Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Gemodificeerd muismodel van repetitief mild traumatisch hersenletsel met een verdund schedelvenster en vloeibare percussie

1.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/66440

⸱

19 april 2024

 ,  ,  ,  , 
1College of Physical Education and Health Sciences, Zhejiang Normal University

* These authors contributed equally

In dit artikel

Erratum-melding

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Samenvatting

Dit protocol presenteert een gemodificeerd muismodel van repetitief mild traumatisch hersenletsel (rmTBI) geïnduceerd via een closed-head injury (CHI)-methode. De aanpak omvat een verdund schedelvenster en vloeibare percussie om de ontsteking die vaak wordt veroorzaakt door blootstelling aan hersenvliezen te verminderen, samen met verbeterde reproduceerbaarheid en nauwkeurigheid bij het modelleren van rmTBI bij knaagdieren.

Samenvatting

Licht traumatisch hersenletsel is een klinisch zeer heterogene neurologische aandoening. Er is dringend behoefte aan zeer reproduceerbare diermodellen voor traumatisch hersenletsel (TBI) met goed gedefinieerde pathologieën voor het bestuderen van de mechanismen van neuropathologie na milde TBI en het testen van therapieën. Het repliceren van de volledige gevolgen van TBI in diermodellen is een uitdaging gebleken. Daarom is de beschikbaarheid van meerdere diermodellen van TBI noodzakelijk om rekening te houden met de diverse aspecten en ernst die bij TBI-patiënten worden gezien. CHI is een van de meest voorkomende methoden voor het vervaardigen van knaagdiermodellen van rmTBI. Deze methode is echter vatbaar voor vele factoren, waaronder de gebruikte impactmethode, de dikte en vorm van het schedelbot, apneu bij dieren en het type hoofdondersteuning en immobilisatie dat wordt gebruikt. Het doel van dit protocol is om een combinatie van de methoden voor verdund schedelvenster en vloeistofpercussieletsel (FPI) te demonstreren om een nauwkeurig muismodel van CHI-geassocieerde rmTBI te produceren. Het primaire doel van dit protocol is het minimaliseren van factoren die van invloed kunnen zijn op de nauwkeurigheid en consistentie van CHI- en FPI-modellering, waaronder de dikte, vorm en hoofdondersteuning van schedelbotten. Door gebruik te maken van een methode met een verdund schedelvenster wordt mogelijke ontsteking als gevolg van craniotomie en FPI geminimaliseerd, wat resulteert in een verbeterd muismodel dat de klinische kenmerken repliceert die worden waargenomen bij patiënten met milde TBI. Resultaten van gedrags- en histologische analyse met behulp van hematoxyline en eosine (HE) kleuring suggereren dat rmTBI kan leiden tot een cumulatief letsel dat veranderingen veroorzaakt in zowel het gedrag als de grove morfologie van de hersenen. Over het algemeen biedt de gemodificeerde CHI-geassocieerde rmTBI een nuttig hulpmiddel voor onderzoekers om de onderliggende mechanismen te onderzoeken die bijdragen aan focale en diffuse pathofysiologische veranderingen in rmTBI.

Inleiding

Milde TBI, inclusief hersenschudding en sub-hersenschudding, zijn goed voor de meerderheid van alle TBI-gevallen (>80% van alle TBI)1. Milde TBI is meestal het gevolg van vallen, verkeersongevallen, gewelddaden, contactsporten (bijv. voetbal, boksen, hockey) en militaire gevechten 2,3. Milde TBI kan leiden tot neurobiologische gebeurtenissen die de neurologische gedragsfuncties gedurende het hele leven van de patiënt beïnvloeden en het risico op neurodegeneratieve ziektenverhogen4,5,6. Diermodellen bieden een efficiënte en gecontroleerde manier om milde TBI te bestuderen, in de hoop de diagnose en behandeling van milde TBI verder te verbeteren. Er zijn verschillende modellen ontwikkeld voor milde TBI, zoals de gecontroleerde corticale impact (CCI), gewichtsval (WD), vloeistofpercussieletsel (FPI) en blast-TBI-modellen 7,8. Geen enkel experimenteel model kan de volledige complexiteit van TBI-geïnduceerde pathologienabootsen 9,10. De heterogeniteit van deze modellen is voordelig voor het aanpakken van de diverse kenmerken die verband houden met milde TBI-patiënten en het onderzoeken van de overeenkomstige cellulaire en moleculaire mechanismen. Elk diermodel van TBI heeft echter zijn beperkingen3, waardoor onze huidige kennis over milde TBI bij dieren en hun klinische relevantie wordt beperkt.

