Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Een dorsaal huidplooi raamkamer tumor muismodel voor gecombineerde intravitale microscopie en magnetische resonantie beeldvorming in translationeel kankeronderzoek

2.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66383

⸱

12 april 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Biophysics, University of Toronto, 2Radiation Medicine Program, Princess Margaret Cancer Centre, 3Department of Radiation Oncology, University of Toronto, 4Advanced Electronic and Photonics Research Center, National Research Council of Canada

* These authors contributed equally

In dit artikel

Samenvatting

De vertaling van de bevindingen van intravitale microscopie wordt uitgedaagd door de geringe dieptepenetratie in het weefsel. Hier beschrijven we een muismodel met dorsale vensterkamer dat co-registratie van intravitale microscopie en klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten (bijv. CT, MRI) mogelijk maakt voor directe ruimtelijke correlatie, waardoor de klinische vertaling van intravitale microscopiebevindingen mogelijk wordt gestroomlijnd.

Samenvatting

Preklinische intravitale beeldvorming zoals microscopie en optische coherentietomografie hebben bewezen waardevolle hulpmiddelen te zijn in kankeronderzoek voor het visualiseren van de micro-omgeving van de tumor en de reactie op therapie. Deze beeldvormingsmodaliteiten hebben een resolutie op micronschaal, maar worden beperkt gebruikt in de kliniek vanwege hun geringe penetratiediepte in weefsel. Meer klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten zoals CT, MRI en PET hebben een veel grotere penetratiediepte, maar hebben een relatief lagere ruimtelijke resolutie (mm-schaal).

Om preklinische intravitale beeldvormingsbevindingen naar de kliniek te vertalen, moeten nieuwe methoden worden ontwikkeld om deze micro-naar-macro-resolutiekloof te overbruggen. Hier beschrijven we een dorsaal huidplooi vensterkamer tumor muismodel dat is ontworpen om preklinische intravitale en klinisch toepasbare (CT en MR) beeldvorming bij hetzelfde dier mogelijk te maken, en het beeldanalyseplatform dat deze twee ongelijksoortige visualisatiemethoden met elkaar verbindt. Belangrijk is dat de beschreven raamkamerbenadering het mogelijk maakt om de verschillende beeldvormingsmodaliteiten samen in 3D te registreren met behulp van fiduciale markers op de raamkamer voor directe ruimtelijke concordantie. Dit model kan worden gebruikt voor validatie van bestaande klinische beeldvormingsmethoden, maar ook voor de ontwikkeling van nieuwe door directe correlatie met "ground truth" intravitale bevindingen met hoge resolutie.

Ten slotte kan de tumorrespons op verschillende behandelingen - chemotherapie, radiotherapie, fotodynamische therapie - met deze methodologie longitudinaal worden gevolgd met behulp van preklinische en klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten. Het hier beschreven dorsale huidplooivensterkamertumormuismodel en beeldvormingsplatforms kunnen dus worden gebruikt in een verscheidenheid aan kankeronderzoeken, bijvoorbeeld bij het vertalen van preklinische intravitale microscopiebevindingen naar meer klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten zoals CT of MRI.

Inleiding

Tumormicrovasculatuur is een belangrijk onderdeel van de micro-omgeving van de tumor die een doelwit voor therapie kan zijn en een bepalende factor voor de respons op de behandeling. In de preklinische setting wordt het microvasculatuur meestal bestudeerd met behulp van intravitale microscopie in orthotope of heterotope vensterkamerdiermodellen 1,2. Dit heeft verschillende voordelen ten opzichte van histologische studies, aangezien de beeldvorming wordt gedaan in levende weefsels en de tumor gedurende enkele weken of zelfs maanden in de lengterichting kan worden gevolgd 2,3. Deze studies kunnen gebruik maken van de beeldvormingsmogelijkheden met hoge resolutie van intravitale microscopie om de afgifte van therapieën aan de tumorte bestuderen 4,5, de oorzaken van behandelingsresistentie6 en de respons van de microvaten op therapieën zoals antiangiogene behandeling 7,8 en radiotherapie 2,9.

Intravitale microscopie speelt duidelijk een belangrijke rol in preklinisch kankeronderzoek; Maar hoe kunnen micro-omgevingskenmerken van tumoren in de kliniek worden gemeten? Microvasculaire informatie zou in de kliniek nuttig zijn voor het meten van de bloedtoevoer en tumorcelhypoxie, wat belangrijk is voor het bepalen van de behandelingsresistentie bij radiotherapie10, evenals het vermogen van de microvasculatuur om chemotherapeutische middelen af te geven aan de omliggende tumorcellen11. Bij radiotherapie kan ruimtelijke informatie over de structuur en functie van de microvasculatuur van de tumor bijvoorbeeld helpen het behandelplan van een patiënt te personaliseren door het fractioneringsschema aan te passen of door de dosis bij voorkeur te verhogen naar avasculaire en waarschijnlijke hypoxische regio's12.

Intravitale microscopie kan deze belangrijke microvasculaire kenmerken meten, aangezien het een zeer hoge resolutie heeft (schaal van μm); De dieptepenetratie in het weefsel is echter beperkt tot enkele honderden microns of enkele millimeters, wat de klinische implementatie hoogstens een uitdaging maakt. Er zijn inderdaad enkele nieuwe toepassingen van intravitale microscopie in de kliniek13; Deze zijn echter nog steeds beperkt tot onderzoeken van weefsel in de buurt van het oppervlak, zoals de huid14 of slijmvlies-/endotheelbekledingen van verschillende lichaamsholten via flexibele katheters/endoscopen15,16.

Vaker wordt het microvasculatuur bestudeerd met behulp van beeldvormingsmodaliteiten zoals CT17 of MRI18. Deze klinische beeldvormingsmodaliteiten kunnen tot elke diepte in het lichaam beeld brengen, maar ze hebben een veel lagere ruimtelijke resolutie (mm-schaal). Er is dus behoefte aan het overbruggen van deze resolutiekloof tussen preklinische intravitale microscopie en klinische beeldvormingsmodaliteiten om gedetailleerde microvasculaire informatie met hoge resolutie in de kliniek te brengen19. Er zijn verschillende functionele beeldvormingsmethoden ontwikkeld om de microvasculaire beeldvormingsmogelijkheden van klinische beeldvormingsmodaliteiten zoals dynamische contrastversterkte (DCE) MRI en CT20 en Intravoxel incoherente beweging (IVIM) MRI21 te verbeteren. Dit zijn echter modelgebaseerde methoden die indirecte metingen van de microvasculatuur bieden en dus moeten worden gevalideerd met de juiste "ground truth"-metingen van de microvasculatuur19,22.

