING: Het grootste toegangsvenster voor de gewrichtsruimte terwijl de knie gebogen is, bevindt zich aan de voorkant van de ledemaat op de middellijn, direct distaal van de knieschijf. Injecteren op de middellijn in de voorste naar achterste richting zal helpen bij het nauwkeurig injecteren in de gewrichtsruimte zonder botachtige structuren te penetreren. Nauwkeurig injecteren in de gewrichtsruimte kan worden bereikt met behulp van een lateraal-naar-mediale benadering, hoewel het toegangsvenster smaller is, vooral wanneer de knie gebogen is.
  6. Injecteer langzaam 50 μl van de oplossing in het gewricht. Zorg ervoor dat de naald gemakkelijk kan worden ingebracht en dat de inhoud zonder weerstand wordt geïnjecteerd.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat u de naald niet te diep insteekt, omdat dit gewrichts- of botbeschadiging kan veroorzaken en ongewenste ontsteking en/of pijn kan veroorzaken. Als de groef die overeenkomt met de gewrichtsruimte niet wordt gevonden, kan de naald het dijbeen, de knieschijf of het scheenbeen binnendringen. Daarom is het nuttig om vol vertrouwen de groef te palperen die overeenkomt met de gewrichtsruimte om peri-articulaire injecties of verwondingen te voorkomen die verband houden met penetrerende botstructuren. Als er een luchtbel ontstaat op de injectieplaats onder de huid, was de injectie te oppervlakkig en is de vloeistof in de onderhuidse ruimte terechtgekomen. Afhankelijk van de eigenschappen van het gebruikte middel, kan het medicijn via diffusie in de gewrichtsruimte terechtkomen of kan een nieuwe injectiepoging nodig zijn.
  7. Als u klaar bent, gooit u de naald weg in de naaldenbak.
    OPMERKING: Injecteer voor oefen- en trainingsdoeleinden vloeistof met een kleurstof in de gewrichtsruimte van een kadaver bij een knaagdier of cavia van vergelijkbare grootte. Ontleed vervolgens het gewricht om de locatie van de injectie te bevestigen.
  8. Masseer de knie door het gewricht een paar keer te buigen en uit te strekken, bevorder de diffusie van het medicijn in de gewrichtsruimte.
  9. Herhaal stap 2.1-2.5 eenmaal op de contralaterale ledemaat met 1x PBS-oplossing.

3. Herstel van intra-articulaire injectie

  1. Schakel isofluraan uit en handhaaf 100% zuurstofstroom totdat het dier weer bij bewustzijn komt.
  2. Plaats het dier op een verwarmingskussen voor thermische ondersteuning tot het ambulant is.
  3. Breng een ijspak aan op de knie gedurende 30 s met een papieren handdoek als barrière om de zwelling van de injectie te verminderen.
  4. Beoordeel de gang van het dier tijdens de ambulante periode voordat u ze terugbrengt naar de huisvesting.
    OPMERKING: Als er loopafwijkingen worden opgemerkt, kunnen pijnstillers en ondersteunende zorg gerechtvaardigd zijn. Het is raadzaam om hun gang enkele uren na herstel van de anesthesie opnieuw te beoordelen om een normale mobiliteit te garanderen.

4. Micro-computertomografie (μCT) scan

  1. Zet voor het oogsten van weefsel een chirurgisch anesthesievlak op met een mengsel van 100% zuurstof en 5% isofluraan.
  2. Bevestig een chirurgisch vlak van anesthesie met het ontbreken van reactie op een teenknijpstimulus. Het dier op humane wijze euthanaseren via intraveneuze toediening van ≥ 150 mg/kg pentobarbital volgens het beleid van de instelling en het goedgekeurde protocol voor diergebruik.
    OPMERKING: In het gepresenteerde protocol kreeg elk van de vijf cavia's één injectie in beide knieën. De dieren werden een week na de injectie verdoofd en op humane wijze geëuthanaseerd.
  3. Oogst beide achterpoten door de huid weg te snijden van de omringende spieren.
  4. Ontarticuleer vervolgens de achterpoot met Rongeurs in het midden van de schacht van het dijbeen en proximaal van de enkel.
    OPMERKING: Het gebruikte scanbed en de monsterhouder waren niet geschikt voor de hele achterpoot van een volwassen cavia. Grote preparaathouders zijn in de handel verkrijgbaar voor grotere preparaten.
  5. Plaats de weefsels gedurende 72 uur in een neutraal gebufferde formaline-oplossing voor fixatie voordat μCT wordt uitgevoerd.
  6. Open de μCT-scansoftware en plaats het monster met formaline in een compatibele container die in de μCT-monstermap past, terwijl het weefsel in het gezichtsveld blijft.
  7. Kalibreer de μCT-machine voor blootstelling aan donkere velden en lichte velden volgens de aanbevelingen van de fabrikant.
  8. Scan het monster met het Al+Cu-filter op 18 μm. Gebruik rotatiestap 0,7° voor 360° met offsetcamera.
    OPMERKING: De scan wordt automatisch opgeslagen.