De WD- en CCI-modellen worden gebruikt om klinische aandoeningen na te bootsen, zoals verlies van hersenweefsel, acuut subduraal hematoom, axonaal letsel, hersenschudding, disfunctie van de bloed-hersenbarrière en zelfs coma na TBI 3,11,12. Het WD-model omvat het induceren van hersenbeschadiging door met vrij vallende gewichten op de dura mater of de schedel te slaan. De impact van een verzwaard object op een intacte schedel kan gemengde focale/diffuse verwondingen repliceren; Deze methode wordt echter geassocieerd met een slechte nauwkeurigheid en herhaalbaarheid van de plaats van het letsel, rebound-letsel en een hoger sterftecijfer als gevolg van schedelfracturen 3,11,12. Het CCI-model omvat het toepassen van luchtaangedreven metaal om de blootgestelde dura mater rechtstreeks te raken. Vergeleken met het WD-model is het CCI-model nauwkeuriger en reproduceerbaarder, maar het veroorzaakt geen diffuus letsel vanwege de kleine diameter van de botsende punt11. Tijdens FPI-modellering wordt het hersenweefsel kortstondig verplaatst en vervormd door percussie. FPI kan gemengd focaal/diffuus letsel veroorzaken en intracraniële bloeding, zwelling van de hersenen en progressieve grijze stofschade na TBI repliceren. FPI heeft echter een hoog sterftecijfer als gevolg van hersenstambeschadiging en langdurige apneu 3,12. De craniotomie die betrokken is bij conventionele WD-, CCI- en FPI-modellen kan leiden tot corticale kneuzing, hemorragische laesies, schade aan de bloed-hersenbarrière, infiltratie van immuuncellen, activering van gliacellen, verlengde modelleringstijd en mogelijke fatale gevolgen 3,12.

Milde TBI wordt gekenmerkt door een GCS-score (Glasgow coma scale, GCS) binnen het bereik van 13 tot 152. Milde TBI kan zowel focaal als diffuus zijn en wordt geassocieerd met zowel acute verwondingen, zoals afbraak van cellulaire homeostase, excitotoxiciteit, glucosedepletie, mitochondriale disfunctie, verstoring van de bloedstroom en axonale schade, evenals subacute verwondingen, waaronder axonale schade, neuro-inflammatie en gliose 2,3. Ondanks aanzienlijke vooruitgang bij het afbakenen van de ingewikkelde pathofysiologie van TBI, blijven de onderliggende mechanismen van milde TBI/rmTBI ongrijpbaar en vereisen ze verder onderzoek9. Aangezien CHI het meest voorkomende type TBI12 is, presenteert dit protocol een nieuwe benadering voor het creëren van een nauwkeuriger gecontroleerd muismodel van rmTBI met behulp van een gemodificeerd FPI-apparaat om impact uit te voeren in een verdund schedelvenster13. Door craniotomie-geïnduceerde verwondingen, variabele schedeldikte en vorm-geïnduceerde onnauwkeurigheden, en rebound-letsel te vermijden, is deze aanpak bedoeld om de belangrijkste nadelen van de WD-, CCI- en FPI-modellen te overwinnen. Het toepassen van FPI-impact op het verdunde schedelvenster is handig voor het evalueren van cerebrale vaatschade na rmTBI en helpt hoge sterftecijfers in sommige modellen te minimaliseren, wat resulteert in een nauwere gelijkenis met de klinische kenmerken van TBI-patiënten.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Alle procedures die bij dit protocol betrokken zijn, zijn uitgevoerd onder goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee (Zhejiang Normal University, vergunningsnummer, dw2019005) en in overeenstemming met de ARRIVE en de NIH-gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren. Technische specificaties zijn te vinden in de Tabel met Materialen.