We hebben een dorsaal huidplooivensterkamer (DSFC) tumormuismodel ontwikkeld om deze kloof tussen preklinische intravitale microscopie en klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten zoals CT en MRI te overbruggen. De DSFC biedt directe toegang tot de tumor voor intravitale microscopiebeeldvorming met hoge resolutie door een glazen venster, maar ook voor klinisch toepasbare beeldvorming zoals MRI omdat deze is gemaakt van MR-compatibele materialen (plastic en glas). Bovendien voert een meegeleverde MATLAB-code multimodale 3D-coregistratie uit voor directe ruimtelijke correlaties tussen preklinische intravitale microscopie en klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten. Hier zullen we het ontwerp en de operatie beschrijven om de DSFC te installeren, evenals de procedure om intravitale microscopie en klinisch toepasbare beeldvormingsmodaliteiten samen te registreren.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle dierprocedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren, die is opgesteld door de Canadian Council on Animal Care. Experimenten werden uitgevoerd volgens een protocol dat is goedgekeurd door het University Health Network Institutional Animal Care and Use Committee in Toronto, Canada.

1. Markering van tumorinenting

OPMERKING: "Landmarking" verwijst naar het proces van het markeren van de huid van de muis om aan te geven waar de tumorcellen moeten worden geïnjecteerd om de plaatsing van DSFC te optimaliseren. Deze markeringsprocedure moet op dezelfde dag of 1 dag voor de inoculatie worden uitgevoerd. De immuungecompromitteerde NOD. Voor dit werk werd Cg-Rag1tm1Mom Il2rgtm1Wjl/SzJ (NRG) vrouwelijke muis gebruikt.

  1. Verdoof de muis met 5% isofluraan voor inductie en 2% isofluraan voor onderhoud (zuurstofdebiet ingesteld op 0,5 l/min). Houd de lichaamstemperatuur op peil door de muis op een verwarmingskussen te plaatsen dat is gewikkeld in een geautoclaveerde operatiemat.
  2. Bereid de muis voor op inoculatie tegen tumorcellen door te scheren, gevolgd door het aanbrengen van medische ontharingscrème. Verwijder de ontharingscrème na 30-60 s grondig met behulp van een natte, gesteriliseerde papieren handdoek. Breng veterinair oogsmeermiddel aan om uitdroging te voorkomen.
  3. Desinfecteer de huid met een alcoholdoekje.
  4. Strek het lichaam van de muis voorzichtig en til de huid langs de ruggengraat van de muis op. Teken met een chirurgische stift een enkel punt aan één kant van de muis in het midden van de tenthuid. Het punt moet zich ongeveer in het midden van de thoracale wervelkolom van de muis bevinden.
    OPMERKING: Dit is de gewenste locatie van de tumor.

2. Tumor inenting

OPMERKING: In deze studie gebruiken we een menselijke alvleesklierkankercellijn (BxPC3). Andere cellijnen kunnen ook worden gebruikt; Specifieke stappen in de celkweek kunnen echter variëren tussen verschillende cellijnen. Raadpleeg de instructies die bij de cellen zijn gevoegd voor wijzigingen in de onderstaande procedure.

  1. Kweek de cellen vanaf 2 weken vóór de inoculatie met behulp van volledige groeimedia (Roswell Park Memorial Institute 1640 medium met 10% foetaal runderserum en 1% penicilline/streptomycine) in een kolf van 75 ml bij 37 °C en 5% CO2. Zorg ervoor dat de cellen in de exponentiële groeifase worden gehouden.
    OPMERKING: Het passagenummer moet worden beperkt tot 10-15x en de kolf van 75 ml moet ongeveer 6 miljoen cellen (~70% samenvloeiing) bevatten op het moment van inoculatie.
  2. Zuig de media op en was de cellen met 5 ml fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) zonder calcium of magnesium.
  3. Voeg 5 ml celdissociatiemiddel toe en incubeer bij 37 °C en 5% CO2 gedurende 6-7 minuten. Controleer met een microscoop of de cellen zijn losgekomen en voeg 5 ml volledig groeimedium toe.
    OPMERKING: Zachtjes tikken op de zijkant van de kolf kan helpen bij het losmaken van de cellen.
  4. Breng de suspensie over in een centrifugebuis van 15 ml en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 500 × g om de cellen te pelleteren. Zuig het medium op en resuspendeer de cellen in 5 ml volledig groeimedium.
  5. Bepaal de celconcentratie en het totale celgetal met behulp van een hemocytometer.
  6. Centrifugeer bij 500 × g gedurende 5 minuten om de cellen te pelleteren en de media op te zuigen.
  7. Voeg op basis van het totale celgetal uit stap 2.5 de juiste hoeveelheid volledig groeimedium toe om een concentratie te bereiken van figure-protocol-1 waarbij n het totale aantal muizen is dat moet worden geïnoculeerd. Resuspendeer de cellen.
    OPMERKING: Het streefaantal cellen dat per muis moet worden geïnoculeerd is 250.000.
  8. Breng 1,5 ml met 250.000 cellen × n over in een microcentrifugebuisje van 1,5 ml. Centrifugeer de microcentrifugebuis van 1,5 ml bij 500 × g gedurende 5 minuten en zuig het medium op.
    OPMERKING: Een eventueel teveel aan celsuspensie kan worden bewaard in een warmwaterbad dat is opgewarmd tot 37 °C om indien nodig te worden gebruikt voor aanvullende inoculaties.
  9. Resuspendeer de cellen in 10 μL × n PBS. Leg de cellen op ijs om de suspensie af te koelen.
    OPMERKING: Nadat de cellen op ijs zijn gekoeld, moeten ze binnen 20 minuten in de muis worden geïnjecteerd.
  10. Voeg 10 μL × n opgelost basaalmembraan toe met behulp van gekoelde pipetpunten. Laad gekoelde 29-gauge insulinenaalden met 20 μL elk van de celsuspensies. Bewaar de spuiten op het ijs.
  11. Verdoof de muis met 5% isofluraan voor inductie en 2% isofluraan voor onderhoud (zuurstofdebiet ingesteld op 0,5 l/min).
  12. Plaats de muis op een verwarmingskussen gewikkeld in een gesteriliseerde operatiemat.
  13. Desinfecteer de huid op de injectieplaats met een alcoholdoekje.
  14. Steek de naald ~1 cm voor het gemarkeerde punt in en beweeg de naald onder de huid totdat deze bij het oriëntatiepunt is. Plaats de schuine kant van de naald naar boven en injecteer de 20 μL celsuspensie.
  15. Wacht 45 s om het opgeloste basaalmembraan te laten stollen voordat u de spuit verwijdert.
  16. Haal de muis uit de narcose, wacht tot de muis ambulant wordt en breng hem terug naar zijn kooi met de andere muizen.
  17. Controleer de tumor dagelijks door palpatie en laat de tumor 4 weken groeien of totdat de tumor een diameter van 4-8 mm heeft. Euthanaseer de muis als aan een van de volgende voorwaarden is voldaan: tumorgrootte groter dan 1,5 cm, zwerende tumor of tekenen van systemische ziekte (lethargisch, gewichtsverlies van meer dan 20% van het normale lichaamsgewicht, verminderd lopen, onvermogen om de lichaamstemperatuur te reguleren, anorexia, gebogen houding, zichtbare tekenen van pijn (gezichtsuitdrukkingen, enz.) of uitdroging).