5. Beeldverwerking voor het evalueren van microarchitecturale parameters van het bot

  1. Download en installeer μCT-reconstructiesoftware voor de reconstructie van μCT-beelden.
  2. Selecteer de softwaremap en dubbelklik om de software te openen.
  3. Selecteer een segment uit de μCT-afbeeldingen door op een afbeeldingssegment te klikken.
  4. Kies de bestemming van het reconstructiebestand. Selecteer Bladeren en maak een nieuwe map met de naam Recon. Het geselecteerde bestandsformaat moet BMP(8) zijn.
  5. Controleer de compensatie voor verkeerde uitlijning.
    OPMERKING: Meestal is de schatting bijna correct, maar deze kan handmatig worden aangepast om de overlappende afbeeldingen te verschuiven zodat de rechter- en linkerrand zo goed mogelijk op één lijn liggen.
  6. Pas onder Instellingen de algoritmen voor Vloeiendmaken, Straalverharding, CS-rotatie en Ringartefacten toe.
    OPMERKING: Het kan handig zijn om een voorbeeldafbeelding te kiezen om de helderheid te bepalen voordat u gaat reconstrueren. De fijnafstellingsinstelling kan ook nuttig zijn om te bepalen welke instellingen de beste zijn.
  7. Selecteer Start om te beginnen met het verwerken van de reconstructie.

6. Verzameling van microarchitecturale gegevens uit gereconstrueerde afbeeldingen

  1. Download en installeer Dataviewer.
  2. Selecteer VOI en oriënteer het monster om verticaal uit te lijnen voor eenvoudigere analyse op een later tijdstip.
  3. Sla bewerkte VOI op als een nieuwe map.
  4. Download en installeer CTAnalyser voor de analyse van de boteigenschappen van microarchitecturale parameters.
    OPMERKING: De gratis versie van CTAnalyser is beperkt in functionaliteit, dus het wordt aanbevolen om een volledige licentie aan te schaffen.
  5. Splits de analyse op in subchondrale plaat en trabeculair bot door ze op te slaan als afzonderlijke reeks afbeeldingen.
    OPMERKING: Het splitsen van de analyse is niet nodig, maar omdat subchondrale plaat en trabeculair bot verschillende kenmerken hebben, kunnen afzonderlijke analyses helpen bij robuuste metingen en vergelijking.
  6. Selecteer het bereik van de afbeeldingen die u wilt analyseren, te beginnen met de subchondrale plaat door op het afbeeldingssegment te klikken waarmee u wilt beginnen.
  7. Selecteer het interessegebied voor elke afbeelding om er zeker van te zijn dat het het bot omvat door op het tabblad Interessegebied te klikken.
  8. Selecteer het tabblad Binaire selectie . Pas het histogram aan zodat de achtergrond en het bot volledig gescheiden zijn.
  9. Selecteer het tabblad Botmineraaldichtheid (BMD). Sla die gegevens op in een nieuwe map met analysegegevens.
  10. Selecteer Aangepaste verwerking en ga naar het tabblad Intern .
  11. Voer eerst Thresholding uit en selecteer Automatic Otsu en vervolgens Run.
  12. Selecteer vervolgens Ontspikkel en kies Zwarte spikkels verwijderen en vervolgens Uitvoeren.
  13. Herhaal Ontspikkel en kies Witte spikkels verwijderen en vervolgens Uitvoeren.
  14. Kies 3D-analyse en selecteer Basiswaarden en Aanvullende waarden.
  15. Herhaal stap 6.2.2-6.4.5 om het beeld opnieuw in te stellen voor trabeculaire botanalyse.
    OPMERKING: Zorg ervoor dat het uitvoerbestand zich in een nieuwe map bevindt met hetzelfde bestand als de BMD-gegevens.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Voordat intra-articulaire injecties op levende dieren werden uitgevoerd, werd het bovenstaande protocol toegepast op drie rattenkadavers om de juiste injectielocatie te garanderen. Tijdens de oefensessies werd 50 μL 70% nieuwe methyleenblauwe kleurstof in beide kniegewrichten geïnjecteerd met behulp van de hierboven beschreven methodologie. Dit komt neer op zes oefeninjecties. Na injecties werd het kniegewricht ontleed door insnijding door het craniale aspect van de gewrichtsruimte, distaal van de knieschijf en door het ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