1. Procedure voor de behandeling van dieren

  1. Huismuizen in een gecontroleerde omgeving met een temperatuur van 22-24 °C, een luchtvochtigheid variërend van 40%-60%, een licht/donkercyclus van 12 uur, en bieden ad libitum toegang tot water en standaard muizenvoer. Voor dit experiment werden 25 ICR mannelijke muizen (25-30 g, 8 weken oud) gebruikt.
  2. Wijs de muizen willekeurig toe aan de controlegroep (n=12) of de rmTBI-groep (n=13). Om mogelijke agressie van nepmuizen tegen muizen die rmTBI hebben ondergaan te voorkomen, scheidt u ze in aparte kooien.
  3. Geef muizen minstens 1 week de tijd om te acclimatiseren aan hun kooiomgeving voordat ze met het experiment beginnen. Deze acclimatisatieperiode zorgt ervoor dat de muizen vertrouwd raken met hun omgeving en minimaliseert de mogelijke effecten van stress of angst op fysiologische of gedragsreacties tijdens het onderzoek.

2. Voorbereiding van TBI-apparaat

  1. Fabriceer het rmTBI-model in muizen met behulp van een gemodificeerd FPI-apparaat (zie Tabel met materialen; Figuur 1A) 13. Voordat u het FPI-apparaat gebruikt, moet u alle aansluitingen zorgvuldig inspecteren op tekenen van lekkage of barsten, waarbij u speciale aandacht besteedt aan de verbindingen tussen de cilinder en de slang en tussen de driewegconnector en de slang. Om de impactdruk nauwkeurig te bepalen, werd een drukopnemer geïnstalleerd op het punt van impact op het vloeistofpercussieletselapparaat13.
  2. Voer een zorgvuldige inspectie van het FPI-apparaat uit om er zeker van te zijn dat de zuiger soepel in de cilinder beweegt en dat schokken effectief kunnen worden uitgevoerd (Figuur 1B). Controleer of er geen luchtbellen in het systeem aanwezig zijn. Als er luchtbellen worden gedetecteerd, voeg dan voorzichtig gedestilleerd water toe aan het systeem met behulp van een spuit van 50 ml en verdrijf de luchtbellen door de cilinderstang snel door een nabijgelegen 3-weg connector en/of door de spuit te duwen.
    NOTITIE: Het FPI-systeem bestaat uit gedestilleerd water in de cilinder en de aangesloten slang. Het is van cruciaal belang om het apparaat vóór gebruik te kalibreren om de nauwkeurigheid en betrouwbaarheid van de resultaten te garanderen.

3. Voorbereiding van de verdunde schedel

OPMERKING: De dierchirurgie en de voorbereiding van de uitgedunde schedel mogen niet worden uitgevoerd in het zicht van andere muizen. Het verdunde schedelvenster is nuttig voor het evalueren van schade aan de hersenvaten na een FPI-procedure.