3. Operatie van de vensterkamer

OPMERKING: De DSFC bestaat uit vier 3D-geprinte onderdelen zoals weergegeven in afbeelding 1. Schema's van elk deel zijn opgenomen in aanvullend bestand 1. Alle onderdelen zijn geprint met een biocompatibele doorzichtige kunststofhars. De hoofdraamkamer bestaat uit drie delen (Figuur 1A-C) met een extra fiduciale markeringsring (Figuur 1D) die kan worden aangebracht tijdens MRI- of CT-beeldvorming.

figure-protocol-2
Figuur 1: Schema van de dorsale huidplooivensterkamer. De hoofdraamkamer bestaat uit drie delen. Eerst (A) wordt het voorste frame onder de huid van de muis gehecht en bevat het een glazen dekglaasje dat is bevestigd met UV-uitgeharde lijm. (B) Het achterste frame wordt aan de buitenkant van de huid aan het voorste frame gehecht. (C) De steunclip wordt aan de onderkant van het achterframe bevestigd en houdt de DSFC rechtop op de muisbehuizing. (D) De fiducial marker ring bevat zeven 'putjes' waar fiducial markers kunnen worden ingebracht. De fiduciale markeringsring kan met behulp van de drie steunpalen aan het voorframe van de DSFC worden bevestigd. (E) De volledige DSFC-assemblage met een fiduciale markeringsring wordt weergegeven. Schaal balken = 1 cm (A-D, linksonder; E). Afkorting: DSFC = dorsale huidplooi raamkamer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

  1. Dien 1-3 uur voor de operatie 1-3 uur voor de operatie 1 mg/kg 0,6 mg/ml buprenorfine met verlengde afgifte subcutaan toe. Zorg ervoor dat de muis voldoende lichaamsgrootte en gewicht heeft om de DSFC te verdragen zonder thoracale vernauwing.
  2. Steriliseer de onderdelen van de hoofdvensterkamer (Figuur 1A-C) gedurende 12 minuten in een vloeibaar ontsmettingsmiddel op hoog niveau, gevolgd door weken in isopropylalcohol gedurende ten minste 5 minuten.
  3. Verdoof de muis met 5% isofluraan voor inductie en 2% isofluraan voor onderhoud (zuurstofdebiet ingesteld op 0,5 l/min).
  4. Leg de muis op een steriele operatiemat met een verwarmingskussen eronder.
  5. Scheer de muis en breng medische ontharingscrème aan als er haar aanwezig is. Verwijder na 30-60 s de ontharingscrème met steriele natte papieren handdoeken.
  6. Breng veterinair oogsmeermiddel aan om uitdroging te voorkomen. Elke 30 minuten opnieuw aanbrengen of indien nodig tijdens de operatie.
  7. Desinfecteer de huid door 7,5% povidon-jodium scrub aan te brengen en weg te spoelen met 70% isopropylalcohol. Laat de huid aan de lucht drogen.
  8. Breng 10% povidonjodiumoplossing aan op de huid en laat deze aan de lucht drogen (Figuur 2A).
  9. Vervang de operatiemat door een nieuwe gesteriliseerde mat.
  10. Zorg ervoor dat de muis het chirurgische anesthesievlak heeft bereikt met behulp van een teenknijp.
  11. Til de huid van de muis langs de wervelkolom en zoek naar de tumor die op een van de twee laterale huidplooien groeit. Plaats het achterste frame van de DSFC (Figuur 2B) aan dezelfde kant van de huid waar de tumor op groeit en zorg ervoor dat de tumor in het frame wordt gecentreerd.
  12. Voeg drie hechtingen toe aan elk van de bovenste drie gaten van de DSFC en de chirurgische geleider om de positie van het achterframe te fixeren (Figuur 2B).
  13. Steek drie naalden door het achterframe van de DSFC in de gaten met de afstandhouders (Figuur 2B).
    OPMERKING: Er zijn drie 'afstandhouders' op het achterframe van de DSFC om een opening tussen de voorste en achterste frames te behouden om ervoor te zorgen dat de bloedstroom niet beperkt is tot het weefsel in de DSFC. De afstandhouders zijn zichtbaar in figuur 1B.
  14. Markeer met behulp van een chirurgische marker de zes punten waar de afstandhouders van het DSFC-achterframe zich aan beide zijden van de huid bevinden (punten 1-6 in figuur 2C,D).
    NOTITIE: De ingebrachte naalden moeten worden gebruikt als richtlijn voor de precieze locatie van deze punten.
  15. Teken een cirkel met een diameter van 1 cm om de huid aan te geven die zal worden verwijderd aan de kant tegenover het achterframe (Figuur 2D).
  16. Verwijder de naalden en het achterframe van de huid door de hechtingen door te knippen.
  17. Knip het gat met een diameter van 1 cm in de huid dat in stap 3.15 is gemarkeerd af met een chirurgische microschaar (Figuur 2E).
  18. Plaats de tijdelijke hechting om alle delen van de raamkamer aan de huid te bevestigen. Steek een hechting door punt 4, door het bovenste gat van het voorste frame van de DSFC en vervolgens door punt 1 aan de andere kant van de muis (Figuur 2F en stappen 1-2 in aanvullende afbeelding S1).
  19. Leid de hechtdraad door de bovenste steunpaal van het achterframe en vervolgens terug door de steunpaal op het achterframe die zich het dichtst bij het hoofd van de muis bevindt (Figuur 2F).
  20. Breng de hechting door punt 2 in. Rijg vervolgens de hechtdraad door het overeenkomstige gat in het voorframe (Figuur 2G en stap 3 in aanvullende afbeelding S1).
  21. Rijg de hechtdraad vanaf de binnenkant van de huid door punt 6 zoals aangegeven in figuur 2H en stap 3-4 in aanvullende figuur S1.
  22. Rijg de hechting door punt 5 zoals aangegeven in figuur 2I en stap 4 in aanvullende afbeelding S1.
  23. Breng de hechting door het voorste frame, punt 3, en vervolgens door het achterste frame zoals aangegeven in figuur 2J en stap 5 in aanvullende afbeelding S1.
  24. Breng de hechting terug door punt 1, het voorste frame van de DSFC, en vervolgens naar buiten via punt 4 zoals aangegeven in figuur 2K en stap 6 in aanvullende afbeelding S1.
  25. Draai het hele geheel vast met deze hechtdraad en schuif het voorframe onder de huid door het gat dat in stap 3.17 is gemaakt (Figuur 2L,M).
  26. Bind de twee uiteinden van deze hechtdraad aan elkaar en knip eventueel overtollig touw door.
  27. Voer permanente hechtingen uit door de gaten rond de omtrek van de voor- en achterframes van de DSFC. Hecht de twee frames aan elkaar in het patroon dat wordt weergegeven in figuur 2N en aanvullende afbeelding S2.
  28. Knip en verwijder de tijdelijke hechtdraad.
  29. Bevestig de steunclip aan het achterframe van de DSFC door deze in het uitsteeksel van het achterframe te schuiven (Figuur 2O).
    OPMERKING: Een afbeelding van de muis 2 weken na de operatie wordt weergegeven in figuur 2P,Q. De steunclip wordt gebruikt om de DSFC rechtop op de muis te houden om huidspanning en ongemak te verminderen.
  30. 5 mg/kg lichaamsgewicht Meloxicam, een niet-steroïde anti-inflammatoir geneesmiddel, subcutaan toedienen voor pijn- en ontstekingsvermindering.
  31. Haal de muis uit de narcose, wacht tot de muis ambulant wordt en plaats hem terug in zijn kooi.
  32. Controleer de muis 2-3 uur na de operatie en daarna dagelijks gedurende ten minste 1 week. Beschouw het eindpunt dat 2 maanden na de raamkameroperatie is bereikt of als aan een van de voorwaarden in stap 2.17 is voldaan (afhankelijk van wat zich het eerst voordoet).

