Methodenartikel

Het vergemakkelijken van herhaalde intracarotisinjecties in muismodellen door een nieuwe techniek voor het herstellen van de injectieplaats

DOI:

10.3791/66303

⸱

15 maart 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Department of Neurosurgery, Juntendo University

In dit artikel

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Reparatie van de slagader in een muismodel na injectie zorgt ervoor dat het bloed weer naar de slagader stroomt zonder de verdeling van het geïnjecteerde materiaal negatief te beïnvloeden. Reparatie op de injectieplaats vergemakkelijkt volgende injecties via dezelfde slagader en voorkomt cerebrale ischemie bij muizenstammen die geen volledige Circle of Willis hebben.

Samenvatting

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gezien de recente vooruitgang in de toediening van nieuwe antitumortherapieën met behulp van endovasculaire selectieve intraarteriële toedieningsmethoden in de neuro-oncologie, is er een dringende behoefte aan de ontwikkeling van methoden voor intrahalsslagaderinjecties in muismodellen, waaronder methoden om de halsslagader bij muizen na injectie te repareren om volgende injecties mogelijk te maken. We ontwikkelden een methode voor intrahalsslagaderinjectie in een muismodel om therapieën in de interne halsslagader (ICA) toe te dienen met twee alternatieve procedures.

Tijdens de injectie wordt de naald in de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) ingebracht na het binden van een hechting rond de externe halsslagader (ECA) en worden geïnjecteerde therapieën in de ICA afgeleverd. Na injectie kan de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) worden afgebonden, waardoor het aantal injecties in de halsslagader tot één wordt beperkt. De alternatieve procedure die in dit artikel wordt beschreven, omvat een wijziging waarbij injectie in de halsslagader wordt gevolgd door reparatie van de CCA op de injectieplaats, waardoor de bloedstroom binnen de CCA wordt hersteld en de complicatie van cerebrale ischemie wordt vermeden die bij sommige muismodellen wordt gezien.

We vergeleken ook de afgifte van beenmerg-afgeleide menselijke mesenchymale stamcellen (BM-hMSC's) aan intracraniële tumoren wanneer deze werden toegediend via intrahalsslagaderinjectie met en zonder herstel van de injectieplaats na de injectie. De levering van BM-hMSC's verschilt niet significant tussen de methoden. Onze resultaten tonen aan dat reparatie van de injectieplaats van de CCA herhaalde injecties via dezelfde slagader mogelijk maakt en de afgifte en distributie van geïnjecteerd materiaal niet belemmert, waardoor een model met meer flexibiliteit wordt geboden dat de intracarotisinjectie bij mensen beter nabootst.

Inleiding

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Toediening van therapieën aan hersentumoren is een uitdaging vanwege de ondoordringbaarheid van de bloed-hersenbarrière (BBB) en de bloed-tumorbarrière (BTB). Directe intratumorale injectie van therapieën om de BBB te omzeilen kan worden bereikt door het gebruik van een Ommaya-reservoirkatheter, low-flow micro-infusie voor convectieversterkte toediening, of lokale injectie in de resectieholte of aangrenzend weefsel1. Het totale volume tumorweefsel dat met deze methoden wordt bereikt, is echter beperkt 2,3,4. Intra-arteriële injecties zijn eerder gebruikt om therapeutische middelen toe te dienen aan hersentumoren met als doel meer van de tumor te bereiken 5,6,7,8 en in recente tijden heeft de vooruitgang in zowel intra-arteriële toedieningstechnieken als nieuwe therapeutische middelen het voordeel aangetoond van het gebruik van deze benadering bij de behandeling van hersentumoren7, 9. okt. Deze vooruitgang omvat de ontwikkeling van microkatheters, endovasculaire selectieve intra-arteriële (ESIA) toediening met geavanceerde beeldvorming, het gebruik van osmotische middelen om de BBB en BTB te verstoren, en de ontwikkeling van gerichte biologische therapieën. Om preklinische tests uit te voeren van nieuwe therapeutische middelen die via intra-arteriële injecties worden toegediend, zijn daarom geschikte translationele onderzoeksmodellen nodig 9,10.

In muismodellen van hersentumoren passeren therapeutische middelen die intraperitoneaal of intraveneus (via de staartader) worden toegediend respectievelijk de lever of het hart en de longen, voordat ze worden gedistribueerd naar het hele lichaam, inclusief de hersenen. Deze first-pass-effecten kunnen het middel vangen en verwijderen, of het middel verdunnen voordat het de hersenen bereikt, en kunnen dosisbeperkende toxiciteiten vertonen voordat een therapeutische dosis in de hersenen wordt bereikt. Daarentegen maakt injectie in de halsslagader gerichte afgifte aan de hersenen mogelijk voorafgaand aan de bloedsomloop door het first-pass-metabolisme te omzeilen en off-target afgifte te beperken. Hoewel intrahalsslagaderinjectie bij muizen arbeidsintensiever is, resulteren de specificiteit en reproduceerbaarheid van de techniek in een verminderd aantal dieren om onderzoeken te voltooien11,12.

Over het algemeen wordt bij eerder beschreven methoden voor injectie van de intrahalsslagader bij muizen de gemeenschappelijke halsslagader na injectie afgebonden en wordt de bloedsomloop naar de hersenen verzorgd door de contralaterale halsslagader en de achterste cerebrale circulatie via de cirkel van Willis11,12. Deze methode heeft de inherente beperking dat maximaal een enkele injectie in de interne of externe halsslagader mogelijk is. Het is ook van cruciaal belang dat de muizenstammen die worden gebruikt in experimenten waarbij de halsslagader is afgebonden, een volledige Circle of Willis hebben om cerebrale ischemie als gevolg van de geligeerde slagader te voorkomen13. Het is ook aangetoond dat occlusie van de halsslagader de cerebrale bloedstroom vermindert en de distributie van geïnjecteerde deeltjes beperkt14. Bovendien emuleert de occlusie van de halsslagader bij muizen na injectie niet de injectie van de intrahalsslagader bij menselijke patiënten.