  1. Houd u aan de eisen van het dierencentrum door de experimentele operator te instrueren om een steriele jas en masker te dragen tijdens alle procedures voor het hanteren van dieren.
  2. Ontsmet het laboratoriumtafelblad, het FPI-apparaat, de verdovingsslang en de aangrenzende aanrechtruimte voordat u begint met experimenteren met een 70% ethanolspray.
  3. Weeg de muizen in zowel de schijn- als de rmTBI-groep vóór de operatie en vergelijk hun gewichten met die van 1 week voorafgaand aan het experiment. Sluit muizen met een slechte gezondheid uit, zoals ruwe bontjas, diarree, gewichtsverlies of lethargie. Sluit bovendien muizen uit die minder dan 20 g wegen om ervoor te zorgen dat ze herhaalde schokken kunnen verdragen. Deze maatregelen zijn cruciaal voor het handhaven van het dierenwelzijn en het waarborgen van betrouwbare experimentele resultaten.
  4. Verdoof muizen met 4%-5% isofluraan (in 100% zuurstof bij een debiet van 1 l/min) gedurende 3-4 minuten in een inductiekamer. Dien een oogheelkundig smeermiddel (zie Materiaaltabel) toe aan de ogen van het dier om de smering tijdens de operatie op peil te houden. Om de pijn te verzachten, dient u buprenorfine subcutaan (0,05 mg/kg) toe in het midden tussen de oren 20 minuten voor de anesthesie en vervolgens elke 6 uur gedurende een duur van 24 uur. Dien bovendien aan het einde van de anesthesie een enkele subcutane dosis van 5 mg/kg carprofen toe aan elk dier.
  5. Desinfecteer het hoofd nadat de muis zijn opricht- en pedaalterugtrekkingsreflexen heeft verloren. Knip de vacht op het hoofd van de muis af met een chirurgische schaar en gebruik een scheerapparaat om de resterende vacht te verwijderen. Desinfecteer de hoofdhuid met drie opeenvolgende toepassingen van 2% chloorhexidine, afgewisseld met 75% ethanol scrubs.
  6. Plaats een steriel wegwerpverband onder het dier en de omgeving om een goede hygiëne te garanderen. Maak een incisie van 1,5 cm met behulp van een fijne kleine chirurgische schaar langs de middellijn van de hoofdhuid van de muis om de operatieplaats volledig bloot te leggen (Figuur 2A).
  7. Zet de muis vast met behulp van niet-terminale oorbalken in een conventioneel stereotaxisch frame (zie Materiaaltabel). Pas de positie van de muiskop in een stereotaxisch frame aan op een vlakke hoogte of een licht gekantelde hoek, afhankelijk van het specifieke doelgebied dat zal worden onderzocht. Reinig de vacht uit het operatiegebied om later ontstekingen te voorkomen.
  8. Houd de lichaamstemperatuur van de muis op 37 °C met behulp van een conventioneel isotherm verwarmingskussen (zie Materiaaltabel).
  9. Tijdens het installatieproces van de chirurgische en impacthub (vrouwelijke Luer Lock), handhaaft u de anesthesie van de muis (zonder reactie op teen- of staartknijpen) met een neuskegel die een continue isofluraanconcentratie van 2% levert, gereguleerd door een gekalibreerde verdamper.
  10. Reinig het operatiegebied rond het verdunde schedelvenster zorgvuldig met een steriel met zoutoplossing doordrenkt wattenstaafje.
  11. Maak een verdund schedelvenster met een diameter van ongeveer 2,5 mm en een dikte van 20 μm in de rechter frontale motorische cortex met behulp van een microboor met platte punt (zie Tabel met materialen, figuur 2B) en een microchirurgisch mes. Lokaliseer de operatieplaats op 1,5 mm vóór het bregma en 1,3-2,0 mm lateraal van de middellijn (Figuur 2C).
    1. Om te voorkomen dat de microboor de schedel binnendringt tijdens het maken van het verdunde schedelvenster, bevochtigt u de schedel met tussenpozen met zoutoplossing terwijl u met de microboor slijpt.
    2. Bevestig de dikte van de schedel door de verdunde schedel voorzichtig te onderzoeken met de afgeplatte punt van een fijne spuitnaald en de zachtheid ervan te beoordelen. Schat de helderheid van de blootgestelde corticale microvaten visueel in om de dikte van de schedel te bepalen.
    3. Om de dikte van de schedel te controleren, brengt u steriele zoutoplossing aan op het uitgedunde gebied en inspecteert u visueel met een conventionele ontleedmicroscoop (zie Tabel met materialen). Deze techniek kan ervoor zorgen dat de schedel voldoende is uitgedund.
      OPMERKING: Smeer het oog van de muis gedurende de gehele voorbereidingsprocedure voor de voorbereiding van de verdunde schedel en de rmTBI-modelleringsprocedure om uitdroging te voorkomen. Het dunner worden van de schedel tot minder dan 15 μm brengt het risico van mild corticaal trauma met zich mee, wat kan leiden tot milde corticale ontsteking14.
  12. Bevestig een aangepaste vrouwelijke Luer Lock (2.2 mm binnendiameter, gemaakt van een 19G-naaldnaaf, zoals weergegeven in afbeelding 2D) op de plaats van de verdunde schedel. Zet de Luer Lock vast met lijm en tandheelkundig cement (Figuur 2E).
    OPMERKING: Wanneer u lijm gebruikt om het vrouwelijke Luer-slot aan het gebied rond het verdunde schedelvenster te bevestigen, is het van cruciaal belang om het schedelgebied grondig te drogen en te voorkomen dat de lijm het raam zelf binnendringt. Lijm in het raam kan de slagkracht van de FPI aanzienlijk verminderen.