figure-protocol-3
Figuur 2: DSFC-operatieprocedure. (A) De muis wordt voorbereid op de operatie door het haar te verwijderen en de huid te desinfecteren. De onderhuidse tumor wordt aangegeven met de pijl. (B) Het achterframe wordt in de juiste positie geplaatst en vastgezet met drie spuiten en tijdelijke hechtingen die aan de zwarte chirurgische geleider zijn bevestigd. (C,D) De locaties van de afstandhouder (punten 1-6) en het gat zijn aan beide zijden van de huid gemarkeerd. (E) De huid wordt verwijderd. (F-K) Een tijdelijke hechting wordt door de twee huidlagen, voor- en achterframes van de DSFC geregen om alle onderdelen aan elkaar te bevestigen. (L,M) De tijdelijke hechting wordt strakker gemaakt en het voorste frame wordt onder de huid ingebracht. (N) Er worden acht permanente hechtingen geplaatst om de DSFC vast te zetten. (O) Ten slotte wordt de tijdelijke hechtdraad verwijderd en wordt de steunclip bevestigd. (P,Q) Dezelfde muis wordt 2 weken na de operatie van beide kanten getoond. Afkorting: DSFC = dorsale huidplooi raamkamer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Optische beeldvorming

  1. Laat de muis genezen en de ontsteking afnemen gedurende ten minste 5 dagen na de operatie voordat u beeldvorming maakt.
  2. Verdoof de muis met 5% isofluraan voor inductie en 2% isofluraan voor onderhoud (zuurstofdebiet ingesteld op 0,5 l/min).
  3. Breng veterinair oogsmeermiddel aan om uitdroging te voorkomen. Elke 30 minuten of indien nodig opnieuw aanbrengen.
  4. Zet de muis vast in een beeldvormingsfase met een gasanesthesiehulpstuk, zoals weergegeven in aanvullende afbeelding S3.
  5. Verkrijg een breedbeeldveld (>1,5 cm breed) helderveldmicroscopiebeeld. Zorg ervoor dat de fiducial marker divots op het voorframe van de DSFC zichtbaar zijn.
    OPMERKING: Er zijn zeven divots rond de omtrek van het glas op het voorframe die zijn uitgelijnd met de zeven fiduciale markeringsputjes op de bevestiging van de fiduciale markeringsring. Deze divots zijn zichtbaar in figuur 1A.
  6. Verkrijg op dezelfde dag een microvasculair beeld met behulp van de intravitale microscopiemodaliteit naar keuze. Gebruik hiervoor dezelfde beeldvormingsfase uit stap 4.4 (aanvullende figuur S3). Haal de muis uit de narcose, wacht tot de muis ambulant wordt en plaats hem terug in zijn kooi.
    OPMERKING: We gebruiken optische coherentietomografie met spikkelvariantie (svOCT) voor 3D-microvasculaire beelden met hoge resolutie.