Onze groep heeft eerder injecties in de halsslagader gebruikt om met succes mesenchymale stamcellen naar de hersenen te brengen 10,15,16,17,18,19. In dit artikel beschrijven we deze methode van injectie in de halsslagader in detail en nemen we een wijziging op van de methode die we hebben ontwikkeld, waarbij de injectieplaats wordt gerepareerd zonder de slagader af te sluiten, waarbij de beperkingen van het afbinden van de halsslagader na injectie worden vermeden. Bij deze methode wordt de gemeenschappelijke halsslagader (CCA) voorbereid op injectie door twee hechtingen te plaatsen, één aan beide uiteinden van de beoogde injectieplaats, en de onderste hechting (onder de injectieplaats) wordt aangespannen. De uitwendige halsslagader (ECA) wordt afgesloten met een andere hechtdraad. De naald wordt in de CCA ingebracht en therapieën worden toegediend in de interne halsslagader (ICA). Hierna wordt de bovenste hechting op de CCA strakker aangedraaid om terugstroming uit de ICA te voorkomen. Bij deze stap kan de geïnjecteerde CCA worden geligeerd of gerepareerd. Als de CCA moet worden afgebonden, worden de hechtingen aangedraaid en op hun plaats gelaten. Als de injectieplaats wordt gerepareerd, worden de hechtingen na reparatie verwijderd en wordt de bloedstroom hersteld. De details van deze alternatieve procedures worden hieronder weergegeven.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle onderstaande stappen zijn in overeenstemming met ons protocol, dat de richtlijnen volgt die zijn opgesteld door en is goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee van het MD Anderson Cancer Center van de Universiteit van Texas.

1. Voorbereiding van de operatietafel en muis voor chirurgische ingreep

  1. Voorbereiding van de operatietafel en muis voor chirurgische ingreep (zie figuur 1A,B)
    1. Plaats de ontleedmicroscoop en lichtbron voor de isofluraanverdamper met een actief opruimsysteem of plaats deze op een afzuigtafel. Plaats het elektrische verwarmingskussen op de basis van de ontleedmicroscoop (of bij voorkeur onder de microscoop als de basis stevig is en warmte kan doorgeven) en dek af met een steriel chirurgisch laken.
      OPMERKING: Alle chirurgische instrumenten en afdeklakens moeten vóór gebruik worden gesteriliseerd door middel van autoclaveren en alle wegwerpartikelen moeten steriel en afzonderlijk verpakt zijn. Steriele handschoenen moeten tijdens de installatie en procedure worden gebruikt en indien nodig worden vervangen om de steriliteit te behouden.
    2. Bereid het bed voor (4-5 "lang x 2" breed) op het chirurgische laken met behulp van vinyllaboratoriumtape. Knip een vierkant gaas van 1.5 inch x 1.5 inch af, rol het strak op en plaats het opgerolde gaas onder een stuk vinyltape van 3 inch aan het "hoofdeinde" van het bed om een kussen te vormen (kanteling van het hoofd met behulp van een kussen zorgt voor een grotere uitbreiding van het ventrale nekgebied).
    3. Leg stukjes chirurgische tape van 4 inch langs de zijkanten van het bed (bovenop de vinyltape). [Als u isofluraan gebruikt, plaats dan een anesthesieneuskegel met gewicht (of tape) bevestigd in de buurt van het hoofdeinde van het bed. Pas het aan voor specifieke plaatsing zodra de muis is verdoofd en in bedwang is gehouden.] Zie figuur 1A,B.
    4. Scheur met een schroevendraaier of een zware tang kleine stukjes katoen van een wattenstaafje af en rol ze in balletjes van verschillende groottes met een diameter van 0,5 tot 1 mm (8-10 stukjes katoen per muis). Houd het katoen op het chirurgisch laken bij het hoofdeinde van het bed.
    5. Snijd met steriele instrumenten 6-0 hechtdraad in stukjes van 1 cm (3-4 stuks per muis). Leg de voorbereide hechtingslengtes op een steriel laken. Bereid een spuit van 1 ml voor voor toediening van buprenorfine of een ander geschikt pijnstillend middel (zoals goedgekeurd door het protocol van het Institutional Animal Care and Use Committee [IACUC]). Steriliseer alle chirurgische instrumenten volgens de IACUC-normen voordat u de instrumenten in het steriele veld plaatst.
  2. Voorbereiding van de muis op de chirurgische ingreep (zie figuur 1C-F)
    1. Verdoof één muis volgens methoden die zijn goedgekeurd door IACUC voor grote overlevingsoperaties (gebruik ofwel isofluraan 1%-4%, afhankelijk van de gevoeligheid van individuele muizen, of een cocktail van 10 mg/ml ketamine, 1 mg/ml xylazine met 100-200 mg/kg (ketamine) lichaamsgewicht). Knip de vacht af of onthaar indien nodig. Dien 0,5-1,0 mg/kg buprenorfine ER (verlengde afgifte) toe via subcutane injectie 30 minuten voor aanvang van de chirurgische ingreep.
    2. Plaats de verdoofde muis zo dat het kussen onder de nek rust (Figuur 1C). Het kussen helpt de nek te verlengen en te ondersteunen bij gebruik met de anesthesieneuskegel. Als u de ketamine/xylazine-cocktail gebruikt, plaats dan een verzwaarde tandstang of iets dergelijks in de mond, achter de snijtanden, om het hoofd te kantelen en de nek te verlengen.
    3. Houd de voorpoten vast met behulp van de chirurgische tape die eerder langs de zijkanten van het operatiebed is aangebracht (Figuur 1D). Pas de positie van de muis onder de microscoop aan zodat het ventrale oppervlak van de nek in beeld is en pas de vergroting aan om de operatieplaats comfortabel te observeren (Figuur 1E).
      OPMERKING: De vergroting van de ontleedmicroscoop moet door de chirurg voor elke stap worden aangepast aan het comfortniveau.
    4. Breng kunsttranen aan met een steriel wattenstaafje. Desinfecteer de operatieplaats door driemaal per ontsmettingsmiddel cirkelvormige wattenstaafjes betadine of chloorhexidine en alcohol af te wisselen (Figuur 1F).
    5. Bevestig de diepte van de anesthesie door ervoor te zorgen dat de muis zijn been niet terugtrekt als reactie op een teenknijp. Houd de ademhalingsfrequentie in de gaten en zorg ervoor dat de muis niet naar adem hapt, aangezien dit een indicatie is van overmatige anesthesie bij het gebruik van isofluraan. Pas indien nodig de zuurstof- en isofluraanstroomsnelheden aan om de juiste anesthesiediepte en gelijkmatige ademhaling te bereiken.