4. CHI-geassocieerde rmTBI-modelleringsprocedure

  1. Introduceer rmTBI met behulp van de laterale vloeibare percussiemethode met een gemodificeerd FPI-apparaat zoals eerder beschreven13,15.
  2. Na het voltooien van de procedures voor het verdunde schedelvenster en de impacthub, brengt u de muis over van het stereotaxische apparaat naar het impactorplatform.
  3. Gezien de mogelijke effecten van anesthesie op de tijd van de oprichtreflex van het dier en de ernst van het letsel na percussie 9,16, moet u de anesthesiediepte controleren door de ooglid- en pootterugtrekkingsreflexen te evalueren (Figuur 2F).
  4. Sluit de vrouwelijke Luer Lock, die op het verdunde schedelvenster was gelijmd, aan op de mannelijke Luer Lock aan het einde van de FPI-apparaatslang (Figuur 2G).
    OPMERKING: In de rmTBI-modellering werd de door isofluraan geïnduceerde anesthesie bij muizen verlengd vanwege de inductie van apneu en bewusteloosheid door percussie.
  5. Introduceer twee milde TBI (interval van 48 uur) met het aangepaste apparaat. Pas de eerste FPI-impact toe onmiddellijk na het voltooien van de raamoperatie met verdunde schedel en het installeren van de Luer Lock. Dien de FPI-impact pas toe als de muis bij elke gelegenheid terugkeert van een terugtrekkingsreflex naar een pootknijp (Figuur 2H). Het toepassen van een FPI-impact bij diep verdoofde muizen kan langdurige apneu en de dood veroorzaken.
    1. Om de FPI-impact toe te passen, tilt u de slinger op tot de aangegeven graad langs de gradenboog op het apparaat en laat u de slinger los met behulp van softwarebesturing13,15. De impact moet een percussie-intensiteit van 2,0 ± 0,1 atm bereiken, volgens de vastgestelde protocollen die worden gebruikt in knaagdierstudies 10,17,18. Sluit dieren uit van verdere tests als de impact niet tussen 1,9-2,1 atm is geregistreerd of als er een schedelfractuur is opgetreden tijdens FPI.
    2. Voor de nepmuizen, bevestig ze op het apparaat, maar lever niet de impact.
  6. Maak na de botsing onmiddellijk de Luer Lock-verbinding los en breng de muizen over naar een isotherm verwarmingskussen voor herstel. Nadat de muis weer alert en bij bewustzijn is, brengt u hem terug naar zijn thuiskooi zonder de vrouwelijke Luer-vergrendeling te verwijderen. Dien de tweede FPI-impact op dezelfde manier toe, 48 uur later.
  7. Verwijder na de rmTBI voorzichtig de vrouwelijke Luer-lock en het tandcement. Hecht de hoofdhuid met weefsellijm en gebruik een platte pincet om in de hoofdhuid te knijpen om het lijmproces te vergemakkelijken (zie Materiaaltabel; Figuur 2I).
  8. Om ontsteking en infectie te voorkomen en postoperatieve pijn en ongemak te verlichten, brengt u een mengsel van erytromycine en natriumdiclofenac-zalf in een verhouding van 1:1 (zie Materiaaltabel) aan op de wond. Breng muizen over naar een isotherm verwarmingskussen voor herstel.
  9. Noteer de duur van de oprichtreflex, die begint wanneer de muis uit het stereotaxische apparaat wordt gehaald en zijdelings op het botslichaam voor FPI wordt geplaatst en doorgaat totdat de muis zelfstandig rechtop kan staan.
  10. Nadat de muis weer alert en bij bewustzijn is, brengt u hem terug naar zijn thuiskooi. Muizen zijn meestal volledig bij bewustzijn en kunnen binnen 1,5 uur na de verwonding lopen.
  11. Observeer de muizen in de dagen na TBI-modellering op verschillende symptomen, waaronder ademhalingspatronen, aanwezigheid van slijm rond de neus en mond, en roodheid, zwelling, exsudaten of heropening van het wondgebied. Sluit dieren uit van het onderzoek met een of meer van de bovenstaande abnormale symptomen.
    OPMERKING: Pre-micro-injectie van AAV-GCaMP6s maakt observatie mogelijk van de onderliggende neuronale Ca2+-homeostase en prikkelbaarheid in de gewonde cortex door het verdunde schedelvenster met behulp van twee-foton-laserscanmicroscopie15.