5. Magnetische resonantie beeldvorming

  1. Plaats de muizenkooi onder een warmtelamp om de muizen ongeveer 15 minuten op te warmen voordat u de muis verdooft.
    OPMERKING: Opwarming bevordert vaatverwijding, wat zal helpen bij het plaatsen van de staartaderkatheter.
  2. Verdoof de muis met 5% isofluraan voor inductie en 2% isofluraan voor onderhoud (zuurstofdebiet ingesteld op 0,5 l/min).
  3. Registreer het gewicht van de muis met behulp van een elektronische weegschaal voor de juiste dosering van het medicijn.
    NOTITIE: Voor nauwkeurige metingen van het lichaamsgewicht moet u ervoor zorgen dat u het gewicht van de DSFC-assemblage (0.83 g) aftrekt.
  4. Plaats de muis op het MRI-bed en breng veterinair oogsmeermiddel aan om uitdroging te voorkomen.
  5. Houd de lichaamstemperatuur van de muis op peil met behulp van een boiler en een pompsysteem.
  6. Plaats een ademhalingskussen onder het middenrif van de muis en houd dit op 30 ± 5 ademhalingen/min.
  7. Als u een contrastmiddel gebruikt, steek dan een vlindernaald van 27 G in de staartader met daaraan bevestigde microslangen (30 μL dood volume voorgevuld met 1% herapin-zoutoplossing). Bevestig de naald en microslang aan het MRI-bed met chirurgische tape.
  8. Zet de raamkamer vast in een 3D-geprint 'immobilisatieapparaat' zoals weergegeven in afbeelding 3.
  9. Injecteer met een naald van 18 G veterinair oogsmeermiddel in de zeven buisjes op de MRI-fiduciale marker.
  10. Bevestig de fiduciale markering aan de DSFC door de drie vierkante connectoren uit te lijnen met de drie palen die uit het voorframe steken (Figuur 3).
  11. Sluit de staartaderkatheter aan op de toedieningsleiding van het geneesmiddel en de spuit in de automatische pomp. Plaats het bed in een preklinische MRI-scanner van 7 tesla.
  12. Verkrijg coronale en axiale T2-gewogen (T2w) beeldsets om het vlak van de vensterkamer te visualiseren (echotijd TE = 25 ms; herhalingstijd TR = 2.500 ms; 40 x 40 mm gezichtsveld met een 64 x 64 matrix voor 0,5 x 0,5 mm resolutie in het vlak; 0,5 mm plakdikte; 25 s). Schrijf een sagittale T2-gewogen verzameling voor (TE = 25 ms; TR = 2.500 ms; 32 x 32 mm gezichtsveld met 128 x 128 matrix voor 0,25 x 0,25 mm in-plane resolutie; ten minste 11 beeldvormingsplakjes; plakdikte van 0,5 mm; 87 s), die vervolgens wordt geroteerd in het vlak van de DSFC- en fiduciale markers, op basis van de coronale en axiale weergaven, zoals weergegeven in figuur 4. Heroriënteer en positioneer de sagittale set iteratief totdat de beeldvormingssegmenten volledig zijn uitgelijnd, zodat plak 5 het weefselsignaal volledig bevat in de DSFC en plak 6 geen weefselsignaal in de DSFC.
  13. Voer microvasculaire beeldvorming uit met behulp van de microvasculaire MRI-methode naar keuze.
    OPMERKING: Voor de microvasculaire MR-acquisities hoeven de fiducial marker-segmenten niet te worden afgebeeld, aangezien de beelden worden verkregen in hetzelfde beeldvormingsreferentiekader als de T2w-registratiebeelden.
    1. Verkrijg alle acquisities die in stap 5.12 en 5.13 zijn beschreven over een gezichtsveld van 32 x 32 mm met een matrix van 64 x 64 voor een resolutie van 0,5 x 0,5 mm in het vlak. Gebruik voor alle MRI-acquisities consistente RF-pulsen om de geometrische consistentie door het vlak te verbeteren (sinc-excitatie; sinc3-herfocus; 2.484 Hz bandbreedte).
  14. Voor DCE-beeldvorming:
    1. Als metingen van de gadoliniumconcentratie gewenst zijn, verkrijg dan T1-kaarten met behulp van 2D-RARE-beelden die zijn verkregen met variabele herhalingstijden (TE = 7 ms; ZELDZAME factor = 2; TR = 350, 500, 750, 1.000, 1.500, 2.500 en 4.000 ms; 8 min 28 s).
    2. Tijdreeksbeeldvorming uitvoeren met behulp van 2D ZELDZAME beelden (TE = 8,1 ms; ZELDZAME factor = 2; TR = 200 ms; draaihoek = 90°; temporele resolutie = 12,8 s; 188 herhalingen; totale bewakingstijd = 40 min 6 s).
    3. Injecteer 0,75 mmol/kg lichaamsgewicht Gadobutrol gedurende 10 s via de staartader na voltooiing van vijf beeldherhalingen met behulp van een geautomatiseerde MR-compatibele spuitpomp.
  15. Voor IVIM MRI:
    1. Voer diffusiegewogen beeldvorming uit met de volgende B-waarden: 0, 20, 40, 60, 80, 100, 150, 200, 400, 600, 800, 1.000 s/mm2 met drie gemiddelden van de B = 0 s/mm2 en isotrope bemonstering (TE = 16 ms; TR = 800 ms; gradiënt duur = 2,2 ms; gradiënt scheiding = 9 ms; 61 min.).
      OPMERKING: Diffusiegewogen beeldvorming wordt verkregen met behulp van een 2D Fourier-transformatie-uitlezing, in plaats van met vervormingsgevoelige echo-planaire beeldvorming, om geometrische consistentie van de tumor en de omringende weefselsignalen binnen de DSFC te garanderen in de beeldsets en met de intravitale microscopiebeelden.
  16. Haal de muis uit de narcose, wacht tot de muis ambulant wordt en plaats hem terug in zijn kooi.

figure-protocol-4
Afbeelding 3: DSFC MR-beeldvormingsopstelling. (A) Zijaanzicht en (B) bovenaanzicht van de muis gepositioneerd op het MRI-bed met DSFC beveiligd en geïmmobiliseerd. De muis heeft een staartaderkatheter voor injectie met contrastmiddel en de ring van de fiducial maker is bevestigd aan het voorframe van de DSFC. Afkortingen: DSFC = dorsale huidplooi raamkamer; MR = magnetische resonantie beeldvorming. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

figure-protocol-5
Figuur 4: Locaties van MRI-segmenten met betrekking tot fiduciale markers en vensterkamer. (A) Een diagram van de DSFC met bevestiging van de fiduciale markerring met de 11 overlappende MRI-plakjes. Er moeten verschillende T2-gewogen beelden worden gemaakt om ervoor te zorgen dat de plakjes correct zijn uitgelijnd met de DSFC en het weefsel. (B,C) Correcte positionering van de 11 plakjes ten opzichte van het weefsel in de DSFC vanuit verschillende oriëntaties. (D) Plak 5 is de meest oppervlakkige plak waar intermodaliteitscorrelatieanalyse zal worden uitgevoerd. (E) Plak 6 bevat geen weefselsignaal dat aangeeft dat het goed is uitgelijnd met de DSFC. (F) Ten slotte zijn de 7 fiduciale markeringen duidelijk zichtbaar in plak 9. Schaal balken = 5 mm. Een 'X' op de as geeft aan dat de as de pagina in gaat en een cirkel geeft aan dat de as uit de pagina komt. Afkortingen: DSFC = dorsale huidplooi raamkamer; MRI = magnetische resonantie beeldvorming. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