2. Chirurgische ingreep (Figuur 2, Figuur 3, Figuur 4, Figuur 5, Figuur 6 en Figuur 7)

  1. Primaire incisie en dissectie
    1. Begin met het maken van een incisie van 1 cm in de lengterichting van de middellijn, beginnend net craniaal tot aan het manubrium (uitstekende knobbel aan het craniale uiteinde van het borstbeen) en verder over de luchtpijp met behulp van een steriel scalpelmesje of soortgelijk instrument volgens de door de gebruiker goedgekeurde IACUC-richtlijnen (Figuur 2A).
    2. Steek de punt van de gesloten schaar in de incisie en open deze voorzichtig om een stompe dissectie van het onderhuidse bindweefsel uit te voeren, waarbij de twee speekselklieren worden gescheiden. Trek met de fijne pincet voorzichtig de rechter speekselklier door de incisie om op het aseptisch voorbereide huidoppervlak te rusten of trek de speekselklier zijdelings terug met behulp van de stompe haakretractor (Figuur 2B,C). Als de uitwendige klier er droog of plakkerig uitziet, bevochtig dan met steriele zoutoplossing.
    3. Ga door met stompe dissectie van het bindweefsel totdat de sternocleidomastoïde en digastrische spieren zichtbaar zijn (Figuur 2D).
      OPMERKING: De spierdriehoek gevormd door de luchtpijp/sternohyoïde (sh) spier, sternocleidomastoïde (sm) spier en de digastrische (dg) spier (caudale buik) zal worden gebruikt om de juiste CCA en de bifurcatie van de halsslagader in het protocol te lokaliseren. Over het algemeen is de kleinere omohyoid (oh) spier ook dwars over de CCA liggend (Figuur 2D); Deze spier varieert echter in grootte en het is niet ongebruikelijk dat de omohyoid-spier helemaal afwezig is bij jonge of kleine muizen.
  2. CCA-isolatie
    1. Ga met behulp van de pincet met schuine punt door met zorgvuldige dissectie van het bindweefsel (door de uiteinden van de tang te openen) nabij het caudale uiteinde van de spierdriehoek om de gemeenschappelijke halsslagader, halsader en nervus vagus bloot te leggen.
      OPMERKING: De gemeenschappelijke halsslagader is het grootste bloedvat naast de luchtpijp en kan over het algemeen gemakkelijk worden geïdentificeerd aan de basis van de spierdriehoek (Figuur 2E, pijl). Wees uiterst voorzichtig met de fijne pincet rond de bloedvaten, omdat de punten gemakkelijk in de bloedvaten kunnen snijden, wat kan leiden tot overmatige en mogelijk dodelijke bloedingen.
    2. Ga door met zorgvuldige dissectie van het bindweefsel rond het gedeelte van de gemeenschappelijke halsslagader vanaf de basis van de spierdriehoek tot aan de omohyoid-spier. Gebruik de kleine, steriele wattenbolletjes om kleine bloedingen onder controle te houden en absorbeer indien nodig afgescheiden vloeistoffen uit de speekselklieren.
    3. Ontleed voorzichtig het bindweefsel om de CCA van de nervus vagus te scheiden. Wees extra voorzichtig om het hanteren van en beschadigen van de nervus vagus, gemakkelijk te herkennen als de dikke, witte zenuwbundel naast de CCA, tot een minimum te beperken (Figuur 2F).
  3. CCA-voorbereiding
    1. Zodra de CCA volledig is gemobiliseerd vanuit de sternocleidomastoïde spier, en waar zichtbaar, tot aan de omohyoid-spier, plaatst u een stuk 6-0 hechting van 1 cm op de aseptisch voorbereide huid van het borstbeen van de muis (voor gemakkelijk ophalen) en passeert u de pincet met schuine punt onder de CCA (zorg ervoor dat CCA wordt geïsoleerd van de nervus vagus en de halsader) (Figuur 3A). Als de omohyoid-spier niet aanwezig is, maak dan het gebied rond de CCA voldoende vrij om hechtingen op de CCA, craniaal en caudaal naar de voorgestelde injectieplaats te kunnen plaatsen en om de naald in te brengen.
    2. Met de fijne pincet in de linkerhand passeert u de hechting naar de pincet met schuine punt en pakt u deze aan het einde van de hechtdraad vast. Trek voorzichtig de helft van de lengte van de hechting onder de CCA met de pincet met schuine punt (Figuur 3B).
    3. Herhaal dit proces met een tweede hechtdraad, evenwijdig aan de eerste hechting (Figuur 3C).
    4. Bind elke hechting losjes rond de CCA, maar draai de knopen niet aan en beperk de bloedstroom niet (Figuur 3D).
  4. Isolatie en voorbereiding van de uitwendige halsslagader
    1. Verwijder met behulp van de pincet met schuine punt voorzichtig het bindweefsel aan het craniale uiteinde van de gespierde driehoek, craniaal ten opzichte van de omohyoïde spier, om de CCA en de splitsing in ECA en ICA te lokaliseren (Figuur 4A).
      OPMERKING: De ECA buigt naar de middellijn en is iets oppervlakkiger, terwijl de ICA zijwaarts kantelt en dieper in de nek beweegt. Wees extra voorzichtig om schade aan de hypoglossale zenuw (HN) te voorkomen die de ICA net boven de vertakking kruist.
    2. Verwijder voorzichtig het bindweefsel van alle kanten van de ECA in de buurt van de vertakking. Zodra er voldoende bindweefsel van de ECA is verwijderd, plaatst u een stuk hechtdraad op de aseptisch voorbereide huid op het borstbeen van de muis en brengt u de pincet met schuine punt onder de ECA door. Breng met de fijne pincet in de linkerhand de hechting aan op de pincet met schuine punt in de ruimte tussen de ICA en de ECA en trek voorzichtig de helft van de lengte van de hechting door (Figuur 4B). Bind de hechtdraad losjes om de ECA, maar draai de knoop niet aan.
      OPMERKING: Het is belangrijk dat er voldoende bindweefsel uit de ECA wordt verwijderd zodat u de hechting met de pincet met schuine punt kunt vastpakken zonder ook per ongeluk het bindweefsel rond de slagaders vast te pakken, waardoor schade aan de slagaders ontstaat wanneer de hechting wordt opgehaald.
  5. Voorbereiding van naald en spuit
    OPMERKING: Voor deze stap kan de injectie worden uitgevoerd met een rechte naald, waardoor de spuit tegen het lichaam van de muis kan rusten en door het lichaam ervan kan worden gestabiliseerd (Figuur 5A). Als alternatief kan de injectie worden toegediend met behulp van een naald die in de buurt van de punt is gebogen, waardoor de spuit als een potlood kan worden vastgehouden met de hand op de operatietafel (Figuur 5B). Beide technieken werken goed, en de keuze van de techniek is een persoonlijke voorkeur.
    1. Om de gebogen naald voor te bereiden, houdt u een naald van 33 G, 1/2 inch vast met de afschuining naar boven gericht en pakt u de punt vast met een steriele naaldschroevendraaier (Figuur 5C). Buig de naald ongeveer 30-40° recht in de richting van de afschuining (Figuur 5D).
    2. Vul de spuit met het juiste volume van de te injecteren oplossing (zorg ervoor dat u rekening houdt met de holte van de naald als de oplossing voor injectie niet door de naald wordt opgezogen om de spuit te vullen). Bevestig de naald en verwijder eventuele luchtbellen. Zorg ervoor dat de meniscus van de oplossing zichtbaar is aan de afschuining van de naald.