Ondanks recente ontwikkelingen in de symptomatische behandeling van artrose, is er een volledig gebrek aan therapeutische middelen die het ontstaan van artrose voorkomen of de progressie ervan vertragen24. Momenteel is gewrichtsvervanging de enige remedie voor ernstige artrose, die kostbaar en invasief is en kan leiden tot morbiditeit en mortaliteit van de patiënt. Als gevolg hiervan is er een dringende behoefte aan voortgezet onderzoek met diermodellen van artrose en de du...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Dankbetuigingen

Het onderzoek dat in dit manuscript wordt beschreven, werd ondersteund door South Carolina SmartState® Endowed Chair in Drug Discovery Endowment funds (PMW), de MUSC Division of Laboratory Animal Resources en de MUSC Drug Discovery Core. Deze publicatie werd ook ondersteund door het National Center for Advancing Translational Sciences van de National Institutes of Health onder subsidienummers TL1 TR001451 en UL1 TR001450, evenals het National Institute of Dental & Craniofacial Research van de National Institutes of Health onder Award Number R01DE029637.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
200 Proof EthanolDecon Laboratories2701sterilisatiemiddel
3D.SUITE softwareBrukerμ-CT analysesoftware
Betadine Surgical ScrubAvrio Health67618-151-16sterilisatiemiddel
Insulin syringe with needleUlticare91008om injecties uit te voeren
IsofluranePiramal803249anesthesie voor dieren
Neutral Buffered FormalinFisher Scientific23-427098weefselfixatie
Nrecon SoftwareBrukerμ-CT reconstructiesoftware
Phosphate Buffered SalineCytivaSH30258.01controle- en verdunningsmiddel
SkyScan 1176Brukerom monsters te scannen