6. Co-registratie van MRI naar intravitale microscopie

  1. Open in MATLAB het Multimodal_Image_Register.m-bestand in aanvullend bestand 2.
  2. Laad het microvasculaire beeld (Afbeelding 5A), het helderveldmicroscopiebeeld (Figuur 5B) en de microvasculaire MRI-gegevens (IVIM- en/of DCE MRI-parameterkaarten) in de werkruimte.
  3. Klik op de knop Uitvoeren .
  4. Navigeer met behulp van de pop-upbestandszoeker naar het bestand met de T2w MRI-plakjes.
  5. Selecteer maximaal vier T2w MRI-plakjes die de fiduciale markeringen duidelijk weergeven (Figuur 5C).
  6. Er wordt een gebruikersinterface weergegeven met het microscopiebeeld (Figuur 5B) en de dieptegemiddelde T2w MRI-plakjes (Figuur 5C). Plaats een punt op elk van de zeven fiduciale markers in het MRI-beeld en stem ze af op het overeenkomstige punt op het microscopiebeeld (fiducial marker divots rond de omtrek van het glas op het voorframe van de DSFC) zoals aangegeven door de groene punten in figuur 5B,C.
  7. Sluit het venster.
  8. Een figuur met de overlappende MRI- en microscopiebeelden zal verschijnen om te helpen bij het beoordelen van de kwaliteit van de registratie tussen de twee datasets. Als de registratie voldoende is, gaat u verder met de code door y te typen en vervolgens op enter te drukken in het opdrachtvenster. Als dat niet het geval is, probeert u deze stap opnieuw uit te voeren door n in het opdrachtvenster te typen en op enter te drukken.
    OPMERKING: Succesvolle co-registratie van de MRI-dataset met het microscopiebeeld betekent dat de zeven heldere fiduciale markers uit de MRI-dataset gecentreerd zijn en volledig zijn opgenomen in hun overeenkomstige divots op het voorste frame van de DSFC.
  9. Er wordt een gebruikersinterface weergegeven met het microscopiebeeld (Figuur 5B) en de svOCT-dataset voor microvasculaire beeldvorming (Figuur 5A). Selecteer ten minste drie microvasculaire oriëntatiepunten op het svOCT-microvasculaire beeld en de overeenkomstige punten in het microscopiebeeld zoals aangegeven door de blauwe punten in figuur 5A,B.
  10. Sluit het venster.
  11. Een figuur met de overlappende svOCT- en microscopiebeelden zal verschijnen om te helpen bij het beoordelen van de kwaliteit van de co-registratie tussen de twee datasets. Als de registratie voldoende is, gaat u verder met de code door y te typen en vervolgens op enter te drukken in het opdrachtvenster. Als dat niet het geval is, probeert u deze stap opnieuw uit te voeren door n in het opdrachtvenster te typen en op enter te drukken.
    OPMERKING: Succesvolle co-registratie van de svOCT-dataset met het microscopiebeeld betekent dat de vaten uit beide datasets perfect over elkaar heen liggen.
  12. Sluit het venster.
  13. De mede-geregistreerde microkopafbeelding verschijnt dan. Contour de tumor in deze afbeelding.
  14. Sluit het venster.
  15. Vervolgens worden verschillende figuren weergegeven: de svOCT-microvasculaire dataset (Figuur 5D), het co-geregistreerde microscopiebeeld (Figuur 5E) en de co-geregistreerde MRI-parameterkaarten (Figuur 5F). Bewaar de kaarten voor latere analyse.
    OPMERKING: De weergegeven MRI-kaarten zijn beperkt tot de door de gebruiker getekende tumorcontour (Figuur 5F).

figure-protocol-6
Figuur 5: Multimodale co-registratie op basis van punten. (A) Kleurdiepte-gecodeerde microvasculaire svOCT-dataset; schaalbalk = 1 mm. (B) Helderveldmicroscopiebeeld van de vensterkamer; schaalbalk = 2 mm. (C) Gemiddelde van T2w MRI-plakjes 8-11 met de zeven fiduciale markers in de fiducial marker ring; schaalbalk = 5 mm. (C) Eerst wordt de 'bewegende' T2w MRI-dataset mede geregistreerd voor het 'vaste' helderveldmicroscopiebeeld met behulp van de door de gebruiker ingevoerde groene markeringen op beide beeldsets. Vervolgens worden het 'bewegende' helderveldmicroscopiebeeld en het co-geregistreerde MRI-beeld samen geregistreerd in de 'vaste svOCT-dataset' met behulp van de blauwe markeringen in A en B. De uiteindelijke co-geregistreerde dataset omvat de (D) svOCT, (E) helderveldmicroscopiebeeld en (F) functionele MRI-parameterkaart. De zwarte voxels in F bevinden zich buiten de tumor en worden daarom niet meegenomen in de analyse. Voor D-F is de schaalbalk = 1 mm. Afkortingen: svOCT = spikkelvariantie optische coherentietomografie; MRI = magnetische resonantie beeldvorming. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Spikkelkvariantie optische coherentietomografie (svOCT) werd uitgevoerd om 3D-microvasculaire beelden met een groot gezichtsveld (FOV) te verkrijgen (6 x 6 mm,2 laterale x 1 mm diepte). Om deze beelden te verkrijgen, werd een eerder beschreven swept source OCT-systeem op basis van een kwadratuurinterferometer gebruikt23. OCT-beelden werden verkregen door twee zijdelings aangrenzende 3 x 6 mm2 FOV-scans aan elkaar te naaien. Elke B-scan bestond uit 400 A-scans en werd 24x per ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In dit werk hebben we een workflow ontwikkeld om zowel intravitale microscopie als klinisch toepasbare beeldvorming (CT, MRI en PET) bij hetzelfde dier uit te voeren. Dit werd gedaan met als doel de bevindingen van preklinische microscopie te vertalen naar de kliniek door directe correlatie van intravitale microscopie met klinische beeldvormingsmodaliteiten zoals MRI. Hoewel conventionele DSFC-ontwerpen zijn gemaakt van metaal 2,3, hebben we de DSFC aangepast om ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten om bekend te maken.