  6. Injectie binnen de halsslagader
    1. Draai de knoop van de hechtdraad rond de ECA aan. Schuif vervolgens de onderste hechting op de CCA zo ver mogelijk naar beneden in de richting van de sternocleidomastoïde spier en trek de knoop aan. Zorg ervoor dat de bovenste hechting op de CCA los blijft tot na de injectie. Plaats een steriel watje in de rand van de holte om tijdens de injectie afgescheiden vloeistof en bloed te absorberen.
    2. Houd de spuit in de rechterhand en de fijne pincet in de linkerhand en breng de naald naar de slagader direct boven de onderste hechting op de CCA. Trek met de fijne pincet voorzichtig aan het losse uiteinde van de onderste hechting in caudale richting om een laag spanningsniveau op de CCA te plaatsen (Figuur 6A).
    3. Steek de naald net voorbij de afschuining in de CCA en laat langzaam de spanning van de hechtdraad los (Figuur 6B).
      OPMERKING: De slagader heeft een aanzienlijke bloedstroom en zal waarschijnlijk in de operatieholte bloeden als de naald wordt ingebracht. Zodra de naald echter voorbij de afschuining is ingebracht, vormt de slagader een afdichting rond de naald en stopt het bloeden. Continu bloeden met de naald op zijn plaats geeft aan dat de naald niet ver genoeg in de slagader is (de opening vanaf de afschuining laat bloed stromen) of dat de naald door de achterkant van de slagader is geduwd. Het is nu belangrijk om de naald extreem stil te houden om te voorkomen dat de slagader scheurt of de naald eruit glijdt. Bewaak continu dieren met bloedingen, en als de bloeding significant is (zoals wanneer een dier kleur verliest, cyanotisch lijkt, koel aanvoelt of een ander humaan eindpunt dat wordt beschreven in het protocol voor diergebruik), is het noodzakelijk om humane eindpunten toe te passen.
    4. Gebruik de linkerhand om de zuiger van de spuit in te drukken om de oplossing zeer langzaam te injecteren (Figuur 5B, niet minder dan 15 seconden om 100 μL oplossing te injecteren). Verwijder de naald niet wanneer u klaar bent met het injecteren van de oplossing. Om terugstroming te voorkomen, pakt u met de fijne pincet in de linkerhand de bovenste hechting op de CCA (nog steeds losjes vastgebonden) bij de knoop vast en tilt u deze op om de slagader te knikken (Figuur 6C).
    5. Verwijder de naald, leg de spuit opzij en pak met de rechterhand een pincet met schuine punt op. Houd de knik in de slagader vast en draai de knoop in de bovenste hechting op de CCA vast (Figuur 6D).
      OPMERKING: Op dit moment zou er geen extra bloeding in de operatieholte moeten zijn. Na deze stap zijn er twee alternatieve procedures, zoals beschreven in de stappen 2.7 en 2.8 hieronder. Als de CCA moet worden geligeerd, volg dan stap 2.7. Als de CCA op de injectieplaats moet worden gerepareerd, volg dan de wijziging die in stap 2.8 wordt vermeld.
  7. Ligatie van CCA
    1. In gevallen waarvoor het niet nodig is dat de bloedsomloop naar de CCA wordt hersteld, laat u de slagader afgebonden en laat u beide hechtingen op de CCA aanspannen. Knip de uiteinden van de hechting af en controleer of de hechtingsknopen volledig zijn vastgedraaid.
    2. Ga verder met de sluitings- en analgesieprocedures die worden beschreven in stap 2.9.
  8. Alternatief voor ligatie van CCA - Reparatie op de injectieplaats en herstel van de bloedsomloop
    1. Gebruik steriele wattenbolletjes om eventueel achtergebleven bloed in de operatieholte te absorberen. Lokaliseer de injectieplaats op de CCA (Figuur 7A) en bepaal het aantal hechtingen dat nodig is om te sluiten. Spoel de injectieplaats en het lumen van het geïsoleerde gebied van de CCA grondig om gestold bloed te verwijderen.
    2. Gebruik de pincet met schuine punt om de 9-0 hechtnaald bij het naaldlichaam dicht bij het staafje vast te pakken. Terwijl u de fijne pincet gebruikt om de slagader vanaf de andere kant te ondersteunen, plaatst u een enkele hechting in de CCA door de arteriële wand ongeveer 1-1,5 mm lateraal van de injectieplaats binnen te dringen, loodrecht op de slagader. Houd de slagader vast met de fijne pincet, open de injectieplaats en haal de naald en hechting afzonderlijk door de rechter- en linkerkant. U kunt ook de slagader vasthouden, de zijkanten voorzichtig tegen elkaar drukken met de fijne pincet, de naald passeren en met een enkele hap door beide zijden van de slagader hechten.
      OPMERKING: Zorg er bij beide technieken voor dat de naald en hechtdraad niet door de achterwand in de slagader dringen, omdat dit het lumen afsluit wanneer het wordt aangedraaid.
    3. Sluit de injectieplaats af met een chirurgenknoop die een instrument bindt met de fijne tang en de pincet met schuine punt, met minimaal vier worpen (Figuur 7B). Gebruik in het algemeen een enkele eenvoudige onderbroken hechting om de injectieplaats van een naald van 33 G te sluiten.
    4. Om de bloedsomloop te herstellen met behulp van de fijne pincet, maakt u de hechting rond de ECA los en verwijdert u deze, gevolgd door de bovenste hechting op de CCA (Figuur 7C,D). Maak vervolgens de onderste hechting op de CCA langzaam los, maar maak deze niet onmiddellijk los. Controleer of de injectieplaats voldoende gesloten is om ernstige bloedingen te voorkomen met herstelde bloeddruk en bloedstroom (Figuur 7D).
      OPMERKING: Als er een ernstige bloeding optreedt op de injectieplaats, kan de onderste hechting op de CCA snel weer worden vastgedraaid en kan de injectieplaats indien nodig worden aangepast of opnieuw worden gehecht.
    5. Verwijder de bovenste en onderste CCA-hechtingen (Figuur 7E). Ga naar stap 2.9.
  9. Sluiting en analgesie
    1. Plaats de speekselklier terug in de holte en sluit de incisie met drie eenvoudige onderbroken hechtingen met behulp van een steriel hechtmateriaal. Verwijder de chirurgische tapes en laat de muis herstellen van de anesthesie op een verwarmingskussen.
      OPMERKING: Vervolgdoses analgeticum moeten worden gegeven volgens de frequentie en dosis die zijn gespecificeerd in het door de gebruiker goedgekeurde IACUC-protocol. Het wordt aanbevolen een genezingsduur van een week tussen injecties. Als herhaalde injecties nodig zijn, kan na de eerste injectie herstel van de injectieplaats worden toegepast en kan dezelfde chirurgische ingreep worden gevolgd voor volgende injecties. De daaropvolgende injectie kan worden toegediend in de CCA-schedel op de gerepareerde injectieplaats, omdat herhaaldelijk hechten om dezelfde injectieplaats te repareren waarschijnlijk zal leiden tot littekens en bloedstolsels.