5. Morris waterdoolhof (MWM) test

OPMERKING: De MWM (zie Tabel met materialen) is een algemeen erkende methode voor het evalueren van ruimtelijk leren en geheugentekorten bij muizen na TBI.

  1. Voer de MWM-test uit vanaf 7 dagen na het letsel (DPI). Het ronde zwembad van de MWM had een diameter van 120 cm en een hoogte van 50 cm, waarbij de watertemperatuur op 25 °C werd gehouden. Verdeel het cirkelvormige zwembad in vier kwadranten, met het ontsnappingsplatform, een rond platform met een diameter van 6 cm en een hoogte van 30 cm, ondergedompeld 1 cm onder het wateroppervlak in het noordoostelijke kwadrant.
  2. Plaats een camera direct boven het cirkelvormige zwembad om het bewegingstraject van de muizen vast te leggen. Markeer de muizen met zwarte tape op hun rug om de herkenning door de beeldacquisitiesoftware te vergemakkelijken en voor het vastleggen van gegevens, inclusief de latentie, zwemafstand en het bewegingstraject.
  3. Plaats de muizen in het water, met hun gezicht naar de binnenwand van elk van de vier kwadranten, één keer voor elk kwadrant. Zodra de muizen het platform hebben gevonden, laat je ze daar 10 s rusten. Als een muis het platform niet binnen 60 s kan vinden, vraag dan de operator om de muis naar het platform te leiden, laat hem 10 s op het platform rusten en breng de muis vervolgens terug naar zijn thuiskooi om te rusten.
  4. Herhaal voor elke muis de aanschafproef 4x per dag. Voer na de acquisitieproeven op 12 DPI een ruimtelijk sonde-experiment van 60 s uit en noteer het aantal keren dat de muizen het oorspronkelijke platformgebied overstaken en de duur van het muisverblijf in het kwadrant waar het platform zich bevond.
  5. Droog de muizen na elke proef snel af met een handdoek of plaats ze onder een warmhoudlamp om hun lichaamstemperatuur op peil te houden en onderkoeling te voorkomen tijdens de jaren 60 Acquisitieproef van DPI 7 tot DPI 11.
  6. Na voltooiing van de hierboven beschreven experimentele procedures, verdooft u de muizen met pentobarbital (45 mg/kg, i.p.) bij 13 DPI. Perfuseer isotone zoutoplossing transcardiaal, gevolgd door perfusie met 4% paraformaldehyde in fosfaatgebufferde zoutoplossing (pH 7,2). Haal de hersenen op voor conventionele HE-kleuring om grove corticale en hippocampusmorfologische veranderingen te evalueren. Een gedetailleerde beschrijving van het HE-kleuringsprotocol is te vinden in eerdere publicaties 13,15.
  7. Nadat alle experimenten zijn voltooid, euthanaseert u de muis door injectie van een overdosis pentobarbital (≥100 mg/kg, i.p.) als er geen muizenmonsters nodig zijn. Voordat u weefsels oogst of het karkas weggooit, moet u de muis in de gaten houden totdat er gedurende ten minste 60 s geen hartslag is.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Het protocol dat in deze studie wordt beschreven, schetst een methode voor het induceren van rmTBI via een verdund schedelvenster, dat een oplossing biedt voor het hersenletsel veroorzaakt door craniotomievoorbereiding tijdens conventionele percussie-TBI-modellering. Door gebruik te maken van deze aangepaste vloeibare percussieprocedure met het gewijzigde apparaat, werden verbeterde precisie en reproduceerbaarheid van FPI-impact bereikt13. Het gemodificeerde botslichaam heeft de veelzijdigheid om ...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