Dankbetuigingen

We danken Dr. Carla Calçada (Postdoctoral Fellow, Princess Margaret Cancer Center) en Dr. Timothy Samuel (Ph.D. Student, Princess Margaret Cancer Center) voor hun hulp bij het kweken van tumorcellen en de ontwikkeling van het inentingsprotocol. Dr. Kathleen Ma, Dr. Anna Pietraszek en Dr. Alyssa Goldstein (Animal Research Centre, Princess Margaret Cancer Center) hielpen bij de ontwikkeling van het operatieprotocol. Jacob Broske (Medical Engineering Technologist, Princess Margaret Cancer Center) en Wayne Keller (Hardware Client Executive, Javelin Technologies – A TriMech Group Company) hebben de raamkamers in 3D geprint. James Jonkman (Advanced Optical Microscopy Facility, University Health Network) leverde waardevolle richtlijnen voor beeldacquisitie met helderveld- en fluorescentiemicroscopie.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Celcultuurmaterialen
BxPC-3 Humane PancreaskankercellenATCC (American Type Culture Collection)CRL-1687
Corning Matrigel Basement Membrane Matrix, LDEV-vrij, 10 mLCorning354234
Corning Stripettor Ultra Pipet ControllerCorning07-202-350
Dulbecco Fosfaat gebufferde zoutoplossing zonder Calcium, Magnesium, of fenol rood, 500 mLGibco14190144
Foetaal Runderserum (Canada), 500 mLSigma-AldrichF1051-500ML
Penicilline-Streptomycine 100x (vloeibaar, gestabiliseerd, sterieel gefilterd, celcultuur getest)Sigma-AldrichP4333-100ML
RPMI Medium 1640 (1x), vloeibaar; met L-Glutamine, 500 mLGibco11875093
TrypLE Express Enzym, 500 mLGibco12605028
Vensterkamermaterialen
12 mm Glas DekglasHarvard Apparatus  CS-12R No. 1.5
Connex 500 3D PrinterStratasysN/A
Biocompatibel helder MED610 harsStratasys RGD810
Loctite AA 3105 UV uitshardende lijmLoctiteLCT1214249
Achterkant vensterkamerframeTrimech IncN/A
Vensterkamer fiducial markerTrimech IncN/A
Voorkant vensterkamerframeTrimech IncN/A
Vensterkamer ondersteuningsclipTrimech IncN/A
inoculatie en chirurgiematerialen
BD SafetyGlide Insuline Spuit met Permanent Vastgemaakte Naald, 0,5 mL, 29 G x 1/2"BDCABD305932
Betadine OplossingBetadineAP-B002C2R98U
Cidex OPA 14 Daagse Oplossing 3,8 LASPJOH20394
Dispositieve Chirurgische Onderleggers 23 inch x 24 inchKendall7134
Oogsmering  Optixcare50-218-8442
HaarverwijderingscrèmeNair‎061700222611
Halstead HemostasetangenAlmedic7742-A12-150
VerwarmingskussenSunbeam B086MCN59R
IrisschaarAlmedic7601-A8-690
IsofluraanSigma792632
Metacam Boehringer Ingelheim Animal Health USA IncNDC 0010-6015-03
NOD.Cg-Rag1tm1Mom Il2rgtm1Wjl/SzJ muisthe Jackson laboratory7799
Pindakappers & TrimmerWahl8655-200
 SOFSILK Niet-absorbeerbare Chirurgische Naald met Naaldpunt #5-0 met 3/8" Taper (17 mm) (Was Gecoat, Gevlochten Zwart Zijde, Sterieel)  Syneture  VS880
SplintertangAlmedic7725-A10-634
MR Beeldvorming
3D gedrukte vensterkamer immobilisatieapparaat.op maat 3D gedrukt, zie figuur 3 voor details.
Convectieverwarmingsapparaat3M Bair Hugger70200791401
DruginjectiesysteemHarvard Apparatus  PY2 70-2131PHD 22/2200 MRI-compatibele Spuitpomp
Gadovist 1.0Bayer2241089
AdemhalingsbewakingssysteemSAIIModel 1030MR-compatibel bewakings- en gatingsysteem voor kleine dieren.
Staartvenekatheter (27 G 0,5" )Terumo Medical Corp15253
Optische Beeldvorming
3D gedrukt beeldvormingsplatformOp maat 3D gedrukt, zie aanvullend figuur 3 voor details.
12 V 7 W Flexibele Polyimide Verwarmingsplaat Dunne Adhesief PI Verwarmingsfilm 25 mm x 50 mmBANRIA B09X16XCVSVerwarmingselement gebruikt voor regeling van de muizenlichaamstemperatuur.
DC voedingBK Precission1761Gebruikt om het verwarmingselement van stroom te voorzien.
Leica MZ FLIIILeica Microsystems15209
svOCT beeldvormingssysteemIn-house gemaakt beeldvormingssysteem. Details zijn te vinden in referentie 23.
Software
MATLAB SoftwareMathWorksR2020A