Referenties

  1. Callahan, L. F., Cleveland, R. J., Allen, K. D., Golightly, Y. Racial/Ethnic, socioeconomic, and geographic disparities in the epidemiology of knee and hip osteoarthritis. Rheum Dis Clin North Am. 47 (1), 1-20 (2021).
  2. Mandl, L. A. Osteoarthritis year in review 2018: clinical. Osteoarthritis Cartilage. 27 (3), 359-364 (2019).
  3. Assirelli, E., et al. Complement expression and activation in osteoarthritis joint compartments. Front Immunol. 11, 535010(2020).
  4. Lampropoulou-Adamidou, K., et al. Useful animal models for the research of osteoarthritis. Eur J Orthop Surg Traumatol. 24 (3), 263-271 (2014).
  5. Glasson, S. S., Blanchet, T. J., Morris, E. A. The surgical destabilization of the medial meniscus (DMM) model of osteoarthritis in the 129/SvEv mouse. Osteoarthritis Cartilage. 15 (9), 1061-1069 (2007).
  6. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. J Orthop Surg Res. 11, 19(2016).
  7. Pitcher, T., Sousa-Valente, J., Malcangio, M. The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse. J Vis Exp. (111), e53746(2016).
  8. de Araujo, F. A., et al. morphology of the hind limbs in two caviomorph rodents. Anat Histol Embryol. 42 (2), 114-123 (2013).
  9. Veronesi, F., Salamanna, F., Martini, L., Fini, M. Naturally occurring osteoarthritis features and treatments: systematic review on the aged guinea pig model. Int J Mol Sci. 23 (13), (2022).
  10. Kraus, V. B., Huebner, J. L., DeGroot, J., Bendele, A. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the guinea pig. Osteoarthritis Cartilage. 18, Suppl 3 S35-S52 (2010).
  11. Wang, S., et al. The osteoarthritis natural progress and changes in intraosseous pressure of the guinea pig model in different degeneration stages. Orthop Surg. 14 (11), 3036-3046 (2022).
  12. Boyde, A. The bone cartilage interface and osteoarthritis. Calcif Tissue Int. 109 (3), 303-328 (2021).
  13. Akhter, M. P., Recker, R. R. High resolution imaging in bone tissue research-review. Bone. 143, 115620(2021).
  14. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Phys Med. 88, 175-192 (2021).
  15. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  16. Yang, D., et al. Involvement of CD147 in alveolar bone remodeling and soft tissue degradation in experimental periodontitis. J Periodontal Res. 52 (4), 704-712 (2017).
  17. Ruegsegger, P., Koller, B., Muller, R. A microtomographic system for the nondestructive evaluation of bone architecture. Calcif Tissue Int. 58 (1), 24-29 (1996).
  18. Boca, C., et al. Comparison of micro-CT imaging and histology for approximal caries detection. Sci Rep. 7 (1), 6680(2017).
  19. Ren, P., et al. Biochemical and morphological abnormalities of subchondral bone and their association with cartilage degeneration in spontaneous osteoarthritis. Calcified Tissue International. 109 (2), 179-189 (2021).
  20. Wang, X., et al. Stage-specific and location-specific cartilage calcification in osteoarthritis development. Ann Rheum Dis. 82 (3), 393-402 (2023).
  21. Magni, A., et al. Management of osteoarthritis: expert opinion on NSAIDs. Pain Ther. 10 (2), 783-808 (2021).
  22. Wang, T., Wen, C. Y., Yan, C. H., Lu, W. W., Chiu, K. Y. Spatial and temporal changes of subchondral bone proceed to microscopic articular cartilage degeneration in guinea pigs with spontaneous osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 21 (4), 574-581 (2013).
  23. Gao, J., Ren, P., Gong, H. Morphological and mechanical alterations in articular cartilage and subchondral bone during spontaneous hip osteoarthritis in guinea pigs. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1080241(2023).
  24. Makarczyk, M. J., et al. Current models for development of disease-modifying osteoarthritis drugs. Tissue Eng Part C Methods. 27 (2), 124-138 (2021).
  25. Hunter, D. J. Pharmacologic therapy for osteoarthritis--the era of disease modification. Nat Rev Rheumatol. 7 (1), 13-22 (2011).
  26. Schuelert, N., McDougall, J. J. Grading of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis reveals a concentration-dependent sensitization of nociceptors in the knee joint of the rat. Neurosci Lett. 465 (2), 184-188 (2009).
  27. Yao, X., et al. Chondrocyte ferroptosis contribute to the progression of osteoarthritis. J Orthop Translat. 27, 33-43 (2021).
  28. Huebner, J. L., Hanes, M. A., Beekman, B., TeKoppele, J. M., Kraus, V. B. A comparative analysis of bone and cartilage metabolism in two strains of guinea-pig with varying degrees of naturally occurring osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 10 (10), 758-767 (2002).
  29. Ringe, J., et al. CCL25-Supplemented hyaluronic acid attenuates cartilage degeneration in a guinea pig model of knee osteoarthritis. J Orthop Res. 37 (8), 1723-1729 (2019).
  30. Chouhan, D. K., et al. Multiple platelet-rich plasma injections versus single platelet-rich plasma injection in early osteoarthritis of the knee: An experimental study in a guinea pig model of early knee osteoarthritis. Am J Sports Med. 47 (10), 2300-2307 (2019).
  31. Patel, S., Mishra, N. P., Chouhan, D. K., Nahar, U., Dhillon, M. S. Chondroprotective effects of multiple PRP injections in osteoarthritis by apoptosis regulation and increased aggrecan synthesis- Immunohistochemistry based Guinea pig study. J Clin Orthop Trauma. 25, 101762(2022).
  32. Cheng, J., Abdi, S. Complications of joint, tendon, and muscle injections. Tech Reg Anesth Pain Manag. 11 (3), 141-147 (2007).
  33. Wang, Q., et al. Identification of a central role for complement in osteoarthritis. Nat Med. 17 (12), 1674-1679 (2011).
  34. Santangelo, K. S., Kaeding, A. C., Baker, S. A., Bertone, A. L. Quantitative gait analysis detects significant differences in movement between osteoarthritic and nonosteoarthritic guinea pig strains before and after treatment with flunixin meglumine. Arthritis. 2014, 503519(2014).
  35. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Vet Pathol. 52 (5), 803-818 (2015).
  36. Thysen, S., Luyten, F. P., Lories, R. J. Targets, models and challenges in osteoarthritis research. Dis Model Mech. 8 (1), 17-30 (2015).
  37. Vazquez-Portalatin, N., Breur, G. J., Panitch, A., Goergen, C. J. Accuracy of ultrasound-guided intra-articular injections in guinea pig knees. Bone Joint Res. 4 (1), 1-5 (2015).
  38. Nie, C., Wang, Z., Liu, X. The effect of depression on fracture healing and osteoblast differentiation in rats. Neuropsychiatr Dis Treat. 14, 1705-1713 (2018).
  39. Jonsson, T. Micro-CT and deep learning: Modern techniques and applications in insect morphology and neuroscience. Front Insect Sci. 3, (2023).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Model voor artrosebotmineraaldichtheidtrabeculardiktegemodificeerde Mankin-scoreaseptische techniekanalyse van de subchondrale plaatdierenwelzijn
Microcomputertomografie-analyse van de knie bij oude Dunkin-Hartley-cavia's na intra-articulaire injectie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.