Resultaten

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eerdere rapporten hebben aangetoond dat van beenmerg afgeleide menselijke mesenchymale stamcellen (BM-hMSC's) afgeleverd door injectie met intracarotis met succes intracraniële gliomen bij muizen hebben aangepakt19. We hebben dit model gebruikt om de effecten van CCA-ligatie versus CCA-herstel te vergelijken met herstelde circulatie na intrahalsslagaderinjectie van BM-hMSC's bij glioomdragende muizen. Athymische naaktmuizen werden geïmplanteerd met U87-glioomcellen, gevolgd door injectie van GFP-gelabelde BM-hMSC's met daaropvolgende CCA-ligatie of CCA-reparatie met herstelde bloedsomloop. Na 3 dagen werden muizen geofferd en werden hersenen geoogst, gefixeerd en werd immunohistochemie uitgevoerd om GFP te detecteren, en GFP-positieve cellen werden geteld (Figuur 8A-D).

De algehele homing van GFP-BM-hMSC's naar intracraniële gliomen werd geëvalueerd aan de hand van het totale aantal GFP-positieve cellen binnen de tumorgrens op twee verschillende objectglaasjes (secties >75 μm uit elkaar) van hetzelfde monster. Vergelijking van de gemiddelden door middel van een ongepaarde t-test suggereerde dat er geen significant verschil was tussen de gemiddelde homing waargenomen tussen de twee procedures (P = 0,6858) (Figuur 8E). De verspreiding van GFP-BM-hMSC's door de tumor werd geëvalueerd door GFP-positieve cellen te tellen over 10 krachtige velden in de tumor. Verhoogde celaantallen in velden met een hoog vermogen kunnen wijzen op veranderingen in de verspreiding van cellen door de tumor als gevolg van de variatie in de procedure. Vergelijking van mediane waarden met behulp van de Wilcoxon Signed Rank-test gaf aan dat er geen significant verschil was tussen het mediane aantal GFP-positieve cellen in velden met een hoog vermogen tussen CCA-ligatie- en CCA-reparatiegroepen (Figuur 8F).