Referenties

  1. Fukumura, D., Duda, D. G., Munn, L. L., Jain, R. K. Tumor microvasculature and microenvironment: Novel insights through intravital imaging in pre-clinical models. Microcirculation. 17 (3), 206-225 (2010).
  2. Demidov, V., et al. Preclinical longitudinal imaging of tumor microvascular radiobiological response with functional optical coherence tomography. Sci Rep. 8 (1), 38(2018).
  3. Alieva, M., Ritsma, L., Giedt, R. J., Weissleder, R., van Rheenen, J. Imaging windows for long-term intravital imaging. IntraVital. 3 (2), e29917(2014).
  4. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. J Natl Cancer Inst. 98 (5), 335-344 (2006).
  5. Momiyama, M., et al. Subcellular real-time imaging of the efficacy of temozolomide on cancer cells in the brain of live mice. Anticancer Res. 33 (1), 103-106 (2013).
  6. Dadgar, S., Rajaram, N. Optical imaging approaches to investigating radiation resistance. Front Oncol. 9, 1152(2019).
  7. Fukumura, D., Jain, R. K. Tumor microvasculature and microenvironment: Targets for anti-angiogenesis and normalization. Microvasc Res. 74 (2-3), 72-84 (2007).
  8. Dirkx, A. E. M., et al. Anti-angiogenesis therapy can overcome endothelial cell anergy and promote leukocyte-endothelium interactions and infiltration in tumors. FASEB J. 20 (6), 621-630 (2006).
  9. Allam, N., et al. Longitudinal in-vivo quantification of tumour microvascular heterogeneity by optical coherence angiography in pre-clinical radiation therapy. Sci Rep. 12, 6140(2022).
  10. Stadlbauer, A., et al. Tissue hypoxia and alterations in microvascular architecture predict glioblastoma recurrence in humans. Clin Cancer Res. 27 (6), 1641-1649 (2021).
  11. Danquah, M. K., Zhang, X. A., Mahato, R. I. Extravasation of polymeric nanomedicines across tumor vasculature. Adv Drug Deliv Rev. 63 (8), 623-639 (2011).
  12. Bentzen, S. M., Gregoire, V. Molecular imaging-based dose painting: a novel paradigm for radiation therapy prescription. Semin Radiat Oncol. 21 (2), 101-110 (2011).
  13. Gabriel, E. M., Fisher, D. T., Evans, S., Takabe, K., Skitzki, J. J. Intravital microscopy in the study of the tumor microenvironment: from bench to human application. Oncotarget. 9 (28), 20165-20178 (2018).
  14. Demidov, V., et al. Preclinical quantitative in-vivo assessment of skin tissue vascularity in radiation-induced fibrosis with optical coherence tomography. J Biomed Opt. 23 (10), 1-9 (2018).
  15. Wallace, M. B., et al. The safety of intravenous fluorescein for confocal laser endomicroscopy in the gastrointestinal tract. Aliment Pharmacol Ther. 31 (5), 548-552 (2010).
  16. Standish, B. A., et al. In vivo endoscopic multi-beam optical coherence tomography. Phys Med Biol. 55 (3), 615-622 (2010).
  17. Wang, J. H., et al. Dynamic CT evaluation of tumor vascularity in renal cell carcinoma. AJR Am J Roentgenol. 186 (5), 1423-1430 (2006).
  18. Tropres, I., et al. Imaging the microvessel caliber and density: Principles and applications of microvascular MRI. Magn Reson Med. 73 (1), 325-341 (2014).
  19. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nat Med. 9, 713-725 (2003).
  20. O'Connor, J. P. B., et al. Dynamic contrast-enhanced imaging techniques: CT and MRI. Brit J Radiol. 84, S112-S120 (2011).
  21. Lima, M., Le Bihan, D. Clinical intravoxel incoherent motion and diffusion MR imaging: past, present, and future. Radiology. 278 (1), 13-32 (2015).
  22. Zabel, W. J., et al. Bridging the macro to micro resolution gap with angiographic optical coherence tomography and dynamic contrast enhanced MRI. Sci Rep. 12 (1), 3159(2022).
  23. Mao, Y., Flueraru, C., Chang, S., Popescu, D. P., Sowa, M. G. High-quality tissue imaging using a catheter-based swept-source optical coherence tomography systems with an integrated semiconductor optical amplifier. IEEE Trans Instrum Meas. 60 (10), 3376-3383 (2011).
  24. Mariampillai, A., et al. Optimized speckle variance OCT imaging of microvasculature. Opt Lett. 35 (8), 1257-1259 (2010).
  25. Tofts, P. S., et al. Estimating kinetic parameters from dynamic contrast-enhanced T1-weighted MRI of a diffusible tracer: standardized quantities and symbols. J Magn Res Imaging. 10 (3), 223-232 (1999).
  26. Khalifa, F., et al. Models and methods for analyzing DCE-MRI: a review. Med Phys. 41 (12), 124301(2014).
  27. Reitan, N. K., Thuen, M., Goa, P. E., de Lange Davies, C. Characterization of tumor microvascular structure and permeability: comparison between magnetic resonance imaging and intravital confocal imaging. J Biomed Opt. 15 (3), 036004(2010).
  28. Dhani, N. C., et al. Analysis of the intra- and intertumoral heterogeneity of hypoxia in pancreatic cancer patients receiving the nitroimidazole tracer pimonidazole. Br J Cancer. 113 (6), 864-871 (2015).
  29. Gaustad, J. V., Brurberg, K. G., Simonsen, T. G., Mollatt, C. S., Rofstad, E. K. Tumor vascularity assessed by magnetic resonance imaging and intravital microscopy imaging. Neoplasia. 10 (4), 354-362 (2008).
  30. Rouffiac, V., et al. Multimodal imaging for tumour characterization from micro to macroscopic level using a newly developed dorsal chamber designed for long-term follow-up. J Biophotonics. 13 (1), 201900217(2020).
  31. Leung, H. M., Schafer, R., Pagel, M. M., Robey, I. F., Gmitro, A. F. Multimodality pH imaging in a mouse dorsal skin fold window chamber model. Proc SPIE Int Soc Opt Eng. 8574, 85740L(2013).
  32. Erten, A., et al. Magnetic resonance and fluorescence imaging of doxorubicin-loaded nanoparticles using a novel in vivo model. Nanomed. 6 (6), 797-807 (2010).
  33. Maeda, A., DaCosta, R. S. Optimization of the dorsal skinfold window chamber model and multi-parametric characterization of tumor-associated vasculature. Intravital. 3 (1), e27935(2014).
  34. Allam, N., Taylor, E., Vitkin, I. A. Low-cost 3D-printed tools towards robust longitudinal multi-modal pre-clinical imaging. bioRxiv. , (2023).
  35. Alexander, S., Weigelin, B., Winkler, F., Friedl, P. Preclinical intravital microscopy of the tumour-stroma interface: invasion, metastasis, and therapy response. Curr Opin Cell Biol. 25 (5), 659-671 (2013).
  36. Steven, A. J., Zhuo, J., Melhem, E. R. Diffusion kurtosis imaging: an emerging technique for evaluating the microstructural environment of the brain.Am. J Roentgenol. 202 (1), W26-W33 (2014).
  37. Mayer, P., et al. Diffusion kurtosis imaging-a superior approach to assess tumor-stroma ratio in pancreatic ductal adenocarcinoma. Cancers (Basel). 12 (6), 1656(2020).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Tags

Multimodale beeldvormingoptische coherentietomografietumoromgevinglongitudinale beeldvormingmicrovasculaire beeldvormingradiotherapiebomarkers
Een dorsaal huidplooi raamkamer tumor muismodel voor gecombineerde intravitale microscopie en magnetische resonantie beeldvorming in translationeel kankeronderzoek
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.