TBI verwijst naar twee primaire typen, gesloten en penetrerend, waarbij de laatste wordt gekenmerkt door een verstoring van de schedel en dura mater. Klinische gegevens suggereren dat CHI's vaker voorkomen dan penetrerende verwondingen 1,2. Na een enkele milde TBI ervaren de meeste patiënten PCS-symptomen die doorgaans in korte tijd verdwijnen, en er is controverse over het percentage patiënten bij wie PCS zich ontwikkelt tot langdurige gevolgen...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door de Key Social Development Foundation van de gemeente Jinhua (nr. 2020-3-071), het Zhejiang College Student Innovation and Entrepreneurship Training Program (nr: S202310345087, S202310345088) en het Zhejiang Provincial College Students' Science and Technology Innovation Activity Plan Project (2023R404044). De auteurs bedanken Miss Emma Ouyang (eerstejaars student aan de Johns Hopkins University, Bachelor of Science, Baltimore, USA) voor het redigeren van het artikel.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
75% ethanol Shandong XieKang Medical Technology Co., Ltd. 220502
Buprenorfine hydrochlorideTianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., LtdH12020272Solution, Pijnstiller
CarprofenShanghai Guchen Biotechnology Co., Ltd53716-49-7Poeder, Pijnstiller
Chlorhexidine digluconaatShanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd.18472-51-019%-21% waterige oplossing, Antimicrobieel
Tandheelkundig cement en oplosmiddel setShanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.20220405, 3#Poeder hersteld in bijpassend oplosmiddel
DissectiemicroscoopShenzhen RWD Life Science Inc.77019
Erytromycinezalf Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.220412Antibioticum
Vezeloptische koude lichtbronShenzhen RWD Life Science Inc.F-150C
Microboor met platte punt Shenzhen RWD Life Science Inc.HM310082 mm, staal
FPI-apparaat softwareJiaxing Bocom Biotech Inc.Biocom Animal Brain Impactor V1.0
ICR muizenJinhua Laboratory Animal Center  Stock#202309125 Mannelijke muizen, 25-30g, 8 weken oud
IsofluraanShandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd. 2023090501
Isotherm verwarmingskussen Wenzhou Repshop Pet Products Co., Ltd. 
Luer Loc hupOp maat gemaakt met een 19G naaldhub
Micro draagbare schedelboorShenzhen RWD Life Science Inc.78001Max: 38.000rpm
Gemodificeerde FPI-apparaatJiaxing Bocom Biotech Inc.
Morris water doolhofShenzhen RWD Life Science Inc.63031Evalueer ruimtelijk leer- en geheugenvermogen van muizen
Open veldShenzhen RWD Life Science Inc.63008Evalueer locomotie en angst bij muizen
Oftalmisch glijmiddel Suzhou Tianlong Pharmaceutical Co., Ltd. SC230724B
Natriumdiclofenac zalf Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.221207Niet-steroïdale anti-inflammatoire drug
Klein dier anesthesiesysteem-Verbeterd Shenzhen RWD Life Science Inc.R530IP
Smart video-tracking systeemPanlab Harvard Apparatus Inc., MA, USAV3.0Dier tracking en analyse
Stereotactisch frame Shenzhen RWD Life Science Inc.68043
Vetbond weefselkleefmiddel3M, St Paul, MN, USA202402AXNaai het wond van het dier
Y-labyrintShenzhen RWD Life Science Inc.63005Evalueer ruimtelijk werkgeheugen van muizen