figure-results-1
Figuur 1: Voorbereiding van de operatietafel en de muis voor de operatie. (A,B) Chirurgisch bed (labels A. Vinyltape die het bed vormt, B. Chirurgische tape voorpootbeperkingen, C. Kussen, D. Gewicht, E. Anesthesieneuskegel, F. Stompe haakoprolger, G. 1 cm hechtingen in 70% ethanol, H. Fijne pincet, I. Pincet met schuine punt, J. Smalle schaar, K. Steriele wattenbollen). (C,D) Positionering van de muis. (E,F) Operatieplaats en desinfectie van de operatieplaats. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-2
Figuur 2: Incisie en blootstelling van structuren op de injectieplaats. (A) Incisie in de middellijn. (B,C) Terugtrekking van de rechter speekselklier. (D) Gespierde driehoek gevormd door de luchtpijp/sternohyoïde spier, sternocleidomastoïde spier en de digastrische spier, omohyoïde spier is ook zichtbaar. (E) Gemeenschappelijke halsslagader, aangegeven met de pijl. (F) Nervus vagus en gemeenschappelijke halsslagader, aangegeven door de pijlen. Afkortingen: sh = luchtpijp/sternohyoid spier; sm = sternocleidomastoïde spier; dg = digastrische spier; oh = omohyoid spier; CCA = Gemeenschappelijke halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-3
Figuur 3: Voorbereiding van de CCA voor injectie. (A) De pincet met schuine punt wordt onder de CCA doorgehaald. (B) De hechting werd met een pincet onder de CCA half onder de CCA getrokken. (C) De tweede hechting werd half onder de CCA getrokken. (D) Gehecht, vastgebonden in losse weet rond de CCA. Afkorting: CCA = Gemeenschappelijke halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-4
Figuur 4: Isolatie en voorbereiding van de uitwendige halsslagader. (A) CCA, uitwendige halsslagader en inwendige halsslagader. (B) Hechting halverwege onder de ECA getrokken. Afkortingen: CCA Gemeenschappelijke halsslagader; ECA = uitwendige halsslagader; ICA = interne halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-5
Figuur 5: Voorbereiding van naald en spuit. (A) Injectie met een rechte naald met een spuit die tegen het lichaam van de muis rust. (B) Injectie met een gebogen naald, met een hand rustend op de operatietafel. (C,D) Een gebogen naald voorbereiden. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-6
Figuur 6: Intracarotisinjectie. (A) De bovenste hechting is los, de onderste hechting is vastgedraaid op de CCA, de naald wordt boven de onderste hechting geplaatst. (B) De naald wordt net voorbij de afschuining ingebracht, de slagader is rond de naald afgesloten. (C) De bovenste hechting wordt opgetild om de slagader naar boven te knikken en terugstroming te voorkomen. (D) De bovenste hechting op de CCA wordt strakker aangedraaid. Afkorting: CCA = Gemeenschappelijke halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-7
Figuur 7: Reparatie en herstel van de bloedsomloop. (A) De injectieplaats aangegeven met een pijl. (B) De injectieplaats wordt afgesloten met een chirurgijnsknoop, minimaal vier worpen. (C,D) Losmaken van de bovenste en onderste hechtingen op de CCA na reparatie op de injectieplaats; Er wordt geen bloeding gezien na het losmaken van de hechting. (E) Hechtingen worden verwijderd nadat is vastgesteld dat de injectieplaats voldoende is gerepareerd. Afkorting: CCA = Gemeenschappelijke halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-results-8
Figuur 8: Intrahalsslagaderinjectie van GFP-BM-hMSC's en vergelijking van homing met intracraniële glioomtumoren na CCA-ligatie of CCA-herstel met herstelde bloedsomloop. Hersenweefselsecties van tumordragende muizen werden gekleurd met anti-GFP primaire en Alexa Fluor 488 secundaire antilichamen om GFP-BM-hMSC's te labelen (groen). Kernen werden gekleurd met Hoechst 33342 (blauw). Representatieve velden met een laag vermogen van gelabelde secties die een algehele homing naar de tumor laten zien en velden met een hoog vermogen die GFP-positieve celverdeling laten zien na (A,C) CCA-reparatie of (B,D) CCA-ligatie. (E) De algehele homing van GFP-BM-hMSC's naar tumoren werd geëvalueerd aan de hand van het totale aantal GFP-positieve cellen binnen de tumorgrens op twee verschillende objectglaasjes en de middelen werden vergeleken met de t-test. Er werd geen significant verschil waargenomen in de algehele homing tussen de alternatieve procedures (P = 0,6858). (F) Verspreiding van GFP-BM-hMSC's door de tumor werd geëvalueerd door GFP-positieve cellen te tellen over 10 krachtige velden in de tumor. Vergelijking van mediane waarden door de Wilcoxon Signed Rank-test geeft geen significant verschil aan tussen individuen, ongeacht de procedure (P = 0,1914, 0,5000, 0,1641, 0,9512, 0,8828, 0,2207). Afkortingen: GFP = groen fluorescerend eiwit; GFP-BM-hMSC's = GFP-gelabelde, van beenmerg afgeleide menselijke mesenchymale stamcellen; CCA = Gemeenschappelijke halsslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Injecties in de halsslagader worden de laatste jaren steeds vaker gebruikt om therapieën toe te dienen aan hersentumoren. Daarom is het belangrijk om voor onderzoeksdoeleinden muismodellen op te stellen die injecties in de halsslagader van de halsslagader bij mensen weerspiegelen. Voorheen werden injecties in de halsslagader bij muizen uitgevoerd met daaropvolgende ligatie van de slagader, waardoor het aantal injecties in de slagader wordt beperkttot 11,12. Bovendien kan occlusie van de halsslagader bij muizen leiden tot cerebrale ischemie bij bepaalde muizenstammen die geen volledige Circle of Willis13 hebben. We hebben een methode ontwikkeld om de geïnjecteerde halsslagader te repareren om de beperkingen van eerdere methoden te overwinnen. Reparatie van de injectieplaats resulteert in het herstellen van de bloedtoevoer naar de geïnjecteerde slagader, waardoor de kans op cerebrale ischemie wordt verkleind en daaropvolgende injecties in dezelfde interne halsslagader worden vergemakkelijkt.

Verschillende stappen, die cruciaal zijn voor succes, vereisen een zorgvuldige behandeling van chirurgische instrumenten of weefsel, waaronder: het correct inbrengen van de naald in het lumen van de slagader om bloedingen tijdens intracarotisinjectie te voorkomen; zorgvuldige dissectie van het bindweefsel van de injectieplaats voorafgaand aan het inbrengen van de naald; verwijdering van alle klonten en luchtbellen in de spuit en naald voorafgaand aan de injectie; en correcte afsluiting van de injectieplaats om sluiting van het lumen van de slagader tijdens de reparatie te voorkomen. Om bloedingen te voorkomen nadat de naald is ingebracht, moet u ervoor zorgen dat de naald voorbij de afschuining in de slagader wordt gestoken om een afdichting rond de naaldschacht te vormen. Om een scheur in de achterwand van de slagader te voorkomen, steekt u de naald in een ondiepe hoek in en wiegt u de spuit en naald subtiel naar achteren om de punt van de naald vrij te houden van de arteriële achterwand. Als de geïnjecteerde oplossing tijdens de injectie weglekt, betekent dit dat de naald alleen in het bindweefsel rond de slagader is ingebracht; Zorgvuldige ontleding van het overtollige bindweefsel van de injectieplaats voorafgaand aan de injectie zal dit probleem voorkomen.

Wat betreft de keuze van de hechtdraad en de sluitingstechniek, als bij de eerste injectie een naald van 33 G werd gebruikt en een schone inbreng in de slagader werd gemaakt, is één eenvoudige hechting met 9-0 hechting voldoende om de slagader te herstellen. Als een grotere naald wordt gebruikt voor injectie (30 G enz.) of als er scheuren optreden bij het inbrengen van de naald (bijvoorbeeld wanneer de naald niet in het midden staat of de slagader beweegt omdat de muis ademt), resulteert dit in een iets groter gat dat moet worden gerepareerd. Twee eenvoudige hechtingen of een achtje zijn meestal voldoende om dit soort grotere gaten te repareren. De keuze tussen deze twee technieken is gebaseerd op de voorkeur van de chirurg in deze situatie. Het is belangrijk op te merken dat de reparatietechniek niet is geëvalueerd in situaties waarin het gat op de injectieplaats aanzienlijk groter is dan in de hierboven genoemde situatie. Als de scheur op de injectieplaats zich lateraal uitstrekt (waardoor een breder gat ontstaat, groter dan een derde van de omtrek van de slagader), kan reparatie met deze methode leiden tot samentrekking van de slagader en een verhoogd risico op trombose.

Als er een bloeding optreedt op de gerepareerde injectieplaats wanneer de hechtingen worden verwijderd, kan dit te wijten zijn aan het uitrekken van de gerepareerde plaats wanneer de normale bloedsomloop wordt hervat; Dit kan worden verholpen door de gerepareerde injectieplaats voorzichtig af te dekken met steriel katoen en gedurende 30 s lichte druk uit te oefenen. Als alternatief, als er een bloeding is uit de gerepareerde injectieplaats zonder zichtbare bloedstroom en een proximale opgezwollen slagader, geeft dit aan dat de hechtnaald tijdens de reparatie door de achterwand van de slagader is gegaan. Open in dit geval voorzichtig de randen van de injectieplaats tijdens de reparatie, steek de hechtnaald onder een ondiepe hoek door de slagader en bevestig visueel dat de hechting niet door de achterwand is gegaan voordat u de hechtdraad legt.

Met deze maatregelen is de methode voor het herstellen van de injectieplaats nauwkeurig en herhaalbaar voor alle cohorten dieren, ongeacht genetische achtergrond of leeftijd. In onze ervaring was het slagingspercentage 100% met drie verschillende chirurgen die de procedure uitvoerden. Met voldoende ervaring en het zorgvuldig volgen van het verstrekte protocol, voorzien we geen problemen voor andere chirurgen om deze procedure uit te voeren. Met oefening kan een bekwame chirurg de procedure in 15-20 minuten voltooien. Als het experiment dit toelaat, kan de tijd per dier ook worden verkort door de bovenste en onderste CCA-hechtingen intact te laten en af te zien van reparatie van de injectieplaats. Zoals hierboven vermeld, zijn er echter stamspecifieke verschillen in de cerebrale vasculaire anatomie gedocumenteerd en het is belangrijk om te controleren of de stam van de muis die in de procedure wordt gebruikt, dit kan verdragen voordat het experiment wordt gestart.

Aangezien dit een chirurgische ingreep is, moet rekening worden gehouden met het herstel van de muizen. Stresstolerantie en wondherstel zijn belangrijke overwegingen die variëren bij verschillende muizenstammen. Bovendien kunnen ontsteking op de plaats van de operatie en vorming van littekenweefsel de hersteltijd na herhaalde operaties verlengen. We hebben met succes meerdere injecties uitgevoerd met een tussenpoos van 7 dagen, maar als frequentere injecties nodig zijn, moeten deze zorgvuldig worden geëvalueerd in de specifieke muizenstammen die moeten worden gebruikt. Krachtige hantering en belasting van de CCA (tijdens isolatie, vastbinden en verwijderen van hechtingen en injectie) kunnen de arteriële wanden beschadigen en verzwakken, wat leidt tot scheuren bij herhaalde injecties. Het is belangrijk om de dissectie van ondersteunend bindweefsel rond de CCA en bifurcatie tot een minimum te beperken en geen overmatige spanning op de slagader uit te oefenen.

Onze resultaten suggereren dat in dit specifieke model CCA-ligatie of CCA-reparatie met herstelde circulatie na injectie niet verschillen in de algehele homing-frequentie of verdeling van geïnjecteerde BM-hMSC's over intracraniële tumoren. Hoewel dit kan variëren in verschillende muizenstammen, biedt het gebruik van reparatie op de injectieplaats het voordeel dat de bloedstroom naar de geïnjecteerde slagader wordt hervat, waardoor volgende injecties in dezelfde slagader mogelijk zijn, en, belangrijker nog, vergelijkbaar zijn met injecties in de halsslagader bij menselijke patiënten. De keuze tussen afbinden of repareren van de geïnjecteerde slagader is gebaseerd op het type experiment en het gebruikte muismodel. Als een tweede injectie nodig is, of als het muismodel geen volledige Circle of Willis heeft, moet reparatie op de injectieplaats worden toegepast. De mogelijkheid om de CCA opnieuw te injecteren in muismodellen kan aanvullende experimentele manipulatie vergemakkelijken. Om bijvoorbeeld meerdere doses van een potentieel therapeutisch middel te testen dat in de loop van de tijd wordt gegeven, is herstel van de geïnjecteerde slagader essentieel om volgende injecties uit te voeren. Deze methode zou ook nuttig zijn bij experimenten met de injectie van combinaties van therapeutische middelen die op verschillende tijdstippen moeten worden geïnjecteerd. De verhoogde flexibiliteit in intracarotisinjecties die wordt geboden door reparatie van de geïnjecteerde slagader, verbetert de translationele bruikbaarheid van hersentumormodellen van muizen.

Openbaarmakingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

De auteurs hebben geen relevante openbaarmakingen/belangenconflicten.