Referenties

  1. Jiang, J. Y., et al. Traumatic brain injury in china. Lancet Neurol. 18 (3), 286-295 (2019).
  2. Naumenko, Y., Yuryshinetz, I., Zabenko, Y., Pivneva, T. Mild traumatic brain injury as a pathological process. Heliyon. 9 (7), e18342(2023).
  3. Zhao, Q., Zhang, J., Li, H., Li, H., Xie, F. Models of traumatic brain injury-highlights and drawbacks. Front Neurol. 14, 1151660(2023).
  4. Grant, D. A., et al. Repeat mild traumatic brain injury in adolescent rats increases subsequent β-amyloid pathogenesis. J Neurotrauma. 35 (1), 94-104 (2018).
  5. Clark, A. L., et al. Repetitive mtbi is associated with age-related reductions in cerebral blood flow but not cortical thickness. J Cereb Blood Flow Metab. 41 (2), 431-444 (2021).
  6. Mcallister, T., Mccrea, M. Long-term cognitive and neuropsychiatric consequences of repetitive concussion and head-impact exposure. J Athl Train. 52 (3), 309-317 (2017).
  7. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nat Rev Neurosci. 14 (2), 128-142 (2013).
  8. Pham, L., et al. proteomic alterations following repeated mild traumatic brain injury: Novel insights using a clinically relevant rat model. Neurobiol Dis. 148, 105151(2021).
  9. Fehily, B., Fitzgerald, M. Repeated mild traumatic brain injury: Potential mechanisms of damage. Cell Transplant. 26 (7), 1131-1155 (2017).
  10. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  11. Freeman-Jones, E., Miller, W. H., Work, L. M., Fullerton, J. L. Polypathologies and animal models of traumatic brain injury. Brain Sci. 13 (12), 1709(2023).
  12. Petersen, A., Soderstrom, M., Saha, B., Sharma, P. Animal models of traumatic brain injury: A review of pathophysiology to biomarkers and treatments. Exp Brain Res. 239 (10), 2939-2950 (2021).
  13. Ouyang, W., et al. Modified device for fluid percussion injury in rodents. J Neurosci Res. 96 (8), 1412-1429 (2018).
  14. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).
  15. Liu, Y., Fan, Z., Wang, J., Dong, X., Ouyang, W. Modified mouse model of repeated mild traumatic brain injury through a thinned-skull window and fluid percussion. J Neurosci Res. 101 (10), 1633-1650 (2023).
  16. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  17. Aleem, M., Goswami, N., Kumar, M., Manda, K. Low-pressure fluid percussion minimally adds to the sham craniectomy-induced neurobehavioral changes: Implication for experimental traumatic brain injury model. Exp Neurol. 329, 113290(2020).
  18. Katz, P. S., Molina, P. E. A lateral fluid percussion injury model for studying traumatic brain injury in rats. Methods Mol Biol. 1717, 27-36 (2018).
  19. Xiong, B., et al. Precise cerebral vascular atlas in stereotaxic coordinates of whole mouse brain. Front Neuroanat. 11, 128(2017).
  20. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), 316(2023).
  21. Lipton, M. L., et al. Soccer heading is associated with white matter microstructural and cognitive abnormalities. Radiology. 268 (3), 850-857 (2013).
  22. Rubin, T. G., et al. Mri-defined white matter microstructural alteration associated with soccer heading is more extensive in women than men. Radiology. 289 (2), 478-486 (2018).
  23. Mcinnes, K., Friesen, C. L., Mackenzie, D. E., Westwood, D. A., Boe, S. G. Mild traumatic brain injury (mtbi) and chronic cognitive impairment: A scoping review. PLoS One. 12 (4), e0174847(2017).
  24. Marschner, L., et al. Single mild traumatic brain injury results in transiently impaired spatial long-term memory and altered search strategies. Behav Brain Res. 365, 222-230 (2019).
  25. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  26. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: A systematic review. J Athl Train. 55 (2), 132-158 (2020).
  27. Fidan, E., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in the developing brain: Effects on long-term functional outcome and neuropathology. J Neurotrauma. 33 (7), 641-651 (2016).
  28. Nguyen, T., et al. Repeated closed-head mild traumatic brain injury-induced inflammation is associated with nociceptive sensitization. J Neuroinflammation. 20 (1), 196(2023).
  29. Ren, H., et al. Enriched endogenous omega-3 fatty acids in mice ameliorate parenchymal cell death after traumatic brain injury. Mol Neurobiol. 54 (5), 3317-3326 (2017).
  30. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. J Bone Miner Res. 31 (2), 299-307 (2016).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Erratum


Formal Correction: Erratum: Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion
Posted by JoVE Editors on 6/04/2025. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/66440

Meer artikelen verkennen

Repetitief hersenletselmuismodel voor TBIvloeistofpercussieletselgesloten hoofdletselneuropathologische mechanismengedragsanalysehistologische analysehematoxyline-eosin kleuring
Gemodificeerd muismodel van repetitief mild traumatisch hersenletsel met een verdund schedelvenster en vloeibare percussie
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.