Dankbetuigingen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deze studie werd ondersteund door subsidies van het National Cancer Institute (R01CA115729, R01CA214749 en 1P50 CA127001) en door de genereuze filantropische bijdragen aan het MD Anderson Cancer Center Moon Shots Program™ van de Universiteit van Texas, The Broach Foundation for Brain Cancer Research, The Elias Family Fund for Brain Tumor Research, The Priscilla Hiley Cancer Research Fund, The Bauman Family Curefest Brain Cancer Research Fund, Chuanwei Lu Fonds, Het Sweet Family Brain Cancer Research Fund, The Ira Schneider Memorial Cancer Research Foundation, The Jim & Pam Harris Fund, The Gene Pennebaker Fund for Brain Cancer Research, The Sorenson Fund for Brain Tumor Research, The Brian McCulloch Memorial Fund, de TLC Foundation from the Heart en het Mary Harris Pappas Endowed Fund for Glioblastoma Research, allemaal naar F.F.L.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
1 mL spuiten (lage dode ruimte)Air-tite Products Co.A1
26 G; 1/2" naaldAir-tite Products Co.N2612
33 G; 1/2" naaldJBP, Air-tite Products Co.JBP3313B
3 cm Petri-schaalFalcon, Fisher Scientific08-772A
3M durapore chirurgische tapeFisher Scientific19-071-152
6-0 hechtdraadFine Science Tools18020-60
70% EthanolFisher Scientific04-355-122
9-0 microchirurgische hechting met naaldFine Science Tools12052-09
Analgeticum voor grote operaties
Kunstmatige tranen/oftalmische zalfCovetrus8897
Parel-sterielisatieFisher Scientific14-955-341
Betadine/ChlorhexidineMcKesson, Fisher ScientificNC1696484
Blunt haak retractorFine Science Tools17022-13
DissectiemicroscoopZeiss Microscopy, LLC491903-0010-000
Elektrisch verwarmingskussenInsource, Fisher ScientificNC0667724
Extra smalle schaarFine Science Tools14088-10
Fijne pincet - Dumont #5 pincet met micro-afgeronde uiteindenFine Science Tools11253-20
Fijne pincet - Dumont #5/45 hoekige puntpincet met micro-afgeronde uiteindenFine Science Tools11253-25
Isofluraannevelmachine (of Ketamine/Xylacine cocktail)Kent ScientificVetFlo-1231
LichtbronLaxco, Fisher ScientificAMPSILED21
Muisanesthesie neuskokerBraintree Scientific, IncXENO- M
NaaldvoerderFine Science Tools12002-12
Steriele wattenstaafjesTexwipe, Fisher Scientific18-366-472
Steriele gaasjesCovidien, Fisher Scientific22-037-907
Steriele zoutoplossing (0,9%)KD Medical, Fisher Scientific50-103-1363
Steriele chirurgische doekenFisher Scientific50-129-6666
Steriele chirurgische/downdraft tafel
Steriele hechtpakket (elke geschikte diameter voor muiswondsluiting)Ethicon, Fisher Scientific50-209-2811
Chirurgische instrumenten
Vinyl lab tapeFisher Scientific15-901

Referenties

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Loya, J., Zhang, C., Cox, E., Achrol, A. S., Kesari, S. Biological intratumoral therapy for the high-grade glioma part i: Intratumoral delivery and immunotoxins. CNS Oncol. 8 (3), (2019).
  2. Garfield, J., Dayan, A. D. Postoperative intracavitary chemotherapy of malignant gliomas. A preliminary study using methotrexate. J Neurosurg. 39 (3), 315-322 (1973).
  3. Kroin, J. S., Penn, R. D. Intracerebral chemotherapy: Chronic microinfusion of cisplatin. Neurosurgery. 10 (3), 349-354 (1982).
  4. Sendelbeck, S. L., Urquhart, J. Spatial distribution of dopamine, methotrexate and antipyrine during continuous intracerebral microperfusion. Brain Res. 328 (2), 251-258 (1985).
  5. Alter, R. A., et al. Long-term benefit of intra-arterial bevacizumab for recurrent glioblastoma. J Exp Ther Oncol. 12 (1), 67-71 (2017).
  6. Angelov, L., et al. Blood-brain barrier disruption and intra-arterial methotrexate-based therapy for newly diagnosed primary cns lymphoma: A multi-institutional experience. J Clin Oncol. 27 (21), 3503-3509 (2009).
  7. Chen, S. R., Chen, M. M., Ene, C., Lang, F. F., Kan, P. Perfusion-guided endovascular super-selective intra-arterial infusion for treatment of malignant brain tumors. J Neurointerv Surg. 14 (6), 533-538 (2022).
  8. Faltings, L., et al. Rechallenging recurrent glioblastoma with intra-arterial bevacizumab with blood brain-barrier disruption results in radiographic response. World Neurosurg. 131, 234-241 (2019).
  9. Srinivasan, V. M., et al. Advances in endovascular neuro-oncology: Endovascular selective intra-arterial (esia) infusion of targeted biologic therapy for brain tumors. J Neurointerv Surg. 12 (2), 197-203 (2020).
  10. Shinojima, N., et al. Tgf-β mediates homing of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells to glioma stem cells. Cancer Res. 73 (7), 2333-2344 (2013).
  11. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  12. Zhang, C., Lowery, F. J., Yu, D. Intracarotid cancer cell injection to produce mouse models of brain metastasis. Journal of visualized experiments : JoVE. (120), e55085(2017).
  13. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  14. Benbenishty, A., et al. Maintaining unperturbed cerebral blood flow is key in the study of brain metastasis and its interactions with stress and inflammatory responses. Brain, behavior, and immunity. 62, 265-276 (2017).
  15. Doucette, T., et al. Mesenchymal stem cells display tumor-specific tropism in an rcas/ntv-a glioma model. Neoplasia. 13 (8), 716-725 (2011).
  16. Hata, N., et al. Platelet-derived growth factor bb mediates the tropism of human mesenchymal stem cells for malignant gliomas. Neurosurgery. 66 (1), 144-156 (2010).
  17. Nakamizo, A., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in the treatment of gliomas. Cancer Res. 65 (8), 3307-3318 (2005).
  18. Qiao, Y., et al. Magnetic resonance and photoacoustic imaging of brain tumor mediated by mesenchymal stem cell labeled with multifunctional nanoparticle introduced via carotid artery injection. Nanotechnology. 29 (16), 165101(2018).
  19. Yong, R. L., et al. Human bone marrow-derived mesenchymal stem cells for intravascular delivery of oncolytic adenovirus delta24-rgd to human gliomas. Cancer Res. 69 (23), 8932-8940 (2009).

Herprints en machtigingen

Toestemming aanvragen om de tekst of afbeeldingen van dit JoVE-artikel te hergebruiken

Toestemming aanvragen

Trefwoorden

Intracarotische injectiearteria carotisintra arteri le toedieningtherapie voor hersentumorenmesenchymale stamcellenoncolytische virussencerebrale ischemieendovasculaire toediening

Gerelateerde artikelen